Summary
Estimulação transcraniana de corrente contínua (tDCS) é uma técnica terapêutica proposta para tratar doenças psiquiátricas. Um modelo animal é essencial para entender as alterações biológicas específicas evocadas por tDCS. Este protocolo descreve um modelo do rato tDCS que utiliza um eletrodo implantado cronicamente.
Abstract
Estimulação transcraniana de corrente contínua (tDCS) é uma técnica de neuromodulação não-invasiva, proposta como um tratamento alternativo ou complementar para várias doenças neuropsiquiátricas. Os efeitos biológicos das tDCS não são totalmente compreendidos, que em parte é explicado devido à dificuldade na obtenção de tecido do cérebro humano. Este protocolo descreve um modelo do rato tDCS que utiliza um eletrodo implantado cronicamente permitindo o estudo dos efeitos biológicos duradouro das tDCS. Neste modelo experimental, tDCS altera a expressão do gene cortical e oferece uma contribuição proeminente para o entendimento da justificativa para seu uso terapêutico.
Introduction
Estimulação transcraniana de corrente contínua (tDCS) é uma técnica não-invasiva, de baixo custo, terapêutica, que se centra na modulação neuronal através do uso de correntes contínuas de baixa intensidade1. Atualmente existem duas configurações (anodal e cathodal da) para tDCS. Enquanto que a estimulação anodal exerce um campo elétrico atual fraco demais para desencadear potenciais de ação, eletrofisiologia estudos têm demonstrado que este método produz alterações na plasticidade sináptica2. Por exemplo, a evidência mostra que tDCS induz os efeitos a longo prazo (LTP) de potenciação como pico maior amplitude dos potenciais pós-sinápticos excitatórios3,4 e modulação da excitabilidade cortical5.
Por outro lado, cathodal da estimulação induz a inibição, resultando em hiperpolarização de membrana6. Uma hipótese para este mecanismo é baseada nas observações fisiológicas onde tDCS é descrita para modular a frequência do potencial de ação e duração no corpo neuronal3. Notavelmente, este efeito não diretamente evocar potenciais de ação, que pode deslocar o limiar de despolarização e facilitar ou dificultar o disparo neuronal7. Estes efeitos de contraste tenham sido demonstradas anteriormente. Por exemplo, estimulação anodal e cathodal da produziu efeitos opostos em respostas condicionados registradas através de eletromiografia atividade em coelhos8. No entanto, estudos mostraram também que sessões de estimulação anodal prolongada podem diminuir a excitabilidade enquanto crescente cathodal da correntes pode levar a excitabilidade, apresentando auto contraste efeitos3.
Estímulos anodal e cathodal da agregam o uso de pares de eletrodo. Por exemplo, na estimulação anodal, "ativo" ou "ânodo" eletrodo é colocado sobre a região do cérebro a ser modulada, Considerando que o eletrodo "referência" ou "raios catódicos" situa-se sobre uma região onde o efeito da corrente é considerado insignificante9. Na cathodal da estimulação, disposição de eletrodo é invertida. A intensidade de estimulação para tDCS eficaz depende da intensidade de corrente e dimensões de eletrodo, que afectam o elétrico de campo diferente10. Em estudos mais publicados, a intensidade de corrente média é entre 0,10 a 2,0 mA e 0.1 mA para 0,8 mA para humanos e ratos, respectivamente de6,11. Embora o tamanho de eletrodo de 35cm2 é normalmente usado em seres humanos, não há nenhuma compreensão adequada sobre dimensões de eletrodo para roedores e uma investigação mais aprofundada é necessário6.
tDCS foi proposto em estudos clínicos com a tentativa de oferecer um tratamento alternativo ou complementar para vários distúrbios neurológicos e neuropsiquiátricos11 como epilepsia12, transtorno bipolar13, acidente vascular cerebral5 , major depressão14, a doença de Alzheimer15, esclerose múltipla16 e a doença de Parkinson17. Apesar da crescente interesse em tDCS e sua utilização em ensaios clínicos, detalhada celular e moleculares evocadas alterações no tecido cerebral, curto e efeitos duradouros, bem como os resultados comportamentais, estão ainda ser mais profundamente investigada18, 19. como uma abordagem humana direta para estudar exaustivamente tDCS não é viável, a utilização de um modelo animal tDCS pode oferecer insights valiosos sobre os eventos celulares e moleculares subjacentes os mecanismos terapêuticos das tDCS devido a acessibilidade para os tecido de cérebro do animal.
Evidência disponível é limitada em relação a modelos tDCS em camundongos. A maioria dos modelos relatados usado diferentes layouts responsável, eletrodo de dimensões e materiais. Por exemplo, Winkler et al . (2017) implantou o cabeça do eléctrodo (Ag/AgCl, 4 mm de diâmetro) preenchido com solução salina e fixa-lo ao crânio com acrílico de cimento e parafusos20. Diferente da nossa abordagem, eletrodo seu peito foi implantado (platina, 20 x 1.5 mm). Nasehi et al . (2017) usado um procedimento muito semelhante ao nosso, embora o eletrodo torácico foi feito de uma esponja embebida em solução salina (carbono preenchido, 9,5 cm2)21. Outro estudo implantou os dois eléctrodos na cabeça do animal, o que foi conseguido usando placas fixas e cobrindo a cabeça do animal com um hidrogel condutor22. Aqui, descrevemos um modelo do rato tDCS que utiliza um eletrodo cronicamente implantado por meio cirúrgico procedimentos e tDCS configuração simples (Figura 1).
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Protocol
Adulto masculino alojados individualmente (8-12 semanas) camundongos C57BL/6 foram utilizados neste experimento. Os animais receberam cuidados antes, durante e após procedimentos experimentais com alimentos e água ad libitum. Todos os procedimentos foram aprovados pelo Comitê de ética animal da Universidade Federal de Minas Gerais (protocolo número 59/2014).
1. colocação do eletrodo
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Sedativo e fixando o animal para o aparelho estereotáxica
- Esterilize todos os instrumentos cirúrgicos necessários.
Romance Instrumentos cirúrgicos foram esterilizados por 3 minutos a 440 ° C. Cotonetes de algodão foram autoclavados a 20 psi (libras por polegada quadrada) a 121 ° C por 20 min. - Ajuste o controlador térmico plataforma 37 ° c.
- Pesar o animal e calcular a dose adequada para a indução da anestesia. Use uma mistura de ketamina e xilazina, na dose de 100 mg/kg quetamina e 8 mg/kg xilazina, dada intraperitonealmente (tamanho de agulha, 31G). O animal deve dormir dentro de 2 a 3 min.
- Use um barbeador elétrico ou lâmina de barbear para depilar o local cirúrgico.
- Lugar do animal para o aparelho estereotáxica sobre o pré-aquecido a placa de aquecimento.
- Segure a cabeça do animal e inserir as barras de orelha de ponta em cada uma das orelhas do animal para corrigi-lo para a plataforma estereotáxica.
- Verifique se não há nenhum deslocamento cabeça lateral e pouco movimento vertical depois deslocando lentamente a cabeça do animal de posicionamento.
- Delicadamente, deslize a máscara de anestesia sobre o nariz do rato e fixá-lo apertando o parafuso.
- Defina o isoflurano a 1% com 1,0 L/min de O2.
- Aplica a pomada para os olhos do animal para evitar a secura da córnea durante a cirurgia.
- Esterilize todos os instrumentos cirúrgicos necessários.
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Anexar o implante na cabeça do animal
- Use os cotonetes de algodão para preparar o local cirúrgico com três esfrega alternadas de iodo-povidona (ou clorexidina 2%) e 70% de etanol.
- Use um par de pinças para verificar a profundidade de anestesia levemente apertando os dedos do animal e verificar a perda do reflexo de retirada de pedal (pitada de dedo do pé) do animal.
- Fazer uma incisão de cerca de 3 mm posterior à linha de orelha do animal e parar na linha do olho. O local da incisão deve ter cerca de 1 cm de comprimento para ser grande o suficiente para receber o implante.
- Raspe suavemente o crânio com um raspador de osso para melhorar a colagem e a aderência do cimento. Fazer esta luz sozinho com a intenção de criar micro riscos.
- Posicione cuidadosamente cirúrgicos ganchos para manter o campo cirúrgico aberto e livre de obstruções, tais como pele e pelo, a pele frouxa.
- Use um cotonete estéril para secar o couro cabeludo do animal.
- Use um microscópio de dissecação para visualizar a parte superior do crânio do animal.
- Anexar uma agulha para o titular estereotáxica e localize o bregma. Posição da agulha diretamente acima da cabeça do animal, tocando ligeiramente o bregma.
- Zerar todas as coordenadas sobre o apalpador digital e em seguida levante a agulha.
- Fixe o implante tDCS sobre o titular estereotáxica. Posicionar o implante na cabeça do animal e abaixá-lo lentamente para a região de interesse usando as coordenadas estereotáxicos adequadas.
- Use uma agulha para espalhar 1 gota (aproximadamente 35 μL) de super cola na base do implante.
- Mova lentamente o titular para baixo até que toca o crânio. Certifique-se de que a base do implante está inteiramente em contato com a superfície.
- Prepare o cimento cirúrgico de acordo com as instruções do fabricante.
- Após o posicionamento preciso, aplicar 3 fina, nem camada de cimento em todo o crânio e para a parte inferior do implante. Aplique a gota por gota, usando um pincel de aplicação. Camadas devem formar uma estrutura em forma de colina para mais apoio estrutural do implante.
- Deixe a rosca do implante limpo de cimento para permitir uma conexão desobstruída, suave.
- Permitir que cada camada secar por aproximadamente 4 minutos.
- Quando seco, remova cuidadosamente o titular até que seja completamente separado do implante. Sempre use extremo cuidado ao manusear o implante, já que isso pode ser acidentalmente extraído do crânio do animal.
-
Terminar a cirurgia e cuidados pós-cirúrgicos
- Hidrate a pele do animal no local da incisão com um cotonete embebido em solução salina.
- Casaco de pele por cima da base do implante tDCS.
- Use um par de pinças para unir o tecido e fechar a incisão com uma gota de cola de tecido cirúrgico por 0,2 cm do tecido.
- Infiltrar-se 1-2% de lidocaína no local da incisão e subjacentes tecidos.
- Hidrate o mouse com 500 µ l de solução de lactato de Ringer por via subcutânea.
- Coloque o mouse em uma gaiola limpa, alojados em single de pré-aquecido (37 ° C).
- Coloque um pequeno prato com pelotas de alimentos molhados na gaiola para facilitar o acesso à comida nas horas seguintes.
- Registre peso pós-cirúrgica do animal.
- Dar o animal cetoprofeno (5 mg/kg) por via subcutânea após a cirurgia e nos próximos 2 dias.
- Acompanhar a recuperação do animal de perto pelo menos 1 semana. Avalie qualquer sinal de stress, tais como Piloereção, falta de higiene, locomoção reduzida, coçar ferida e inflamação do local cirúrgico.
2. tDCS Setup e estimulação
-
tDCS Setup (ver Figura 2)
Nota. Certifique-se de que o estimulador tDCS está totalmente carregado.- Conecte os cabos do ânodo e o cátodo ao estimulador tDCS e disponibilizá-los perto do local de estimulação. Anexe o eletrodo tipo pino para o titular estereotáxica.
- Definir a plataforma termal a 37 ° C.
- Ligue o medidor de fluxo de oxigênio no sistema de anestesia por inalação de 1 L/min.
- Posicione o mouse na câmara de indução da anestesia.
- Ligue o vaporizador de isoflurano para 3%. Permitir que o animal se submeter a efeitos de isoflurano durante 4 min.
- Enquanto o animal está na câmara de indução, use uma seringa estéril para preencher o eléctrodo de corpo com solução salina 0,9%.
- Remover o animal da câmara de indução e posicione seu peito sobre o eléctrodo de corpo.
- Delicadamente, deslize a máscara de anestesia sobre o nariz do rato e fixá-lo. Baixa a saída de isoflurano para 1,5%.
- Encher o implante e o eletrodo tipo pino com soro e cuidadosamente anexá-los.
- Ajuste o tempo de estimulação e intensidade de corrente.
- Verificar a qualidade de contato em tDCS estimulador. Contato ideal vai de 7 a 10, numa escala de 1 a 10.
-
Estimulação
- Começa a estimulação.
- Observar o atual de rampa por 30 s para o valor selecionado e mantendo-se firme pelo tempo estabelecido, então, no final da sessão de rampa para baixo novamente.
- Ative o botão de Souza para ratos controle.
- Observar o atual de rampa por 30 s ao valor selecionado e, em seguida, para baixo a 1 para o resto do período de estimulação com uma rampa final ao valor selecionado no final com uma rampa consecutivo para baixo.
- Uma vez concluída a sessão de estimulação, transferi cuidadosamente o animal a uma gaiola pré-aquecido (37 ° C) por 10 min.
Nota. Os animais começam a despertar após 3 min. - Desliga o sistema de anestesia por inalação.
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Representative Results
O protocolo cirúrgico apresentou estabilidade a longo prazo do implante pelo menos um mês, sem sinais inflamatórios no local estimulado, nem qualquer outro efeito indesejado. Todos os animais sobreviveram as sessões de procedimento e tDCS cirúrgicas (n = 8). Neste experimento, tDCS implantes foram posicionados sobre os córtices M1 e M2 (+1,0 mm ântero-posterior e lateral de 0.0 mm para bregma). Uma semana depois, tDCS (n = 3-4) e sham (n = 3) ratos foram estimulados por cinco dias consecutivos durante 10 min a 0.35 mA. Registraram-se valores de contato de qualidade (CQ) para avaliar a viabilidade do implante e sem diferenças significativas foram encontradas entre os grupos durante um procedimento de estimulação de 5 dias (Figura 3A). Usando este modelo animal, sucesso de estimulação pode ser determinado com a avaliação dos níveis de expressão do gene para o fator neurotrófico derivado do cérebro (BDNF) e proteína ácida fibrilar glial (GFAP). Tanto BDNF e GFAP apresentaram níveis significativamente mais elevados do mRNA na área abaixo do implante quando comparado ao grupo farsa de córtex. Os efeitos das tDCS na expressão gênica parecem ser restritos a genes específicos expressão níveis da proteína associada citoesqueleto atividade regulada (ARC) e 1 synapsin (SYN1) genes não foram alterados (Figura 3B).
Figura 1 . Etapas experimentais utilizadas para implante cirurgia e estimulação. Um fluxograma esquemático das etapas através de tDCS implante tDCS instalação, colocação e procedimento de estimulação. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 2 . tDCS Setup. A imagem superior direita corresponde ao esquema da tDCS atual estimulador (A), que contém uma exibição para a atual duração de intensidade e estimulação (B), uma exposição de CQ (C) de escala de 1 a 10 e uma verdadeira exposição atual (D). O estimulador tDCS também tem botões para ativar a estimulação de Souza (E), para começar a estimulação (F) e para anular o protocolo (G). Os dois botões são usados para ajustar a intensidade de corrente (H) e duração de estimulação (I). Liga/desliga está localizada na parte traseira (J). Duas entradas inseríveis femininas são utilizadas para os cabos eletrodo (K, polo negativo) (L, polo positivo). A configuração de animais showsthe inferior direito da imagem com a cabeça eletrodo de Ag/AgCl (O) e o eletrodo de corpo feito de latão niquelado (M) de moda e suas respectivas dimensões. Uma plataforma térmica auto ajustada (N) mantém a temperatura do animal, e isoflurano misturado com 100% de oxigênio (P) é fornecido através da máscara de gás estereotáxica (Q). O baixo-relevo (R) mostra o posicionamento do ânodo em relação as regiões corticais de motor M1 e M2 (S). O tDCS headstage é composta por um titular implantável (T), preenchido com solução salina (0,9% NaCl) (U) que é fechada com um eléctrodo de tipo pino (V) anexado a uma tampa de plástico (W). As respectivas dimensões estão representadas em milímetros (D = diâmetro H = altura, ID = diâmetro interno). Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 3 . Entre em contato com a qualidade e gene alterações de expressão evocadas por tDCS. (A) não estatísticas foram observadas diferenças para contato qualidade (CQ) entre os grupos. Duas vias repetidas medidas ANOVA, tratamento contra dia interação (F4.30 = 0.552, P = 0.698), fator de tratamento (F4.30 = 0.349, P = 0.810), fator de dia (F1,30 = 0.157, P = 0.694). (B) dados da expressão do gene reação em cadeia polimerase quantitativa para BDNF (fator neurotrófico derivado do cérebro)GFAP (proteína ácida fibrilar glial)arco (actividade-regulamentada a proteína citoesqueleto associadas) e SYN1 (synapsin 1). níveis de RNAm de ambos BDNF (p = 0.0081) e GFAP (p = 0.0108) foram aumentados, enquanto nenhuma alteração foi detectada para arco (p = 0.0760) e SYN1 (p = 0.508), de acordo com o teste de normalidade de D'Agostino-Pearson seguido da marcação sem paridade paramétrico de t-Student. Dobra as alterações foram calculadas utilizando o métodoΔΔCQ - 2 em relação ao gene RPL13A . Em todos os gráficos, grupo tDCS é magenta e grupo farsa é verde; n = 3-4/grupo. Dados são expressos como média e ± no MEV mostrou barras de erro. n.s. = 0.05* de nonsignificant, p ≤, p ≤ 0.01* *. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
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Discussion
Nos últimos anos, técnicas de neuroestimulação tem sido entrar em prática clínica como um procedimento promissor para tratar distúrbios neuropsiquiátricos23. Para reduzir a restrição imposta pela falta de conhecimento dos mecanismos de neuroestimulação, aqui apresentamos um modelo de mouse tDCS carregando um eletrodo que pode direcionar a regiões do cérebro. Desde que o eletrodo é cronicamente implantável, este modelo animal permite a investigação de efeitos biológicos de longa duração evocada por tDCS (pelo menos 1 mês) em testes padrões complexos de estimulação. O modelo animal descrito tDCS apresenta implante alta tolerância e pouca chance de infecção, se executado corretamente. Em geral, as etapas de cirurgia para colocar o implante são de execução rápida e simples (30 min/animal). Uma vantagem adicional deste modelo tDCS é que é possível controlar a qualidade de contato do eletrodo e os valores reais de estimulação atual.
A principal desvantagem deste modelo animal é a fixação do implante adequado no crânio do rato. Durante a cirurgia, é essencial para restringir a cabeça do animal, de uma forma em que nenhuma cabeça lateral deslocando é possível (a cabeça só se moverá verticalmente). Isto garantirá o couro cabeludo do animal totalmente alinhada com a base do implante, que permite a fixação adequada com o cimento dental e maior precisão na modulação da área do alvo pretendido. É fundamental para fazer a incisão grande o suficiente para receber o implante. Um corte maior pode ser necessário para alguns implantes tDCS. Usar duas a quatro ganchos cirúrgicos feitos de agulhas hipodérmicas aumentará a área cimentada. No entanto, evite a colocação dos ganchos muito próximo aos olhos do animal, para eliminar qualquer possibilidade de lesões. Considerando que arranhar suavemente o couro cabeludo vai melhorar a aderência de super cola e o cimento sobre o crânio, quaisquer detritos residuais podem impedir implante boa aderência. Além disso, ao aplicar o cimento dental, prepare a primeira camada com uma viscosidade mais elevada, o que evita o cimento de correndo o crânio do animal. Cada camada de cimento devem secar durante pelo menos 4 min porque aplicar cimento molhado camadas atrasará o endurecimento das camadas inferior e pode fazer o implante mudar ou até mesmo cair. Por experiência própria, deve haver não mais de 3 camadas de cimento ao redor do implante para evitar obstrução da rosca. Para a colagem e o cimento, certifique-se de manter sua aplicação restringida a base do implante. Evite que o resíduo espalhar dentro do implante, o que irá diminuir a condutividade da superfície e reduzir os efeitos de tDCS.
O eletrodo implantável utilizado neste procedimento não foi fabricado internamente mas adquirido de uma médica da empresa de pesquisa especializada em produzir dispositivos de neuromodulação. Os implantes são feitos de polipropileno com 9 mm de altura e um diâmetro interior e exterior de 5,7 e 3,5 mm, respectivamente. Ele pode conter um volume total de solução salino de 80 µ l. A parte superior do implante é preparada com um parafuso de rosca para receber um eléctrodo de tipo pino. Corpo exterior do eletrodo tipo pino titular também é feito de polipropileno medindo 4 mm de altura com um diâmetro exterior de 5,3 mm e um diâmetro interno de 3,75 mm. O pino do eletrodo é feito a partir de Ag/AgCl, material inerte usado devido a suas propriedades não-dissolução (Figura 2). Desde que a localização do implante é um fator crítico para tDCS eficaz, é essencial para selecionar um tamanho de eletrodo adequado de acordo com a região de interesse. O implante utilizado neste modelo animal ocupa uma superfície de 9,61 cm2, espalhando o campo elétrico sobre um raio de 1,75 mm da coordenada pretendido cérebro resultando em uma densidade de corrente 36,3967 μA/cm2 . Possivelmente, o estímulo tDCS executado neste protocolo foi principalmente dirigido para os córtices M1 e M2.
Geralmente, a configuração de eletrodo varia de acordo com os efeitos da estimulação excitatórios ou inibitórios pretendido (anodal contra cathodal da). Embora as correntes sairá sempre na direção do cátodo ânodo, colocando o eletrodo em posições invertidas de terminais permite efeitos de eletrofisiologia diferentes. Por exemplo, quando íons fluem do cátodo na direção do ânodo, o procedimento é geralmente definido como uma estimulação cathodal da24. Neste experimento, realizamos estimulação anodal no qual o ânodo foi colocado sobre os córtices M1/M2, e o cátodo foi colocado para baixo no tórax do animal. Assim, em nossa instalação tDCS, espera-se que a estimulação produz potenciais excitatórios25. O efeito tDCS também pode ser regulado através de alterações na duração e intensidade de corrente. A maioria dos estudos em roedores têm usado correntes variando entre 0,2 e 1,0 mA. tDCS correntes são esperadas para gerar calor concentrado, viajando através do eletrodo. O contato direto do eléctrodo tDCS a cabeça do animal deve ser evitado. O uso de meios de realização se estende a distância entre o eléctrodo e o crânio e evita os efeitos nocivos do locais reações químicas no tecido biológico. É possível que uma alta concentração iônica em meios líquidos de conduta pode causar a formação de gás e bolhas resultaram da eletrólise23,24. No entanto, é improvável que aconteceram em nosso modelo tDCS desde solução isotónica salina e entrega atual baixa pode diminuir as chances de tais complicações24. No entanto, outros meios de condução também podem ser usados com eficiência semelhante, tais como condutores gelatinoso e creme-como24.
Ao escolher o estimulador tDCS, é vital considerar recursos de configuração flexível. Para este protocolo, foi utilizado um estimulador alimentado por dois 9 V alcalinas, que tornam uma duração prevista de 1 h de estimulação em 0.35 mA. Este estimulador possui uma gama de 0,02 a 1 mA atual com uma resolução de 10 µA, ideal para a estimulação de roedor. É fundamental que o estimulador tDCS está equipado com um real atual contato e indicador de qualidade (CQ) sistema de feedback para verificar as condições de estimulação ideal. O indicador atual garante quando a intensidade de estimulação programada está sendo atendida. Neste modelo tDCS, o fator mais comum para a corrente de defeito é a presença de bolhas na solução salina. Esse problema pode ser indicado pelo sistema de feedback de CQ, que mede o contato de ambos os eletrodos através de meio de condução e o corpo do animal. O estimulador tDCS usado em toda esta experiência exibe valores de CQ (SMARTscan) variando de 1 a 10 em uma escala conduzida. Esta escala baseia-se nos valores de tensão que se podem inferir a resistência de acordo com a lei de Ohm. 1 LED indica pouco ou atípica baixa resistência, levou 2 indica o circuito aberto e levou 3 a 10 indica pobre de óptima qualidade (Figura 2-pos. C). O CQ foi registrado diariamente para grupos tanto tDCS e sham verificar a viabilidade de eletrodo. Vale ressaltar que o valor médio de CQ durante a sessão de estimulação foi superior a 7, significando que o desejado as correntes estão sendo entregues. Em geral, não estatísticas foram observadas diferenças para CQ entre os grupos ou dia de estimulação (Figura 3A). Para validar ainda mais nosso modelo tDCS, realizamos reações em cadeia do polymerase quantitativa (qPCR) para investigar se cinco tDCS sessões (10 min, 350 μA) alterar a expressão gênica cortical. Nós achamos que os níveis do mRNA de BDNF e GFAP foram aumentados no córtex M1/M2 das tDCS grupos, em relação as mouses de Sham (Figura 3B). Estes resultados são consistentes com outros estudos19,25.
Neuroestimulação estudos em animais experimentais podem fornecer novos insights sobre os mecanismos do cérebro com relevância para os distúrbios neuropsiquiátricos. Dependendo da configuração experimental, o assembly tDCS neste modelo animal também pode ser combinado com um optogenetic existente ou headstage de eletrofisiologia para produzir uma configuração para gravação simultânea e estimulação, ao lado de uma infinidade de cérebro experimentos de amostra. Essas abordagens ia ser um desafio para realizar em seres humanos. Portanto, a oportunidade de inserir flexíveis adições para o tDCS animal relatado atualmente oferece que uma contribuição proeminente para a compreensão do neural subtrai de tDCS e a justificativa para seu uso terapêutico.
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Disclosures
Nenhum
Acknowledgments
Agradecemos o Sr. Rodrigo de Souza para assistência na manutenção de colônias de rato. L.A.V.M é um pós-doutorado da CAPES. Este trabalho foi financiado pela subvenção PRONEX (FAPEMIG: APQ-00476-14).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| BD Ultra-Fine 50U Syringe | BD | 10033430026 | For intraperitonially injection. |
| Shaver (Philips Multigroom) | Philips (Brazil) | QG3340/16 | For surgical site trimming. |
| Surgical Equipment | |||
| Model 940 Small Animal Stereotaxic Instrument with Digital Display Console | KOPF | 940 | For animal surgical restriction and positioning. |
| Model 922 Non-Rupture 60 Degree Tip Ear Bars | KOPF | 922 | For animal surgical restriction and positioning. |
| Cannula Holder | KOPF | 1766-AP | For implant positioning. |
| Precision Stereo Zoom Binocular Microscope (III) on Boom Stand | WPI | PZMIII-BS | For bregma localization and implant positioning. |
| Temperature Control System Model | KOPF | TCAT-2LV | For animal thermal control. |
| Cold Light Source | WPI | WA-12633 | For focal brightness |
| Tabletop Laboratory Animal Anesthesia System with Scavenging | VetEquip | 901820 | For isoflurane delivery and safety. |
| VaporGuard Activated Charcoal Adsorption Filter | VetEquip | 931401 | Delivery system safety measures. |
| Model 923-B Mouse Gas Anesthesia Head Holder | KOPF | 923-B | For animal restriction and O2 and isoflurane delivery. |
| Oxygen regulator, E-cylinder | VetEquip | 901305 | For O2 regulation and delivery. |
| Oxygen hose – green | VetEquip | 931503 | For O2 and isoflurane delivery. |
| Infrared Sterilizer 800 ºC | Marconi | MA1201 | For instrument sterilization. |
| Surgical Instruments | |||
| Fine Scissors - ToughCut | Fine Science Tools | 14058-11 | For incision. |
| Surgical Hooks | INJEX | 1636 | In House Fabricated - Used to clear the surgical site from skin and fur. |
| Standard Tweezers or Forceps | - | - | For skin grasping. |
| Surgical Consumables | |||
| Vetbond | 3M | SC-361931 | For incision closing. |
| Cement and Catalyzer KIT (Duralay) | Reliance | 2OZ | For implant fixation. |
| Sterile Cotton Swabs (Autoclaved) | JnJ | 75U | For surgical site antisepsis. |
| 24 Well Plate (Tissue Culture Plate) | SARSTEDT | 831,836 | For cement preparation. |
| Application Brush | parkell | S286 | For cement mixing and application. |
| Pharmaceutics | |||
| Xylazin (ANASEDAN 2%) | Ceva Pharmaceutical (Brazil) | P10160 | For anesthesia induction. |
| Ketamine (DOPALEN 10%) | Ceva Pharmaceutical (Brazil) | P30101 | For anesthesia induction. |
| Isoflurane (100%) | Cristália (Brazil) | 100ML | For anesthesia maintenance. |
| Lidocaine (XYLESTESIN 5%) | Cristal Pharma | - | For post-surgical care. |
| Ketoprofen (PROFENID 100 mg) | Sanofi Aventis | 20ML | For post-surgical care. |
| Ringer's Lactate Solution | SANOBIOL LAB | 7898153652145 | For post-surgical care. |
| TobraDex (Dexamethasone 1 mg/g) | Alcon | 631 | For eye lubrification and protection. |
| Stimulation | |||
| Animal Transcranial Stimulator | Soterix Medical | 2100 | For current generation. |
| Pin-type electrode Holder (Cylindrical Holder Base) | Soterix Medical | 2100 | Electrode support (Implant). |
| Pin-type electrode (Ag/AgCl) | Soterix Medical | 2100 | For current delivery (electrode). |
| Pin-type electrode cap | Soterix Medical | 2100 | For implant protection. |
| Body Electrode (Ag/AgCl Coated) | Soterix Medical | 2100 | For current delivery (electrode). |
| Saline Solution (0.9%) | FarmaX | 7896902206441 | Conducting medium for current delivery. |
| Standard Tweezers or Forceps | - | - | For tDCS setup. |
| Real Time Polymerase Chain Reaction | |||
| BioRad CFX96 Real Time System | BioRad | C1000 | For qPCR |
| SsoAdvancedTM Universal SYBR Green Supermix (5 X 1mL) | BioRad | 1725271 | For qPCR |
| Hard Shell PCR Plates PCT COM 50 p/ CFX96 | BioRad | HSP9601 | For qPCR |
| Microseal "B" seal pct c/ 100 | BioRad | MSB1001 | For qPCR |
References
- Filmer, H. L., Dux, P. E., Mattingley, J. B. Applications of transcranial direct current stimulation for understanding brain function. Trends in Neurosciences. 37 (12), 742-753 (2014).
- Nitsche, M. A., Paulus, W. Sustained excitability elevations induced by transcranial DC motor cortex stimulation in humans. Neurology. 57 (10), 1899-1901 (2001).
- Kronberg, G., Bridi, M., Abel, T., Bikson, M., Parra, L. C. Direct Current Stimulation Modulates LTP and LTD: Activity Dependence and Dendritic Effects. Brain Stimulation. 10 (1), 51-58 (2017).
- Pelletier, S. J., Cicchetti, F. Cellular and Molecular Mechanisms of Action of Transcranial Direct Current Stimulation: Evidence from In Vitro and In Vivo Models. International Journal of Neuropsychopharmacology. 18 (2), pyu047 (2015).
- Chang, M. C., Kim, D. Y., Park, D. H. Enhancement of cortical excitability and lower limb motor function in patients with stroke by transcranial direct current stimulation. Brain Stimulation. 8 (3), 561-566 (2015).
- Lefaucheur, J. P., et al. Evidence-based guidelines on the therapeutic use of transcranial direct current stimulation (tDCS). Clinical Neurophysiology. 128 (1), 56-92 (2017).
- Monai, H., et al. Calcium imaging reveals glial involvement in transcranial direct current stimulation-induced plasticity in mouse brain. Nature Communications. 7, 11100 (2016).
- Marquez-Ruiz, J., et al. Transcranial direct-current stimulation modulates synaptic mechanisms involved in associative learning in behaving rabbits. Proc. Natl. Acad. Sci. 109, 6710-6715 (2012).
- Jackson, M. P., et al. Animal models of transcranial direct current stimulation: Methods and mechanisms. Clinical Neurophysiology. 127 (11), 3425-3454 (2016).
- Cambiaghi, M., et al. Brain transcranial direct current stimulation modulates motor excitability in mice. The European journal of neuroscience. 31 (4), 704-709 (2010).
- Monte-Silva, K., et al. Induction of late LTP-like plasticity in the human motor cortex by repeated non-invasive brain stimulation. Brain Stimulation. 6 (3), 424-432 (2013).
- San-Juan, D., et al. Transcranial Direct Current Stimulation in Mesial Temporal Lobe Epilepsy and Hippocampal Sclerosis. Brain Stimulation. 10 (1), 28-35 (2017).
- Brunoni, A. R., et al. Transcranial direct current stimulation (tDCS) in unipolar vs. bipolar depressive disorder. Progress in Neuro-Psychopharmacology and Biological Psychiatry. 35 (1), 96-101 (2011).
- Brunoni, A. R., et al. Trial of Electrical Direct-Current Therapy versus Escitalopram for Depression. New England Journal of Medicine. 376 (26), 2523-2533 (2017).
- Boggio, P. S., et al. Prolonged visual memory enhancement after direct current stimulation in Alzheimer's disease. Brain Stimulation. 5 (3), 223-230 (2012).
- Cosentino, G., et al. Anodal tDCS of the swallowing motor cortex for treatment of dysphagia in multiple sclerosis: a pilot open-label study. Neurological Sciences. , 7-9 (2018).
- Kaski, D., Dominguez, R. O., Allum, J. H., Islam, A. F., Bronstein, A. M. Combining physical training with transcranial direct current stimulation to improve gait in Parkinson's disease: A pilot randomized controlled study. Clinical Rehabilitation. 28 (11), 1115-1124 (2014).
- Monai, H., et al. Calcium imaging reveals glial involvement in transcranial direct current stimulation-induced plasticity in mouse brain. Nature Communications. 7, 11100 (2016).
- Fritsch, B., et al. Direct current stimulation promotes BDNF-dependent synaptic plasticity: potential implications for motor learning. Neuron. 66 (2), 198-204 (2010).
- Winkler, C., et al. Sensory and Motor Systems Anodal Transcranial Direct Current Stimulation Enhances Survival and Integration of Dopaminergic Cell Transplants in a Rat Parkinson Model. New Research. 4 (5), 17-63 (2017).
- Nasehi, M., Khani-Abyaneh, M., Ebrahimi-Ghiri, M., Zarrindast, M. R. The effect of left frontal transcranial direct-current stimulation on propranolol-induced fear memory acquisition and consolidation deficits. Behavioural Brain Research. 331 (May), 76-83 (2017).
- Souza, A., et al. Neurobiological mechanisms of antiallodynic effect of transcranial direct current stimulation (tDCS) in a mice model of neuropathic pain. Brain Research. 1682 (14-23), (2018).
- Woods, A. J., et al. A technical guide to tDCS, and related non-invasive brain stimulation tools. Clinical Neurophysiology. 127 (2), 1031-1048 (2016).
- Cogan, S. F., et al. Tissue damage thresholds during therapeutic electrical stimulation. Journal of Neural Engineering. 13, 2 (2017).
- Podda, M. V., et al. Anodal transcranial direct current stimulation boosts synaptic plasticity and memory in mice via epigenetic regulation of Bdnf expression. Scientific reports. 6 (October 2015), 22180 (2015).
