Summary
Transkraniell likestrøm stimulering (tDCS) er en terapeutisk teknikk foreslått å behandle psykiske lidelser. En dyremodell er avgjørende for å forstå de spesifikke biologiske endringene fremkalt av tDCS. Denne protokollen beskriver en tDCS musemodell som bruker en kronisk implantert elektrode.
Abstract
Transkraniell likestrøm stimulering (tDCS) er en ikke-invasiv neuromodulation teknikk foreslått som et alternativ og komplementær behandling for flere nevropsykiatriske sykdommer. De biologiske virkningene av tDCS er ikke fullt ut forstått, som delvis forklares på grunn av vanskelighetene med å få hjernevev. Denne protokollen beskriver en tDCS musemodell som bruker en kronisk implantert elektrode slik at studiet av langvarig biologiske effekter av tDCS. I denne eksperimentelle modellen tDCS endringer i kortikale genuttrykk og tilbyr en fremtredende bidrag til forståelsen av begrunnelsen for terapeutisk bruk.
Introduction
Transkraniell likestrøm stimulering (tDCS) er en ikke-invasiv, lave kostnader, terapeutiske teknikk, som fokuserer på neuronal modulering ved hjelp av lav intensitet kontinuerlig strøm1. Det finnes to oppsett (anodal og cathodal) for tDCS. Mens anodal stimulering utøver en gjeldende elektrisk felt for svak til å utløse handling potensialene, har elektrofysiologi studier vist at denne metoden produserer endringer i synaptiske plastisitet2. For eksempel viser bevis at tDCS induserer potensiering (LTP) langtidseffekter som økt peak amplituden til eksitatoriske postsynaptic potensialer3,4 og modulering av kortikale excitability5.
Derimot induserer cathodal stimulering hemming, noe som resulterer i membran hyperpolarization6. En hypotese for denne mekanismen er basert på fysiologiske funnene der tDCS er beskrevet for å modulere handling potensial hyppighet og varighet i neuronal kroppen3. Spesielt denne effekten ikke direkte fremkalle handling potensialene, selv om det kan skifte depolarization terskelen og lette eller hemme neuronal avfyring7. Dette kontrast effekter har vært tidligere vist. For eksempel produsert anodal og cathodal stimulering motstridende effekter i betinget respons registrert via Elektromyografi aktivitet i kaniner8. Men har studier også vist at lengre anodal stimulering økter kan redusere excitability mens økende cathodal strømmer kan føre til oppstemthet, presenterer selv kontrasterende effekter3.
Både anodal og cathodal stimuli samlet bruk av elektroden. For eksempel i anodal stimulering, "aktiv" eller "anode" er elektrode plassert over hjernen regionen må modulated mens "referanse" eller "katoden" elektroden ligger over et område hvor effekten av gjeldende antas for å være ubetydelig9. I cathodal stimulering, er elektrode kassering invertert. Stimulering intensiteten for effektiv tDCS avhenger av gjeldende intensiteten og elektroden dimensjoner som påvirker elektriske feltet annerledes10. I mest publiserte studier, gjennomsnittlig gjeldende intensiteten er mellom 0.10 til 2.0 mA og 0,1 mA 0,8 mA for menneske og mus, henholdsvis6,11. Selv om elektroden størrelsen på 35 cm2 brukes vanligvis i mennesker, det er ingen riktig forståelse om elektroden dimensjoner for gnagere og en mer grundig undersøkelse er nødvendig6.
tDCS har blitt foreslått i kliniske studier med forsøket på å tilby en alternativ og komplementær behandling for flere nevrologiske og nevropsykiatriske lidelser11 som epilepsi12, bipolar lidelse13, slag5 , store depresjonen14, Alzheimers15, multippel sklerose16 og Parkinsons17. Til tross for økende interesse tDCS og dens bruk i kliniske studier, detaljert mobilnettet og molekylære evoked omleggingene inne hjernevev, kort og varige effekter, samt atferdsmessige resultater, er ennå å bli mer dypt undersøkt18, 19. siden en direkte menneskelige tilnærming til å studere grundig tDCS ikke er levedyktig, bruk av en tDCS dyremodell kan tilby verdifull innsikt i mobilnettet og molekylære hendelsene underliggende terapeutiske mekanismer for tDCS på grunn av tilgjengelighet til den dyrets hjernevev.
Tilgjengelige bevis er begrenset om tDCS modeller i mus. De fleste av de rapporterte modellene brukt ulike implanting oppsett, elektrode dimensjoner og materialer. For eksempel Winkler et al. (2017) implantert hodet elektroden (Ag/AgCl, 4 mm i diameter) fylt med saltvann og fast det til kraniet med akryl sement og skruer20. Forskjellig fra vår tilnærming, deres bryst elektrode var implantert (platina, 20 x 1,5 mm). Nasehi et al. (2017) brukt en prosedyre ligner vår, men thorax elektroden ble laget av saline-gjennomvåt svamp (karbon fylt, 9,5 cm2)21. En annen studie implantert begge elektrodene i dyr hodet, som ble oppnådd ved hjelp av fast plater og dekker dyrets hode med en hydrogel dirigent22. Her beskriver vi en tDCS musemodell som bruker en kronisk implantert elektrode gjennom enkel kirurgiske prosedyrer og tDCS setup (figur 1).
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Individuelt huses mannlig voksen (8-12 uker) C57BL/6 mus ble brukt i dette eksperimentet. Dyr fikk lated bekymre før, under og etter eksperimentelle prosedyrer med mat og vann ad lib. Alle prosedyrer ble godkjent av dyreetikk fra Federal University i Minas Gerais (protokollen nummer 59/2014).
1. elektrodeplassering
-
Sedating og fixating dyret på stereotaxic apparatet
- Sterilisere alle nødvendige Kirurgiske instrumenter.
Merk. Kirurgiske instrumenter ble sterilisert i 3 minutter på 440 ° C. Bomull vattpinner var autoklaveres på 20 psi (pounds per kvadrattomme) ved 121 ° C i 20 min. - Justere termisk plattform kontrolleren til 37 ° C.
- Veie dyret og beregne riktige dosen for anestesi induksjon. Bruk en blanding av ketamin og xylazine på en dose av 100 mg/kg ketamin og 8 mg/kg xylazine, gitt intraperitoneally (p, 31 G). Dyret skal sovner innen 2 til 3 min.
- Bruk en elektrisk barbermaskin eller barberhøvel barbere ned kirurgiske området.
- Sted dyret på stereotaxic apparatet over den forvarmes oppvarming plate.
- Hold at dyret og inn hver av dyrets ører å fastsette den stereotaxic plattformen tips øret barer.
- Kontroller det er ingen lateral hodet skiftende og lite vertikal bevegelse etter av langsomt skiftende dyrets hodet posisjonering.
- Forsiktig skyve anestesi masken over musen er nesen og fastsette den på plass ved å stramme skruen.
- Angi isoflurane til 1% med 1,0 L/min O2.
- Bruke øye ointment dyrets øyne å hindre hornhinnen tørking under operasjonen.
- Sterilisere alle nødvendige Kirurgiske instrumenter.
-
Feste implantatet til at dyret
- Bruk av bomull vattpinner for å forberede kirurgiske området med tre vekslende scrubs povidon-jod (eller 2% chlorhexidine) og 70% etanol.
- Bruk et par pinsett anestesi dybde ved lett klemme dyrets tær og kontrollere tap av dyrets pedal uttak (toe knip) refleks.
- Lage et snitt ca 3 mm bakenfor dyrets øret linje og slutte øye på linje. Webområdet snitt må ca 1 cm i lengde til å motta implantatet.
- Forsiktig skrape kraniet med bein skraper å forbedre lim og sement etterlevelse. Gjøre dette lyset hånd å opprette mikro riper.
- Plasser kirurgisk kroker på løs huden å opprettholde en åpen kirurgiske feltet og fri for hindringer som hud og pels.
- Bruk en steril bomull swab tørke dyrets hodebunnen.
- Bruk dissecting mikroskop visualisere toppen av dyrets kraniet.
- Feste en nål til stereotaxic abonnenten og Finn bregma. Plasser nålen direkte over dyrets hodet litt røre i bregma.
- Null ut alle koordinater på digital tracer og deretter heve nålen.
- Fastsette tDCS implantatet på stereotaxic innehaver. Plasser implantatet dyrets hodet og senk den sakte på regionen rundt ved hjelp av riktig stereotaxic koordinatene.
- Bruk en nål for å spre 1 dråpe (ca 35 μL) av superlim til implantatets base.
- Sakte flytte abonnenten nedover til det berører skallen. Pass på at protesen basen er helt i kontakt med overflaten.
- Forberede kirurgisk sement i henhold til produsentens instruksjoner.
- Etter nøyaktig posisjonering, bruke 3 tynn, med lag av sement i kraniet og på den nedre delen av implantatet. Bruke drop per slipp ved hjelp av et program pensel. Lag må danne en bakke-formet struktur for ytterligere strukturell støtte av implant.
- La til implantatet skruen tråden feilfri av sement tillate en glatt, uhindret tilkobling.
- Lar hvert lag tørke i ca 4 minutter.
- Når tørr, forsiktig fjerne abonnenten til det er helt løsrevet fra implantatet. Alltid Vær svært forsiktig når du håndterer implantatet, siden det kan være et uhell Hentet fra dyr skallen.
-
Etterbehandling kirurgi og post-kirurgisk behandling
- Hydrat dyrets hud i snitt området med saltholdig-gjennomvåt bomullspinne.
- Belegge huden over bunnen av tDCS implantatet.
- Bruke et par pinsett å samle vev og stenger incision med en dråpe kirurgisk vev lim per 0,2 cm av vev.
- Infiltrere 1-2% lidocaine i snitt området og underliggende vev.
- Hydrat musen med 500 µL av laktat Ringer i løsningen subcutaneously.
- Plass musen i forvarmes (37 ° C) rene, enkelt plassert bur.
- Sette en liten skål med våt næringen pellets i buret for enkel tilgang til mat i følgende åpningstider.
- Registrere dyr etter kroppsvekt.
- Gi den dyr ketoprofen (5 mg/kg) subcutaneously etter operasjonen og på de neste 2 dagene.
- Overvåke utvinning av dyret tett i minst 1 uke. Vurdere alle kvittere av smerte, som piloerection, mangel på grooming, redusert bevegelse, såret avlysning og betennelse i kirurgiske området.
2. tDCS oppsett og stimulering
-
tDCS Setup (se figur 2)
Merk. Kontroller at tDCS stimulator er fulladet.- Knytte anoden og katoden kablene til tDCS stimulator og gjøre dem tilgjengelige nær stimulering. Fest pin-type elektroden stereotaxic innehaver.
- Angi termisk plattformen til 37 ° C.
- Slå på oksygen flowmeter på innånding anestesi systemet 1 L/min.
- Plass musen i anestesi induksjon kammeret.
- Slå på isoflurane vaporizer 3%. Tillate dyr å gjennomgå isoflurane effekter for 4 min.
- Mens dyr er i induksjon kammeret, bruke sterile sprøyter for å fylle kroppen elektroden med 0,9% saltvann.
- Fjern dyret fra induksjon kammeret og plasser brystet over kroppen elektroden.
- Forsiktig skyve anestesi masken over musen er nesen og fastsette den på plass. Lavere isoflurane utdata til 1,5%.
- Fyll implantatet og pin-type elektroden med saltvann og nøye feste dem.
- Justere stimulering tid og gjeldende intensitet.
- Kontroller kontakt kvaliteten på tDCS stimulator. Optimalt kontaktpunkt går fra 7 til 10 på en skala 1-10.
-
Stimulering
- Starte stimulering.
- Observere den gjeldende ramping på 30 s til den valgte verdien og opprettholde seg selv jevn for tidsrom, da, på slutten av økten gradvis ned igjen.
- Aktivere humbug knappen for kontroll mus.
- Observere den gjeldende ramping på 30 s til den valgte verdien og deretter ned til 1 for resten av stimulering perioden med en siste rampe til den valgte verdien på slutten med en påfølgende rampe ned.
- Når stimulering økten er ferdig, nøye overføre dyret til en forvarmes (37 ° C) bur for 10 min.
Merk. Dyr begynner å vekke etter 3 minutter. - Deaktivere innånding anestesi systemet.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Kirurgisk protokollen presentert langsiktig implantat stabilitet for minst en måned, med ingen inflammatorisk signaler på webområdet stimulert eller alle andre uønskede effekter. Alle dyrene overlevde kirurgisk prosedyre og tDCS økter (n = 8). I dette eksperimentet, ble tDCS implantater plassert over M1 og M2 halvdelene (+1.0 mm anterior-posterior og 0.0 mm lateral til bregma). En uke senere, tDCS (n = 3-4) og humbug (n = 3) mus var stimulert i fem påfølgende dager under 10 min på 0,35 mA. Kontakt (CQ) verdier ble registrert for å vurdere implantat levedyktighet og ble ikke funnet noen betydelige forskjeller mellom under en 5 dagers stimulering prosedyre (figur 3A). Ved å bruke denne dyremodell, stimulering suksess kan avgjøres gjennom evalueringen av gene expression nivåer for hjerne-avledet nevrotropisk faktor (BDNF) og glial fibrillary Sure protein (GFAP). Både BDNF og GFAP presentert betydelig høyere mRNA nivåer i cortex området under implantatet sammenlignet med gruppen humbug. Effekten av tDCS på genuttrykk synes å være begrenset til bestemte gener siden uttrykket aktivitet regulert cytoskeleton-assosiert protein (ARC), og synapsin 1 (SYN1) gener ikke ble endret (figur 3B).
Figur 1 . Eksperimentell trinnene implantat kirurgi og stimulering. En skjematisk flytskjema trinnene gjennom tDCS implantatet plassering, tDCS oppsett og stimulering prosedyren. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.
Figur 2 . tDCS oppsett. En overlegen bildet tilsvarer aschematic av den tDCS gjeldende stimulator (A), som inneholder en visning for gjeldende intensitet og stimulering varighet (B), en CQ skjermskalering (C) fra 1 til 10 og sanne skjermen (D). TDCS stimulator har også å aktivere humbug stimulering (E), å starte stimulering (F), og avbryte protokollen (G). De to håndskruene brukes når gjeldende intensitet (H) og stimulering varighet (I). Av/på-bryteren er plassert på baksiden (J). To kvinnelige insertable innganger benyttes for elektrode kablene (K, negative Polen) (L, positive Polen). Høyre dårligere bilde showsthe dyr oppsettet med hodet elektroden laget av Ag/AgCl (O) og kroppen elektroden laget av forniklet messing (M) sett og deres respektive dimensjonene. En automatisk justert termisk plattform (N) dyrets varmen, og isoflurane blandet med 100% oksygen (P) angis gjennom stereotaxic gass maske (Q). Rammemargen (R) viser plasseringen av anoden i forhold til kortikale motor regionene M1 og M2 (S). TDCS headstage består av en implanterbare holder (T) fylt med saltvann (0,9% NaCl) (U) som er lukket med en pin-type elektrode (V) knyttet til plasthetten (W). De respektive dimensjonene er avbildet i millimeter (D = diameter, H = høyde, ID = interne diameter). Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.
Figur 3 . Kontakt kvalitet og gene expression endringer fremkalt av tDCS. (A) ingen statistisk forskjeller ble observert for kontakt kvalitet (CQ) mellom gruppene. Toveis repeterte målinger ANOVA, behandling mot dag samspill (F4,30 = 0.552, P = 0.698), behandling faktor (F4,30 = 0.349, P = 0.810), dagen faktor (F1.30 = 0.157, P = 0.694). (B) kvantitative polymerase kjedereaksjon genuttrykk data for BDNF (hjerne-avledet nevrotropisk faktor)GFAP (glial fibrillary Sure protein)ARC (aktivitet regulert cytoskeleton-assosiert protein) og SYN1 (synapsin 1). mRNA nivåer av begge BDNF (p = 0.0081) og GFAP (p = 0.0108) økte mens ingen endring ble oppdaget for bue (p = 0.0760) og SYN1 (p = 0.508), ifølge D'Agostino-Pearson normalitet test etterfulgt av kortet parametrisk Student t-test. Fold endringer ble beregnet med metoden for 2- ΔΔCQ i forhold til RPL13A genet. I alle diagrammer, tDCS er magenta og humbug gruppen er grønn; n = 3-4/gruppe. Data uttrykkes som mener og ± S.E.M. feilfelt. født = nonsignificant, p ≤ 0.05*, p ≤ 0.01* *. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
De siste årene, har neurostimulation teknikker vært inn klinisk praksis som en lovende prosedyre for å behandle nevropsykiatriske lidelser23. For å redusere begrensning pålagt av mangel på kunnskap om mekanismer av neurostimulation, presenterte vi her en tDCS musemodell bærer en elektrode som kan målrette områder av hjernen. Siden elektroden er kronisk implanterbare, kan denne dyremodell etterforskningen av langvarig biologiske effekter fremkalt av tDCS (for minst 1 måned) i komplekse stimulering mønstre. Beskrevet tDCS dyr modellen presenterer høy implantat toleranse og liten sjanse for infeksjon hvis gjort riktig. Samlet er kirurgi trinnene å plassere protesen for rask og enkel gjennomføring (30 min/dyr). En ekstra fordel av denne tDCS modellen er at det er mulig å spore elektrode kontakt kvaliteten og faktiske gjeldende stimulering verdier.
Det hovedavdeling ulempen av denne dyr modellen er riktig implantat fiksering på musen er kraniet. Under kirurgi er det viktig å begrense dyr hodet på en måte som ikke lateral hode skiftende er mulig (hodet vil bare flytte loddrett). Dette vil sikre at dyrets hodebunnen er helt på linje med implantatets base, slik at riktig fiksering dental sement og høyere presisjon i modulerende tiltenkte målet. Det er viktig å gjøre innsnitt store nok til å motta implantatet. En større kutt kan være nødvendig for noen tDCS implantater. Bruker to til fire kirurgisk kroker laget av sprøyte nåler vil øke sementerte området. Men unngå å plassere kroker for nær dyrets øynene å fjerne enhver mulighet for lesjoner. Mens forsiktig skrape hodebunnen vil forbedre vedheft av super-lim og sement på kraniet, kan alle gjenværende partikler hindre god implantat etterlevelse. Videre, når dental sement, forberede det første laget med viskositet, som unngår sement kjøre ned dyrets skallen. Hvert sement lag må kunne tørke i minst 4 min fordi bruke sement over våt lag vil forsinke til herding av de nedre lagene og kan føre til implantatet SKIFT eller selv ned. Fra erfaring, må det være mer enn 3 lag sement rundt implantatet å unngå obstruksjon av skruen tråden. For både limet og sement, sørg for å opprettholde programmet begrenset til implantatets base. Unngå at rester å spre innen implantatet, som vil redusere overflaten ledningsevne og lavere tDCS effektene.
Implanterbare elektroden brukes i denne prosedyren var ikke fremstille huset men kjøpt fra en medisinsk forskningsselskap spesialisert på produksjon neuromodulation enheter. Implantatene er laget av polypropylen med 9 mm høyde og en ytre og indre diameter av 5.7 mm og 3,5, henholdsvis. Det kan holde et saltholdig totalvolum på 80 µL. Den bedre delen av implantatet er forberedt med en skrue tråd motta en pin-type elektrodeholderen. Den pin-type elektrodeholderen ytre kroppen er også laget av polypropylen måler 4 mm høy med en 5,3 mm ytre diameter og 3.75 mm indre diameter. Elektroden pin er laget av Ag/AgCl, en inert materiale på grunn av ikke-oppløsning egenskapene (figur 2). Siden hvor implantat er en kritisk faktor for effektiv tDCS, er det viktig å velge en riktig elektroden størrelse i henhold til region av interesse. Implantatet brukt i denne dyr modellen har et areal på 9.61 cm2, sprer det elektriske feltet over en 1.75 mm radius fra den tiltenkte hjerne koordinaten som resulterer i en 36,3967 μA/cm2 nåværende tetthet. Muligens var tDCS stimulans i denne protokollen hovedsakelig rettet mot de M1 og M2 halvdelene.
Vanligvis avhenger elektrode konfigurasjonen tiltenkte eksitatoriske eller hemmende stimulering effekten (anodal mot cathodal). Selv om strøm vil alltid strømme ut av anoden i retning av katoden, kan ved å plassere elektroden invertert terminal posisjoner forskjellige elektrofysiologi effekter. For eksempel når ioner flyte fra katoden i retning av anoden er prosedyren vanligvis definert som en cathodal stimulering24. I dette eksperimentet utført vi anodal stimulering der anoden ble plassert over M1/M2 halvdelene og katoden ble lagt ned på dyrets thorax. Dermed i våre tDCS oppsett, er det forventet at stimulering produserer eksitatoriske potensialer25. TDCS effekten kan også være regulert gjennom endringene i gjeldende intensitet og varighet. De fleste studiene i Red har brukt strøm varierer fra 0,2 til 1.0 mA. tDCS strøm er forventet å generere konsentrert varme reiser gjennom elektroden. Direkte kontakt av tDCS elektroden til at dyret må unngås. Bruk av gjennomfører medier strekker avstanden mellom elektroden og kraniet og hindrer de skadelige effektene av lokale kjemiske reaksjoner på biologisk vev. Det er mulig at en høy ioniske konsentrasjon i flytende oppførsel medier kan føre gass dannes og bobler resulterte fra elektrolyse23,24. Men dette er usannsynlig å ha skjedd i vår tDCS modell siden isotonisk saltvannsoppløsning og lav gjeldende levering kan redusere sjansen for slike komplikasjoner24. Likevel kan andre gjennomfører medier også brukes med lignende effektivitet, som gelatin og kremen-lignende dirigenter24.
Når du velger tDCS stimulator, er det viktig å vurdere fleksibel-konfigurasjon. For denne protokollen, vi brukte en stimulator drevet av to 9 V alkaliske batterier, som gjør en forventet varighet på 1 h av stimulering på 0,35 mA. Denne stimulator besitter et 0,02 til 1 mA gjeldende område med 10 µA oppløsning, ideelt for gnager stimulering. Det er viktig at tDCS stimulator er utstyrt med et faktisk gjeldende indikator og kontakt kvalitet (CQ) feedback system å bekrefte optimal stimulering forhold. Den gjeldende indikatoren sikrer når programmert stimulering intensiteten oppfylles. I denne tDCS modellen er den vanligste faktoren for feil gjeldende bobler i saltvann. Dette problemet kan angis med CQ feedback system, som måler kontakt av begge elektrodene gjennom gjennomfører medium og dyrets kroppen. TDCS stimulator brukt gjennom dette eksperimentet viser CQ (SMARTscan) verdier varierer fra 1 til 10 i ledet skala. Denne skalaen er basert på spenning verdier som kan antyde motstand i henhold til Ohms lov. Ledet 1 angir lite eller atypisk lav motstand, ledet 2 angir åpen krets og ledet 3 til 10 angir dårlig til optimal kvalitet (figur 2-vare C). CQ ble registrert daglig for både tDCS og humbug grupper å bekrefte elektrode levedyktighet. Det er bemerkelsesverdig at CQ gjennomsnittsverdien i stimulering økten var høyere enn 7, betyr at ønsket strøm blir levert. Total, ingen statistisk forskjeller ble observert i CQ blant gruppene eller dag stimulering (figur 3A). Videre validere vår tDCS modell, utført vi kvantitative polymerase kjedereaksjoner (qPCR) for å undersøke om fem tDCS økter (10 min, 350 μA) endre kortikale genuttrykk. Vi fant at mRNA nivåer av BDNF og GFAP økte i M1/M2 cortex tDCS grupper, i forhold til falsk mus (figur 3B). Disse resultatene er konsistente med andre studier19,25.
Neurostimulation studier i forsøksdyr kan gi ny innsikt om hjernen mekanismer relevans til nevropsykiatriske lidelser. Avhengig av eksperimentelle konfigurasjonen, kan tDCS samlingen i denne dyremodell også kombineres med en eksisterende optogenetic eller elektrofysiologi headstage å produsere et oppsett for samtidig opptak og stimulering, sammen med en rekke hjernen eksempel eksperimenter. Disse vil være utfordrende for å utføre hos mennesker. Derfor gir muligheten til å sette inn fleksibel tillegg til den tiden rapporterte dyr tDCS en fremtredende bidrag for forståelsen av den nevrale trekker tDCS og begrunnelsen for terapeutisk bruk.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Ingen
Acknowledgments
Vi takker Mr. Rodrigo de Souza for hjelp til å opprettholde musen kolonier. L.A.V.M er KAPPER postdoktor. Dette arbeidet ble støttet av grant PRONEX (FAPEMIG: APQ-00476-14).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| BD Ultra-Fine 50U Syringe | BD | 10033430026 | For intraperitonially injection. |
| Shaver (Philips Multigroom) | Philips (Brazil) | QG3340/16 | For surgical site trimming. |
| Surgical Equipment | |||
| Model 940 Small Animal Stereotaxic Instrument with Digital Display Console | KOPF | 940 | For animal surgical restriction and positioning. |
| Model 922 Non-Rupture 60 Degree Tip Ear Bars | KOPF | 922 | For animal surgical restriction and positioning. |
| Cannula Holder | KOPF | 1766-AP | For implant positioning. |
| Precision Stereo Zoom Binocular Microscope (III) on Boom Stand | WPI | PZMIII-BS | For bregma localization and implant positioning. |
| Temperature Control System Model | KOPF | TCAT-2LV | For animal thermal control. |
| Cold Light Source | WPI | WA-12633 | For focal brightness |
| Tabletop Laboratory Animal Anesthesia System with Scavenging | VetEquip | 901820 | For isoflurane delivery and safety. |
| VaporGuard Activated Charcoal Adsorption Filter | VetEquip | 931401 | Delivery system safety measures. |
| Model 923-B Mouse Gas Anesthesia Head Holder | KOPF | 923-B | For animal restriction and O2 and isoflurane delivery. |
| Oxygen regulator, E-cylinder | VetEquip | 901305 | For O2 regulation and delivery. |
| Oxygen hose – green | VetEquip | 931503 | For O2 and isoflurane delivery. |
| Infrared Sterilizer 800 ºC | Marconi | MA1201 | For instrument sterilization. |
| Surgical Instruments | |||
| Fine Scissors - ToughCut | Fine Science Tools | 14058-11 | For incision. |
| Surgical Hooks | INJEX | 1636 | In House Fabricated - Used to clear the surgical site from skin and fur. |
| Standard Tweezers or Forceps | - | - | For skin grasping. |
| Surgical Consumables | |||
| Vetbond | 3M | SC-361931 | For incision closing. |
| Cement and Catalyzer KIT (Duralay) | Reliance | 2OZ | For implant fixation. |
| Sterile Cotton Swabs (Autoclaved) | JnJ | 75U | For surgical site antisepsis. |
| 24 Well Plate (Tissue Culture Plate) | SARSTEDT | 831,836 | For cement preparation. |
| Application Brush | parkell | S286 | For cement mixing and application. |
| Pharmaceutics | |||
| Xylazin (ANASEDAN 2%) | Ceva Pharmaceutical (Brazil) | P10160 | For anesthesia induction. |
| Ketamine (DOPALEN 10%) | Ceva Pharmaceutical (Brazil) | P30101 | For anesthesia induction. |
| Isoflurane (100%) | Cristália (Brazil) | 100ML | For anesthesia maintenance. |
| Lidocaine (XYLESTESIN 5%) | Cristal Pharma | - | For post-surgical care. |
| Ketoprofen (PROFENID 100 mg) | Sanofi Aventis | 20ML | For post-surgical care. |
| Ringer's Lactate Solution | SANOBIOL LAB | 7898153652145 | For post-surgical care. |
| TobraDex (Dexamethasone 1 mg/g) | Alcon | 631 | For eye lubrification and protection. |
| Stimulation | |||
| Animal Transcranial Stimulator | Soterix Medical | 2100 | For current generation. |
| Pin-type electrode Holder (Cylindrical Holder Base) | Soterix Medical | 2100 | Electrode support (Implant). |
| Pin-type electrode (Ag/AgCl) | Soterix Medical | 2100 | For current delivery (electrode). |
| Pin-type electrode cap | Soterix Medical | 2100 | For implant protection. |
| Body Electrode (Ag/AgCl Coated) | Soterix Medical | 2100 | For current delivery (electrode). |
| Saline Solution (0.9%) | FarmaX | 7896902206441 | Conducting medium for current delivery. |
| Standard Tweezers or Forceps | - | - | For tDCS setup. |
| Real Time Polymerase Chain Reaction | |||
| BioRad CFX96 Real Time System | BioRad | C1000 | For qPCR |
| SsoAdvancedTM Universal SYBR Green Supermix (5 X 1mL) | BioRad | 1725271 | For qPCR |
| Hard Shell PCR Plates PCT COM 50 p/ CFX96 | BioRad | HSP9601 | For qPCR |
| Microseal "B" seal pct c/ 100 | BioRad | MSB1001 | For qPCR |
References
- Filmer, H. L., Dux, P. E., Mattingley, J. B. Applications of transcranial direct current stimulation for understanding brain function. Trends in Neurosciences. 37 (12), 742-753 (2014).
- Nitsche, M. A., Paulus, W. Sustained excitability elevations induced by transcranial DC motor cortex stimulation in humans. Neurology. 57 (10), 1899-1901 (2001).
- Kronberg, G., Bridi, M., Abel, T., Bikson, M., Parra, L. C. Direct Current Stimulation Modulates LTP and LTD: Activity Dependence and Dendritic Effects. Brain Stimulation. 10 (1), 51-58 (2017).
- Pelletier, S. J., Cicchetti, F. Cellular and Molecular Mechanisms of Action of Transcranial Direct Current Stimulation: Evidence from In Vitro and In Vivo Models. International Journal of Neuropsychopharmacology. 18 (2), pyu047 (2015).
- Chang, M. C., Kim, D. Y., Park, D. H. Enhancement of cortical excitability and lower limb motor function in patients with stroke by transcranial direct current stimulation. Brain Stimulation. 8 (3), 561-566 (2015).
- Lefaucheur, J. P., et al. Evidence-based guidelines on the therapeutic use of transcranial direct current stimulation (tDCS). Clinical Neurophysiology. 128 (1), 56-92 (2017).
- Monai, H., et al. Calcium imaging reveals glial involvement in transcranial direct current stimulation-induced plasticity in mouse brain. Nature Communications. 7, 11100 (2016).
- Marquez-Ruiz, J., et al. Transcranial direct-current stimulation modulates synaptic mechanisms involved in associative learning in behaving rabbits. Proc. Natl. Acad. Sci. 109, 6710-6715 (2012).
- Jackson, M. P., et al. Animal models of transcranial direct current stimulation: Methods and mechanisms. Clinical Neurophysiology. 127 (11), 3425-3454 (2016).
- Cambiaghi, M., et al. Brain transcranial direct current stimulation modulates motor excitability in mice. The European journal of neuroscience. 31 (4), 704-709 (2010).
- Monte-Silva, K., et al. Induction of late LTP-like plasticity in the human motor cortex by repeated non-invasive brain stimulation. Brain Stimulation. 6 (3), 424-432 (2013).
- San-Juan, D., et al. Transcranial Direct Current Stimulation in Mesial Temporal Lobe Epilepsy and Hippocampal Sclerosis. Brain Stimulation. 10 (1), 28-35 (2017).
- Brunoni, A. R., et al. Transcranial direct current stimulation (tDCS) in unipolar vs. bipolar depressive disorder. Progress in Neuro-Psychopharmacology and Biological Psychiatry. 35 (1), 96-101 (2011).
- Brunoni, A. R., et al. Trial of Electrical Direct-Current Therapy versus Escitalopram for Depression. New England Journal of Medicine. 376 (26), 2523-2533 (2017).
- Boggio, P. S., et al. Prolonged visual memory enhancement after direct current stimulation in Alzheimer's disease. Brain Stimulation. 5 (3), 223-230 (2012).
- Cosentino, G., et al. Anodal tDCS of the swallowing motor cortex for treatment of dysphagia in multiple sclerosis: a pilot open-label study. Neurological Sciences. , 7-9 (2018).
- Kaski, D., Dominguez, R. O., Allum, J. H., Islam, A. F., Bronstein, A. M. Combining physical training with transcranial direct current stimulation to improve gait in Parkinson's disease: A pilot randomized controlled study. Clinical Rehabilitation. 28 (11), 1115-1124 (2014).
- Monai, H., et al. Calcium imaging reveals glial involvement in transcranial direct current stimulation-induced plasticity in mouse brain. Nature Communications. 7, 11100 (2016).
- Fritsch, B., et al. Direct current stimulation promotes BDNF-dependent synaptic plasticity: potential implications for motor learning. Neuron. 66 (2), 198-204 (2010).
- Winkler, C., et al. Sensory and Motor Systems Anodal Transcranial Direct Current Stimulation Enhances Survival and Integration of Dopaminergic Cell Transplants in a Rat Parkinson Model. New Research. 4 (5), 17-63 (2017).
- Nasehi, M., Khani-Abyaneh, M., Ebrahimi-Ghiri, M., Zarrindast, M. R. The effect of left frontal transcranial direct-current stimulation on propranolol-induced fear memory acquisition and consolidation deficits. Behavioural Brain Research. 331 (May), 76-83 (2017).
- Souza, A., et al. Neurobiological mechanisms of antiallodynic effect of transcranial direct current stimulation (tDCS) in a mice model of neuropathic pain. Brain Research. 1682 (14-23), (2018).
- Woods, A. J., et al. A technical guide to tDCS, and related non-invasive brain stimulation tools. Clinical Neurophysiology. 127 (2), 1031-1048 (2016).
- Cogan, S. F., et al. Tissue damage thresholds during therapeutic electrical stimulation. Journal of Neural Engineering. 13, 2 (2017).
- Podda, M. V., et al. Anodal transcranial direct current stimulation boosts synaptic plasticity and memory in mice via epigenetic regulation of Bdnf expression. Scientific reports. 6 (October 2015), 22180 (2015).
