Summary
Presenteren we een methodologie om te kwantificeren van het zetmeelgehalte in de eierstok primordia in zoete kers (Prunus avium L.) tijdens de winter-rustperiode met behulp van een systeem voor de analyse van afbeelding is gecombineerd met histochemische technieken.
Abstract
Veranderingen in zetmeel in kleine structuren zijn gekoppeld aan belangrijke gebeurtenissen tijdens verschillende plant ontwikkelings processen, waaronder de reproductieve fase van bestuiving tot bevruchting en het begin van de vruchtzetting. Echter variaties in zetmeel tijdens bloem differentiatie niet volledig bekend zijn, voornamelijk als gevolg van de moeilijkheid van het zetmeelgehalte in de met name kleine structuren van de bloem primordia kwantificeren. Hier beschrijven we een methode voor de kwantificering van zetmeel in de eierstok primordia van zoete kers (Prunus avium L.) met behulp van een systeem voor de analyse van afbeelding is gekoppeld aan de Microscoop, waarmee de betreffende de wijzigingen in de inhoud van de zetmeel met de verschillende fasen van ruststadia van herfst naar het voorjaar. Voor dit doel, wordt de status van de rustperiode van bloemknoppen bepaald door de evaluatie van de groei van de kiem van scheuten overgedragen aan gecontroleerde omstandigheden op verschillende momenten in de winter. Voor de kwantificering van zetmeel in de eierstok primordia, bloemknoppen zijn sequentieel verzameld, vaste, ingebed in paraffine, gesegmenteerd en gekleurd met I2Kl (kalium jodide-jodium). Preparaten worden waargenomen onder de Microscoop en geanalyseerd door een afbeelding-analyzer die duidelijk zetmeel van de achtergrond onderscheidt. Zetmeel inhoud waarden worden verkregen door het meten van de extinctie van de afbeelding die correspondeert met de gekleurde zetmeel, gelet op de som van de extinctie van elke pixel als een schatting van het zetmeelgehalte van het frame studeerde.
Introduction
Gematigde houtachtige planten aan te passen aan de seizoenen door modulerende hun groei en ontwikkeling. Terwijl ze tijdens de lente en de zomer ontwikkelen, stoppen ze met groeien in het najaar te gaan slapend in winter1. Hoewel ruststadia hen in staat stelt om te overleven bij lage wintertemperaturen, is koelen een voorwaarde voor een goede budburst in voorjaar2. De belangrijke implicaties rustperiode in gematigde fruitteelt- en bosbouw van hebben geleid tot diverse inspanningen om te bepalen en te voorspellen de rustperiode periode3. In boom fruitsoorten, empirische experimenten overdracht van scheuten aan het dwingen van voorwaarden en statistische voorspellingen op basis van gegevens van de bloei zijn huidige benaderingen om te bepalen van de datum van het breken rustperiode, waarmee onderzoekers te schatten van de koeling eisen voor elke cultivar. Het bepalen van de status van de rustperiode op basis van biologische processen blijft echter onduidelijk3.
Bloei in gematigde fruitbomen, zoals zoete kers (Prunus avium L.), gebeurt eenmaal per jaar en duurt ongeveer twee weken. Echter beginnen bloemen te differentiëren en ontwikkelen van ongeveer 10 maanden eerder, tijdens de vorige zomer4. Bloem primordia stoppen met groeien in het najaar te blijven slapende binnen de knoppen in de winter. In deze periode moet elke cultivar accumuleren een bepaalde koelen vereiste voor goede bloei4. Ondanks het ontbreken van fenologische veranderingen in de knoppen in de winter, bloem primordia fysiologisch actief zijn tijdens de rustperiode en de accumulatie van koelen temperaturen heeft onlangs in verband gebracht met de dynamiek van de accumulatie van zetmeel of verkleinen binnen de cellen van de eierstok primordium, biedt een nieuwe aanpak voor ruststadia bepaling5. Echter, de geringe omvang en de locatie van de eierstok primordium vereisen een speciale methodologie.
Zetmeel is de grote opslag koolhydraat in houtige plant soorten6. Dus, veranderingen in zetmeel verband met de fysiologische activiteit van de weefsels van de bloem, die koolhydraten moeten ter ondersteuning van hun ontwikkeling7,8. Verschillende belangrijke gebeurtenissen tijdens het reproductieve proces zijn ook gerelateerd aan variaties in zetmeelgehalte in verschillende bloemen structuren, zoals helmknop meiose9, de groei van de stuifmeel-buizen door middel van de stijl of zaadknop bevruchting10. Histochemische technieken zorgen ervoor dat het zetmeel in elke specifieke weefsel van de bloem primordia tijdens de rustperiode. Het probleem blijft echter in het kwantificeren van dat zetmeel om na haar patroon van accumulatie/daling in tijd of in het zetmeel vergelijken inhoud onder weefsels, cultivars of jaren. Dit is te wijten aan de kleine hoeveelheid weefsel beschikbaar voor de analytische technieken11. Als alternatief kan beeldanalyse gekoppeld aan microscopie12 de kwantificering van het zetmeel in zeer kleine steekproeven van plant weefsel13.
Benaderingen combineren microscopie en beeld analyse zijn gebruikt voor het kwantificeren van de inhoud van verschillende onderdelen in plantaardige weefsels, zoals de callose14, slangen15, of16, door het meten van de grootte van het gebied geverfd door specifieke zetmeel vlekken. Voor zetmeel, dit kan worden gemakkelijk gedetecteerd met behulp van de kaliumjodide-jodium (ik2KI) reactie17. Deze methode is zeer specifiek; Ik2KI intercalates binnen de laminaire structuur van zetmeel korrels en vormt een donker blauwe of roodbruine kleur, afhankelijk van de inhoud van de amylose van de zetmeel-18. Secties gekleurd met I2KI vlek Toon voldoende contrast tussen zetmeel en het weefsel van de achtergrond, waardoor de detectie van een ondubbelzinnige zetmeel en de daaropvolgende kwantificering door de afbeelding analyse systeem19. Hoewel deze kleurstof niet stoichiometrische is, is de accumulatie van jodium evenredig aan de lengte van het zetmeel-molecuul, die sterk van17 variëren kan. Dus, de grootte van de gebrandschilderde gebied, uitgedrukt als het aantal pixels kan niet weerspiegelen nauwkeurig de inhoud van zetmeel, aangezien hoge verschillen in zetmeelgehalte kon worden gevonden tussen velden met gekleurde gebieden van vergelijkbare grootte. Als alternatief kan het zetmeelgehalte worden geëvalueerd door het meten van de extinctie van de gekleurde korrels op zwart-witafbeeldingen verkregen van de Microscoop, zoals het is gemeld in verschillende weefsels in abrikoos8,13 , 19, avocado10,20, en olijf21.
Hier beschrijven we een methodologie die de experimentele bepaling van de status van de rustperiode met de kwantificering van zetmeelgehalte in de eierstok primordium weefsel van herfst combineert naar het voorjaar in zoete kers, het aanbieden van een nieuwe tool voor het begrip en de voorspelling rustperiode op basis van de studie van de biologische mechanismen van gekoppeld rustperiode.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
1. ruststadia vastberadenheid en Plant materiaal collectie
- Proef de bloemknoppen in het veld. Ruststadia studies zijn op lange termijn experimenten en vereisen volwassene bomen groot genoeg voor het verzamelen van de toppen en schiet alle winter zonder afbreuk te doen aan de bomen ontwikkeling in het volgende voorjaar. Speciale boomgaard beheer zou vereist afhankelijk van het opleidingssysteem; snoeien mag dus minder ernstig dan voor productiedoeleinden vruchten.
- Elke week, vanaf het begin van de herfst tot het begin van de knop pauze, verzamelen en weegt 10 bloemknoppen.
- De bloemknoppen bevestigen door ze te plaatsen in een 10-mL glazen buis met een dop en geniet van de monsters in een kleefpoeders oplossing van ethanol/azijnzuur (3:1) gedurende ten minste 24 uur bij 4 ° C. Vervolgens negeren de fixeer en toevoegen van 75% ethanol, royaal ervoor te zorgen dat het betrekking heeft op de monsters. De monsters kunnen worden bewaard in deze oplossing bij 4 ° C tot gebruik.
Opmerking: Vacuüm infiltratie kan worden gebruikt om te verwijderen van de luchtbellen in de kiem en te voorkomen dat ze zweven. Dit vergemakkelijkt de penetratie van de fixeerspray in de weefsels, maar de structuur van de weefsels beschadigen. Proberen te vermijden indien niet nodig.
- Proef de asperges in het veld.
- Elke week, vanaf het begin van de herfst tot het begin van de knop pauze, nemen drie scheuten van 15-30 cm lang en 5 mm diameter, bevattende ten minste 10 bloemknoppen elke. Plaats ze op water doordrenkte bloemist schuim in een zaal van de groei bij 22 ± 1 ° C met een lichte fotoperiode van 12u.
- Na 10 dagen in de kamer van de groei, kies en weeg 10 bloemknoppen van de scheuten.
- Evalueren van de groei van de kiem en bepalen van de status van de rustperiode. De bemonstering moet worden aangepast aan de omstandigheden van de locatie. In de boomgaard-voorwaarden (Zaragoza (Spanje), 41 ° 44'30 "N, 0 ° 47'00" W en 220 m boven zeeniveau), de bemonstering van de scheuten werd uitgevoerd van 30 November tot eind februari of begin maart.
- Wekelijks evalueren de reactie van de bloemknoppen aan de geschikte groei omstandigheden van de kamer, vanaf het begin van de herfst tot budburst in het voorjaar, door het vergelijken van het gewicht van de 10 knoppen geplukt uit het veld.
- Als er geen verschillen zijn of deze verschillen minder dan 30 zijn %, van mening dat de knoppen niet hebben voldaan aan hun koelen eisen en endodormant22 zijn. Als de verschillen zijn meer dan 30%, kunt u overwegen dat de knoppen hebben voldaan aan hun koelen voorschriften en ecodormant22.
2. plant materiaal voorbereiding voor zetmeel kwantificering
- Selecteer ongeveer zes vaste toppen van elke monsterneming datum (zie stap 1.1). Afhankelijk van de cultivars bevat elke zoete kers bloem bud maximaal vijf bloem primordia.
- Verwijderen van de schubben van de externe knop en plaats de kiem op een horlogemaker van glas met 75% ethanol te voorkomen uitdroogt.
- Ontleden van de kiem en extract van ten minste één bloem primordium per knop met de hulp van precisie pincet en een oogcontrole scalpel onder een stereoscopische Microscoop. De primordium van de bloem kan worden bewaard in een 10-mL glazen buis met 75% ethanol bij 4 ° C, of ga direct naar de volgende stap.
- De monsters in een reeks van tertiaire butylalcohol uitdrogen.
- De 75% ethanol oplossing vervangen door 10 mL van 75% tertiaire butylalcohol (TBA) te royaal dekken de monsters en incubeer hen gedurende 1,5 uur. Een pipet van Pasteur annuleerteken zitten nuttig voor het negeren van de oplossing.
- Herhaal stap 2.2.1, TBA met stijgende concentraties (100%, 85% en 95% v/v; en 3 x met zuivere TBA) toe te voegen in een droogrek kachel bij 30 ° C met lucht extractie, aangezien puur TBA crystalizes bij kamertemperatuur (< 20 ° C) en zeer vluchtige en giftige is. Als TBA crystalizes met het monster, zou het de weefsels beschadigen.
- De monsters in paraffine18insluiten.
- Smelt de paraffine door de invoering van de parels van de paraffine in de drogen kachel bij 60 ° C met lucht extractie de vorige dag. De parels van paraffine kunnen ook op een kookplaat worden gesmolten, maar ervoor zorgen dat de vloeibare paraffine bij 60 ° C en niet bij een hogere temperatuur, om te voorkomen dat weefselschade.
- De TBA vervangen door een mix van TBA en paraffine olie (1:1) en incubeer gedurende 24u binnen een droogrek kachel bij 60 ° C. Vervang vervolgens de mix van TBA en paraffineolie met zuivere paraffine smelten en incubeer gedurende ten minste 6 uur binnen een droogrek kachel bij 60 ° C. Herhaal het 2 x en de laatste wijziging voor ten minste 4-6 d uit te broeden.
- Plaats elk monster op een kleine metalen basis mal over een oppervlak van warmte, ingebed in paraffine, en tempo de insluiten cassette. Plaats deze over een koud oppervlak en het blok verwijderen zodra de was is gestold.
- Afdeling en hydrateren van de voorbereidingen.
- Haupt van lijm bereiden: Los 1 g gewoon Knox gelatine in 100 mL gedestilleerd water bij 30 ° C; Voeg vervolgens 2 g van fenol losse kristallen (C6H5OH) en 15 mL glycerol. De Haupt van lijm verspreid over een glasplaatje met een borstel en voeg een druppel van een 1% formaldehyde-oplossing.
- Sectie elke paraffine blokkeren op 10 µm in een hiervoor microtoom en plaats van de secties op het glasplaatje bedekt met Haupt van lijm.
- Plaats het glas dia's met de secties over een oppervlak van warmte bij 35-40 ° C tot droog; vervolgens verplaatst u de glazen dia's naar een dia-rack.
- De dewax en rehydratatie oplossingen voor te bereiden. Plaats van 200 mL van Histoclear II in drie glazen-kleuring gerechten, een met Histoclear II:ethanol (1:1, v/v), een serie van ethanol (100%, 70%, 40%, v/v), en een laatste gedistilleerd water wassen.
- Dewax van de secties met drie wast, elke 5 min, in Histoclear II en Histoclear II:ethanol (1:1, v/v). Plaats de rek van de dia binnen de glas-kleuring gerechten, ervoor te zorgen dat de oplossing volledig heeft betrekking op de dia's, en vervolgens verplaatst het dia-rek van één oplossing naar de volgende.
- Hydrateren van de secties door de volgende reeks 2-min wast: een serie van ethanol (100%, 70%, 40%, v/v) en een definitieve gedistilleerd water wassen. Ten slotte droog glas dia's bij kamertemperatuur.
- De secties18vlek.
- Ik2KI vlek voor te bereiden: los 2 g kaliumjodide (KI) en 0.2 g van jodium (ik2) in 100 mL gedestilleerd water. Toepassing van een daling van zoet ik2KI over de sectie (s) voor 5 min en vervolgens de overmaat van de vlek te verwijderen door het absorberen van het met een vloeipapier. Ga snel naar de volgende stap.
- Toepassen van een kleine daling van een synthetische montage media, plaats een kleine glazen cover op bovenkant en hard drukken. Zodra de montage media droogt, observeren onder een heldere-veld Microscoop voor een voorafgaande beoordeling van het zetmeel van de eierstok.
Opmerking: Deze stap is niet verplicht, hoewel een beter contrast tussen het zetmeel en de achtergrond wordt verkregen. Als de sectie opnieuw worden gebruikt met andere vlekken na zetmeel kwantificering moet, plaatst u het glas cover op de daling van de vlek en negeren de overmaat door het absorberen van het met een vloeipapier (zie 2.5.1). Daarna, na zetmeel kwantificering, wassen uit de ik2KI vlek met gedestilleerd water en plaats de voorbereidingen op een vuurtje bij 35-40 ° C tot droog oppervlakte.
3. kwantificering van het zetmeelgehalte
- Kalibreren van de optische voorwaarden.
Opmerking: De detectie niveaus gebruikt door de afbeelding analyzer te detecteren het gebeitst zetmeel zijn rechtstreeks afhankelijk van de lichtomstandigheden en vergroting van de Microscoop; Dus, vast te stellen van de voorwaarden voor alle voorbereidingen geëvalueerd. De aanpassing die hier voorgesteld om de beschikbare Microscoop en de lichtomstandigheden aanpassen.- Het middenrif diafragma op de 20 X vergroting en de helderheid of de lichtintensiteit aanpassen.
- Ervoor te zorgen dat er geen filters op de filterhouder zijn en selecteer een voorwaarde voor helder-veld in de Microscoop. Selecteer een geschikte vergroting (bv40 X voor zoete kers eierstok primordium).
- Bepalen het algemene beeld inkoopvoorwaarden. Pas de instellingen van de camera met een gekleurd preparaat zonder weefsel via afbeelding | Overname | Pre weergave.
- Vaststellen van de helderheid op 50%, de winst op 1.0 x, en de indicatoren van de histogram de gamma waarde 1,00 en het contrast bij 0 - 100, voering met de grenzen van het histogram van de distributie helderheid.
- Activeren van de functie van overbelichting/onderbelichting en pas de belichtingstijd op de grens van overbelichting.
- De witbalans functie toepassen op de volledige afbeelding alle neutraal gekleurde componenten van de afbeelding zonder enige kleurtoon en de correctie van de arcering om aan te tonen het volledige beeld een gecorrigeerde en homogene installatiekopie maken.
- Kalibreer het systeem van de analyse van het beeld te verkrijgen van de waarden van de besturingselementen van het grijze niveau (0, zwart, 255, wit) van verschillende optische dichtheid (OD) die worden verkregen door de waarden doorlatingsfactor (T).
- Verwerven van een afbeelding van een gekleurd preparaat zonder weefsel, rekening met de witte controle en meten van de grijze niveau van de zwart-wit beeld via maatregel | Maatregel grijs | Kalibreren van grijs | Referentiewaarde = 0 | Maatregel | Kalibreren | OK. Dit komt overeen met een lichtdoorlatendheid van 100%; Dus, een optische dichtheid van 0, volgens OD = 2 - Meld u T.
- Verwerven van een afbeelding van het zelfde preparaat met een 4N-filter, dat de hoeveelheid licht 4 vermindert x en maatregel het grijze niveau van de zwart-wit beeld via maatregel | Maatregel grijs | Kalibreren van grijs | Referentiewaarde = 0,6 | Maatregel | Kalibreren | OK. Dit komt overeen met een 25% lichtdoorlatendheid; Dus, een optische dichtheid van 0,6, volgens OD = 2 - Meld u T.
- Verwerven van een afbeelding van het zelfde preparaat zonder licht, weloverwogen zwart en de grijze meten van de zwart-wit beeld via maatregel | Maatregel grijs | Kalibreren van grijs | Referentiewaarde = 1 | Maatregel | Kalibreren | OK. Dit komt overeen met een 0% lichtdoorlatendheid; Dus, een optische dichtheid van 1, volgens OD = 2 - Meld u T.
- Detecteren van zetmeel.
- Verwerven van een kleurenafbeelding van het veld om te meten in TIFF-indeling met een resolutie van minstens 300 dots per inch (dpi).
- Maak een binaire afbeelding die overeenkomt met de oppervlakte die gekleurd. De drie kleur drempels (waarden tussen 0 - 255 voor elk) totdat de binaire image precies de korrels van de gekleurde zetmeel waargenomen weerspiegelt, via afbeelding | Detecteren | Selecteer de drempels van rood, blauw en groen | OK. Herhaaldelijk visuele vergelijkingen in verschillende preparaten en weefsels te tunen van de uiteindelijke detectie niveaus maken Opslaan en gebruik deze niveaus voor alle voorbereidingen.
- Het zetmeel te kwantificeren. De oorspronkelijke kleurenafbeelding converteren naar een zwart-wit beeld met het systeem van de analyse van de afbeelding. De binaire image gebruiken als een bovenliggende masker aan de zwart-wit beeld via afbeelding | Binaire bewerken. Meten van de som van de extinctie van elke pixel onder het masker via maatregel | Grijs niveau | OK en deze waarde als het zetmeelgehalte op het gemeten gebied beschouwen.
- Herhaal stap 3.4.1 - 3.4.3 in vier plaatsen van de eierstok primordia om een representatieve waarde van de inhoud van de zetmeel in het ovarium van bloem primordia te verkrijgen.
- Herhaal stap 3.4.1 - 3.4.3 en 3.4.5 in verschillende bloemen verzamelen na elke stap.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Ruststadia studies vereisen de bepaling van het moment wanneer het koelen eisen is voldaan. Ondanks het ontbreken van fenologische veranderingen in de winter onder veldomstandigheden (figuur 1A) herstellen cherry bomen niet de capaciteit van de groei onder passende voorwaarden totdat ze een bepaalde periode onder lage temperaturen geven. De regelmatige overdracht van scheuten aan een gecontroleerde omstandigheden kamer (figuur 1B) in de winter mag de evaluatie van de status van de rustperiode van de bloemknoppen. De evaluatie van de groei van bloem bud werd gedaan door het meten van de toename van het gewicht van de kiem. Terwijl, tijdens een rustperiode, kon geen wijzigingen worden waargenomen na 10 dagen onder geschikte omstandigheden (Figuur 1 c), zodra ruststadia werd overwonnen, de toppen gepofte en barsten in de zaal van de groei (Figuur 1 d). De resultaten van deze analyse toegestaan de rustperiode status van de knoppen tot stand worden gebracht. Als gevolg van de verschillende temperaturen tijdens de winter, werd ruststadia overwonnen op verschillende tijdstippen, afhankelijk van het jaar. Terwijl, tijdens het eerste jaar van de studie, het breken rustperiode van vond plaats in januari, presenteerde het tweede jaar een mildere winter; Dus, de koelen vervulling opgetreden ongeveer drie weken na, in februari.
Zoete kers draagt bloemknoppen in sporen, waar de apicale kiem is een vegetatieve bud en de toppen van de laterale bloemknoppen (Figuur 1 c en 1 D). Ongedifferentieerde toppen begon te differentiëren in bloem of vegetatieve knoppen aan het eind van de zomer, en wanneer ze rustperiode in de winter invoert, verschillende bloem primordia blijven binnen de kiem, beschermd door talloze groene schubben en bruine buitenste schalen (vallende Figuur 1 c en figuur 2A). De dissectie van de bloem-bud toonde de kleine bloem primordia binnen (figuur 2A). Elke bloem bud bevatte een tot vijf individuele bloem primordia (figuur 2B). Ondanks het kleine formaat van de primordium van elke bloem, alle onderdelen van een bloem worden gedifferentieerd en kan worden onderscheiden: de stamper, de helmknoppen, de bloemblaadjes en de kelkbladen (figuur 2C). Het gebruik van histochemische technieken (alcohol: azijnzuur [3:1]-fixatie, paraffine insluiten microtoom afdelen en jodium gebaseerde zetmeel kleuring) toegestaan de verdeling van het zetmeel in de bloem primordium weefsels in acht moeten worden genomen (figuur 2D ).
Zetmeel in de eierstok primordium werd gekwantificeerd in elke sectie. Vier maatregelen voor 1337 µm2, op 40 x vergroting, vertegenwoordigd de algemene lay-out van zetmeel in de zoete kers eierstok primordium (figuur 3A). Zetmeel korrels waren duidelijk onderscheiden van de achtergrond nadat ik2KI kleuring (figuur 3B). Het zetmeel werd ontdekt door de image analysesysteem, door aanpassing van de drempels van rode, groene en blauwe totdat alle korrels van de zetmeel waargenomen werden gedekt door de binaire image gemaakt door het systeem op basis van de gedefinieerde kleurenschema parameters (Figuur 3 c) kleur. De waarden van zetmeelgehalte verkregen waren het resultaat van de meting van de extinctie van elke pixel onder het masker op de zwart-wit beeld (afbeelding 3D).
De kwantificering van zetmeel bleek een consistent patroon van zetmeel dynamische tijdens de winter (Figuur 4). De hoeveelheid zetmeel in de vroege winter gepresenteerd consequent, de waarde van een optische dichtheid van minder dan 40.0003, terwijl het maximumbedrag een waarde tussen 120.000 en 140.000 in beide jaren bereikt. Terwijl in januari tijdens het eerste jaar (figuur 4A) de maximale waarde bereikt is, kwam in februari in het tweede jaar (figuur 4B). Deze resultaten met de teint rustperiode van contrasterende, de maximale hoeveelheid zetmeel is opgetreden gelijktijdig met het koelen vervulling in beide jaren.
Deze benadering vereist de vaststelling van de status van de rustperiode (figuur 5A) gelijktijdig met de kwantificering van de zetmeel op de eierstok weefsel (figuur 5B) om het frame van de veranderingen in het zetmeelgehalte ten opzichte van de rustperiode.
Figuur 1: experimentele opstelling voor de bepaling van de status van de rustperiode van de bloemknoppen van de zoete kers. (A) de takken, tijdens de winter, Toon de slapende knoppen gesloten en bedekt met donkere bruine schubben. (B) dit paneel toont scheuten overgebracht naar de kamer van de groei. In medio januari, sommige cultivars bleef slapende met de toppen nog gesloten (witte pijl), terwijl anderen waren in staat om te groeien, met gepofte toppen (zwarte pijl). (C) dit paneel toont een detail van een shoot met slapende bloemknoppen ligt lateraal en een enkele vegetatieve bud gelegen in de apicale positie in de spur. (D) dit paneel toont een detail van een shoot zodra ruststadia werd overwonnen na 10 dagen in de groeiende zaal, tonen bud zwelling. Klik hier voor een grotere versie van dit cijfer.
Figuur 2: Plant materiaal voorbereiding voor zetmeel kwantificering. (A) dit paneel toont een transversale gedeelte van een bloem bud, tonen twee bloem primordia (fp) beschermd met talrijke schubben (sc). (B) drie bloem primordia (fp) verzamelen in de kiem van een bloem. (C) dit deelvenster ziet u een transversale gedeelte van een bloem primordium, met alle de naaldkransen gedifferentieerde: kelkbladen (se), bloemblaadjes (pe), helmknoppen (an) en stamper (pi). De eierstok primordium onderscheidt zich aan de voet van de stamper (pijl). (D) een middelste gedeelte van de primordium van een bloem werd verzameld en vaste in januari, ingebed in paraffine, gesegmenteerd en gekleurd met I2KI (donkerbruin) voor zetmeel. Dit paneel toont de eierstok primordium (pijl). De schaal bars zijn 500 µm in deelvensters A en B en 200 µm in panelen C en D. Klik hier voor een grotere versie van dit cijfer.
Figuur 3: zetmeel kwantificering in zoete kers eierstok primordium. (A) dit paneel toont een middengedeelte van een eierstok primordium gekleurd met I2KI, de vier frames in welke zetmeel inhoud tonen werd gemeten. (B) dit paneel toont een detail van de primordium van de eierstok. De submodules zetmeel zijn gekleurd in donkerbruin. (C) dit paneel toont een beeld van de kleurcorrectie in welke zetmeel komt met de verschillende tinten blauw overeen. (D) dit paneel toont een binaire Afbeeldingsmasker die ik2KI gebeitste zetmeel (blauw) op de originele zwart-wit beeld. De optische dichtheid wordt uitsluitend gemeten in de pixels van de oorspronkelijke afbeelding bedekt door het masker. De schaal bars zijn 100 µm in deelvenster A en 20 µm in panelen B - D. Klik hier voor een grotere versie van dit cijfer.
Figuur 4: representatieve resultaten voor de kwantificering van de zetmeel in zoete kers eierstok primordia verzameld maandelijks van het najaar tot het voorjaar gedurende twee jaar van verschillende winter temperaturen. (A) dit paneel toont de resultaten van de jaren 2010-2011, die had een koude winter. De huiveringwekkende vervulling (sneeuwvlokje) vond plaats in januari, gelijktijdig met de maximale hoeveelheid zetmeel. (B) dit paneel toont de resultaten van het jaar 2011-2012, die had een zachte winter. De huiveringwekkende vervulling (sneeuwvlokje) vond plaats in februari, gelijktijdig met de maximale hoeveelheid zetmeel. De waarden zijn de gemiddelde ± de standaardfout van het gemiddelde. Klik hier voor een grotere versie van dit cijfer.
Figuur 5: schema van de proefopzet te beoordelen van de status van de rustperiode van de toppen en de kwantificering van de zetmeel in de eierstok primordia in zoete kers. (A) dit paneel toont de werkstromen voor de bepaling van de status ruststadia: de plant materiaal voorbereiding, het proces en de behaalde resultaten. (B) dit paneel toont de werkstromen van de kwantificering van de zetmeel: de histochemische voorbereiding van de knoppen voor een microscopische observatie van het zetmeel, de detectie van afbeeldingen analyse van zetmeel en de kwantificering van zetmeel. Klik hier voor een grotere versie van dit cijfer.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Rustperiode in houtachtige planten presenteert duidelijke gevolgen in fruitteelt- en bosbouw in een veranderend klimaat, hoewel het biologische proces achter ruststadia onduidelijk blijft. Ruststadia studies kunnen vanuit verschillende gezichtspunten worden benaderd, maar het onderzoek op zoek naar een biologische marker voor de winter-rustperiode is toegenomen de laatste jaren. Echter, zijn de meeste pogingen om te vinden een duidelijke indicator weergeven wanneer een knop ruststadia heeft gebroken mislukte3. De hierin beschreven methode histochemische technieken18 te combineren met de afbeelding van de analyse, is zeer nuttig om te buigen over de relatie tussen de koolhydraat reserves van een bepaald weefsel en de fysiologische activiteit in de toppen van de zoete kers tijdens de verschillende fasen van ruststadia5 en kan ook worden toegepast op andere soorten en weefsels10,13,20.
Koolhydraat reserves in de vorm van zetmeel spelen een belangrijke rol, zowel in de bloemontwikkeling en de reproductieve proces7,10,13,20,21,23 en in de seizoensgebondenheid van de gematigde houtachtige planten6. Verschillende studies over ruststadia hebben aandacht besteed aan het zetmeel in de toppen24. Vanwege hun kleine omvang, verschillende hele toppen zijn echter vereist voor het gebruik van kwantitatieve analysemethoden, en de opsporing van kwantitatieve variaties in bepaalde weefsels of cellen is beperkt door het maskerende effect van de omringende cellen. De combinatie van histochemische technieken met het systeem van de analyse van de afbeelding biedt een goede gelegenheid om de studie van veranderingen in het zetmeelgehalte van verschillende structuren binnen de kiem.
Deze methode heeft de beperking om te voorkomen dat de kwantificering van de exacte inhoud van zetmeel in het weefsel, maar kan de inhoud van de relatieve zetmeel worden gekwantificeerd kwantitatieve zetmeel wijzigingen over tijd25 volgen en vergelijken het zetmeel inhoud van verschillende weefsels en13,20, cultivars of jaren5. Zodat de juiste vergelijking van de waarden van optische dichtheid tussen velden, weefsels en toppen, de kalibratie van het systeem (lichtomstandigheden, kleuring intensiteit en vergroting) en de instelling van kleur drempelwaarden moeten nauwkeurig worden vastgesteld , opgeslagen en gebruikt voor alle voorbereidingen.
Zetmeel kleuring en kwantificering op basis van kalium jodium maakt het latere gebruik van andere vlekken na het wassen van de sectie. Dus, uiteenlopende analyses kunnen worden uitgevoerd zonder extra voorbereidingen en synthetische montage media niet zijn gebruikt5,20. Ook worden Morfometrische metingen26 kan na de dezelfde voorbereidingen, zodat het patroon van zetmeel accumulatie te worden geformuleerd met betrekking tot de groei van verschillende structuren5,13. De methode kan worden aangepast aan andere structuren of soorten met de aanpassing van de kleurniveaus die de analyzer gebruiken voor het detecteren van het zetmeel, waardoor de studie van andere ontwikkelings processen die betrekking hebben op wijzigingen in de inhoud van het zetmeel in kleine groepen van cellen kan.
De relatie tussen ruststadia release en zetmeel accumulatie in de eierstok primordia onthuld door het gebruik van deze methode biedt een goede basis om te begrijpen van de biologische basis van rust en koelen eisen5. Echter, zetmeel kwantificering door beeldanalyse op paraffine-ingebedde secties kan blijken te zijn zeer omslachtig en tijdrovend te schatten de koelen eisen van een groot aantal cultivars. Toekomstige inspanningen moeten worden toegespitst op het bestuderen van betrouwbare biologische indicatoren die de status van de rustperiode van de boom gemakkelijk kunnen aangeven. Ondertussen, het patroon van zetmeel variaties tijdens de rustperiode kan worden gebruikt om verdere fysiologische en genetische studies frame, en de combinatie van histochemische technieken met beeldanalyse hierin beschreven kan worden gebruikt in andere houtachtige meerjarige gewassen te het zetmeelgehalte van verschillende weefsels met betrekking tot ruststadia te kwantificeren.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
De auteurs hebben niets te onthullen.
Acknowledgments
De auteurs worden Maria Herrero en Eliseo Rivas dankbaar bedanken voor hun nuttige discussie en advies. Dit werk werd gesteund door het Ministerio de Economía y Competitividad — Europees Fonds voor regionale ontwikkeling, Europese Unie [subsidie nummer BES-2010-037992 tot E. F.]; het Instituto Nacional de Investigación y Tecnología Agraria y Alimentaria [subsidie nummers RFP2015-00015-00, RTA2014-00085-00-, RTA2017-00003-00]; en de Gobierno de Aragón — Europees Sociaal Fonds, de Europese Unie [Grupo Consolidado A12-17R].
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Precision scale | Sartorius | CP225D | |
| Stereoscopic microscope | Leica Microsystems | MZ-16 | |
| Drying-stove | Memmert | U15 | |
| Paraffin Embedding station | Leica Microsystems | EG1140H | |
| Rotatory microtome | Reichert-Jung | 1130/Biocut | |
| Microtome blade | Feather | S35 | Stainless steel |
| Bright field microscope | Leica Microsystems | DM2500 | |
| Digital Camera | Leica Microsystems | DC-300 | |
| Image Analysis System | Leica Microsystems | Quantiment Q550 |
References
- Kurokura, T., Mimida, N., Battey, N. H., Hytönen, T. The regulation of seasonal flowering in the Rosaceae. Journal of Experimental Botany. 64 (14), 4131-4141 (2013).
- Rohde, A., Bhalerao, R. P.
- Fadón, E., Rodrigo, J. Unveiling winter dormancy through empirical experiments. Environmental and Experimental Botany. 152, 28-36 (2018).
- Fadón, E., Rodrigo, J., Herrero, M. Is there a specific stage to rest? Morphological changes in flower primordia in relation to endodormancy in sweet cherry (Prunus avium L.). Trees - Structure and Function. , In Press (2018).
- Fadón, E., Herrero, M., Rodrigo, J. Dormant flower buds actively accumulate starch over winter in sweet cherry. Frontiers in Plant Science. 9 (171), (2018).
- Loescher, W. H., Mccamant, T., Keller, J. D. Carbohydrate reserves, translocation and storage in woody plant roots. HortScience. 25 (3), 274-281 (1990).
- Hedhly, A., et al. Starch turnover and metabolism during flower and early embryo development. Plant Physiology. , (2016).
- Rodrigo, J., Hormaza, J. I., Herrero, M. Ovary starch reserves and flower development in apricot (Prunus armeniaca). Physiologia Plantarum. 108 (1), 35-41 (2000).
- Julian, C., Rodrigo, J., Herrero, M. Stamen development and winter dormancy in apricot (Prunus armeniaca). Annals of Botany. 108 (4), 617-625 (2011).
- Alcaraz, M. L., Hormaza, J. I., Rodrigo, J. Pistil starch reserves at anthesis correlate with final flower fate in avocado (Persea americana). PLoS One. 8 (10), e78467 (2013).
- Smith, A. M., Zeeman, S. C. Quantification of starch in plant tissues. Nature Protocols. 1 (3), 1342-1345 (2006).
- Eliceiri, K. W., et al.
- Rodrigo, J., Herrero, M. Influence of intraovular reserves on ovule fate in apricot (Prunus armeniaca L.). Sexual Plant Reproduction. 11, 86-93 (1998).
- Zhou, J., Spallek, T., Faulkner, C., Robatzek, S. CalloseMeasurer: A novel software solution to measure callose deposition and recognise spreading callose patterns. Plant Methods. 8 (1), (2012).
- Faulkner, C., et al. An automated quantitative image analysis tool for the identification of microtubule patterns in plants. Traffic. 18 (10), 683-693 (2017).
- Kuhn, B. F. Determination of starch in ovules of the sour cherry cv. "Stevnsbaer.". European Journal of Horticultural Science. 71 (3), 120-124 (2006).
- Johansen, D. A. Plant microtechnique. , McGraw-Hill. New York, NY. (1940).
- Ruzin, S. E. Plant microtechnique and microscopy. , Oxford University Press. New York, NY. (1999).
- Rodrigo, J., Rivas, E., Herrero, M. Starch determination in plant tissues using a computerized image analysis system. Physiologia Plantarum. 99 (1), 105-110 (1997).
- Alcaraz, M. L., Hormaza, J. I., Rodrigo, J. Ovary starch reserves and pistil development in avocado (Persea americana). Physiologia Plantarum. 140 (4), 395-404 (2010).
- Suarez, C., Castro, A. J., Rapoport, H. F., Rodriguez-García, M. I. Morphological, histological and ultrastructural changes in the olive pistil during flowering. Sexual Plant Reproduction. 25, 133-146 (2012).
- Lang, G. A., Early, J. D., Martin, G. C., Darnell, R. L. Endodormancy, paradormancy, and ecodormancy - Physiological terminology and classification for dormancy research. HortScience. 22 (3), 371-377 (1987).
- Hedhly, A., Vogler, H., Eichenberger, C., Grossniklaus, U. Whole-mount clearing and staining of arabidopsis flower organs and siliques. Journal of Visualized Experiments. 2018 (134), 1-10 (2018).
- Kaufmann, H., Blanke, M. Changes in carbohydrate levels and relative water content (RWC) to distinguish dormancy phases in sweet cherry. Journal of Plant Physiology. 218 (July), 1-5 (2017).
- Herrero, M., Dickinson, H. G. Pollen-pistil incompatibility in Petunia hybrida: changes in the pistil following compatible and incompatible intraspecific crosses. Journal of Cell Science. 36, 1-18 (1979).
- Carpenter, A. E., et al. CellProfiler: image analysis software for identifying and quantifying cell phenotypes. Genome Biology. 7 (10), R100 (2006).
