Summary
Bu protokol, hem insan bağışıklık sistemi hem de karaciğer hücreleri ile insanlaşmış fareler kurmak için güvenilir bir yöntem sağlar. İnsan hepatositlerinin intrasplenik enjeksiyonu ve CD34+ hematopoetik kök hücrelerin insplektik enjeksiyonu ile elde edilen çift immünoeksik fareler insan immün yetmezlik virüsü-1 enfeksiyonuna yatkındır ve gözlendiği gibi karaciğer hasarına recapitulate HIV bulaşmış hastalar.
Abstract
İnsan immün yetmezlik virüsü-1 (HIV-1) ile enfekte hastaların artan yaşam beklentisi rağmen, karaciğer hastalığı morbidite ortak bir nedeni olarak ortaya çıkmıştır. HIV-1'in neden olduğu karaciğer immünpatolojisi hala zor. İnsan hepatositleri ve insan bağışıklık sistemi ile küçük ksenogreft hayvan modelleri hastalığın patogenezinin insan biyolojisini özetleyebilir. Burada, insan heatositleri ve CD34+ hematopoetik kök/progenitor hücreleri (HSPCs) transplantasyonu ile hiv hastalarında gözlenen karaciğer immünopatolojisini incelemek için çift insanlaştırılmış fare modeli oluşturmak için bir protokol tanımlanmıştır. Çift reconstitution elde etmek için, erkek TK-NOG (NOD. Cg-Prkdcscid Il2rgtm1Sug Tg(Alb-TK)7-2/ShiJic) fareler intraperitoneally gansiclovir enjekte edilir (GCV) dozları fare transgenik karaciğer hücrelerini ortadan kaldırmak için, ve nonmiyeoablative klima için treosulfan ile, her ikisi de insan hepatosit (HEP) engraftment ve insan bağışıklık sistemi (HIS) gelişimini kolaylaştırmak. İnsan albumini (ALB) düzeyleri karaciğer engraftment için değerlendirilir, ve kanda insan bağışıklık hücrelerinin varlığı kanda akış sitometri tarafından tespit insan bağışıklık sisteminin kurulmasını doğrular. Burada açıklanan protokol kullanılarak geliştirilen model, HIV-1 enfeksiyonundan kaynaklanan karaciğer hasarının birden fazla bileşenini andırmaktadır. Kurulması hepatit virüsü ortak enfeksiyon çalışmaları ve antiviral ve antiretroviral ilaçların değerlendirilmesi için gerekli olduğunu kanıtlayabilir.
Introduction
Antiretroviral tedavinin gelişinden bu yana, HIV-1 monoenfeksiyona bağlı ölümlerde önemli bir azalma olmuştur. Ancak, karaciğer hastalığı HIV-enfekte hastalarda morbidite ortak bir nedeni olarak ortaya çıkmıştır1,2. HIV-1 enfeksiyonu ile hepatit virüslerinin coenfeksiyonlar daha yaygındır, 10% için muhasebe - 30% ABD'de HIV enfektekişilerin% 30,4,5.
HIV-1 ve hepatit virüslerinin ev sahibi özgüllüğü, küçük hayvan modellerinin insana özgü bulaşıcı hastalıkları incelemek veya HIV-1 ile ilişkili karaciğer patogenesinin çeşitli yönlerini araştırmak için yararsağlar. İnsan hücrelerinin ve/veya dokuların engraftment izin immunodeficient fareler (insanlı fare modelleri olarak da adlandırılır) preklinikçalışmalariçin kabul edilebilir hayvan modelleri 6,7,8. 2000'li yılların başında insanlaşmış farelerin piyasaya sürülmesinden bu yana, kolestatik insan karaciğer toksisitesi, HIV-1 ve HIV ile ilişkili nörobilişsel bozukluklar, Epstein Barr virüsü, hepatit ve diğer dahil olmak üzere insana özgü patojenler, birden fazla preklinik çalışmalar bulaşıcı hastalıklar, bu farelerde araştırılmıştır6,9,10,11. CD34+ HSPCs ve / veya insan hepatosit transplantasyonu için birden fazla fare modelleri uzun geliştirilmiş ve Hepatit B virüsü (HBV) ilişkili karaciğer hastalığı hastalığı patogenezini incelemek için zaman içinde geliştirilmiş12, 13.000 , 14. HSPC ve insan hepatosit (HEP) transplantasyonu için çeşitli modeller NOG (NOD) olarak bilinen suşlara dayanmaktadır. Cg-Prkdcscid Il2rgtm1Sug/JicTac)8,13, NSG (NOD. Cg-Prkdcscid Il2rgtm1Wjl/SzJ)15, Balb/C-Rag2-/- γc-/- (Rag2tm1.1Flv Il2rgtm1.1Flv/J)12ve fah-/- NOD rag1-/- il2rγnull fare16. Ancak, her modelin kendi avantajları ve sınırlamaları vardır; örneğin, Bir Balb/C-Rag2üzerinde HEP'ler ve insan kök hücreleri (HSC'ler) için AFC8 çift insanlaştırılmış fareler , bağışıklık hücreleri ve HSC'lerin başarılı bir şekilde engraftment sağlar, ancak bir antijene özgü T- ve B-hücre yokluğu var bu modelde yanıt12. Çift insanlı farelerin yeniden konumlanmasındaki en önemli endişeler arasında suboptimal engraftment, farklı dokuları destekleyecek uygun modellerin olmaması,uyumsuz koşullar, immün ret veya greft-versus-host hastalığı (GVHD) ve teknik metabolik anormalliklere bağlı olarak yenidoğanlarda riskli manipülasyonlar ve yüksek mortalite oranları gibi güçlükler13.
İnsanlaştırılmış fareler uzun yıllar HIV araştırma için kullanılan olmasına rağmen17,18,19, HIV-1 neden olduğu karaciğer hasarı incelemek için insanlaşmış farelerin kullanımı20sınırlı olmuştur . Biz daha önce bir çift insanlaştırılmış TK-NOG fare modeli ve HIV ilişkili karaciğer hastalığı8onun uygulama kurulması bildirdi. Bu model karaciğer ve bağışıklık hücrelerinin sağlam engraftment gösterir ve HIV enfeksiyonu patogenezini recapitulates. Bu tartışma, insan hepatositlerinin naklinde en kritik adımları içeren ayrıntılı bir protokol sunmaktadır. HEP'lerin başarılı bir şekilde engreftlemesi ve TK-NOG farelerde fonksiyonel bir bağışıklık sisteminin kurulması için gerekli olan HSP'lerin tanımı da sunulmuştur. Bu farelerin HIV ile ilişkili karaciğer immünopatogenezi üzerinde çalışması için kullanımı ayrıntılıdır. Karaciğere özgü herpes simpleks virüsü tip 1 timidin kigaz (HSV-TK) transgeni taşıyan TK-NOG erkek fareler kullanılır. Bu transgeni ifade eden fare karaciğer hücreleri, toksik olmayan bir GCV dozuna kısa bir maruzktan sonra kolayca ablated olabilir. Nakledilen insan karaciğer hücreleri eksojen ilaçlar olmadan fare karaciğeri içinde stably korunur21. Fareler de insan hücreleri için fare kemik iliği bir niş oluşturmak için treosulfan nonmyeloablative dozlarda ön koşulluvardır 8. İmmün eksikliği olan TK-NOG farelere intrasplenik olarak HEP ve çok güçlü HSP'ler enjekte edilir. Fareler daha sonra düzenli olarak kan immünofenotiyonu ve serum insan-albumin düzeyleriölçümleri ile kan ve karaciğer reconstitution için izlenir, sırasıyla. Hem insan bağışıklık hücreleri hem de HEP'ler için %15'ten fazla başarılı bir reconstitution ile fareler intraperitoneally HIV-1 enjekte edilir. HIV'in karaciğer üzerindeki etkisi enfeksiyon sonrası 4- 5 hafta kadar erken değerlendirilebilir. HIV-1 kullanıldığından, virüsün kullanımı ve farelere enjekte edilmesi sırasında gerekli tüm önlemlerin alınması gerektiği ne kadar önemlidir?
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Bu protokol, Nebraska Üniversitesi Tıp Merkezi'ndeki Kurumsal Hayvan Bakım ve Kullanım Komitesi (IACUC) tarafından onaylanmıştır.
NOT: Hayvanlar üzerinde deneyler yapmadan önce yerel IACUC'den onay alın.
1. Göbek Kordon Kanının İşlenmesi ve İnsan HSP'lerinin İzolasyon
- Laminar akış dolaplarında steril koşullar altında protokolün tüm adımlarını gerçekleştirin.
- Heparinize tüplerde toplanan göbek kordon kanı (CB) alın ve fosfat tamponlu salin (PBS) ekleyerek hacmi 35 mL'ye kadar yapın. Örnek, Şekil 1'de gösterildiği gibi lenfosit ayırma ortamının (LSM) üzerine yerleştirin ve LSM'yi 400 x g'de 400 x g'de, 4 °C'de frensiz olarak merkezleyin.
NOT: Arayüzün karışmasını önlemek için kanı dikkatlice ve nazikçe seyreltin. - Üst LSM ve plazma tabakasını dikkatlice çıkarın ve aktarım pipetini kullanarak beyaz buffy coat arayüzünü yeni bir tüpe aktarın.
- 30 - 40 mL buz gibi tampon (PBS + %0.5 sığır serum albumini [BSA] + 2 mM ethylenediaminetetraacetic asit [EDTA]) içinde buffy kat resuspend. Bir pipet kullanarak, hücre süspansiyonunun 20 μL'sini %0,4'lük trypan mavisi ve pipet 10°L karışımını sayma kaydırağının iki bölmesinden birinin dış açılımına birleştirin ve hücreleri saymak için slayı otomatik bir hücre sayacına yerleştirin.
NOT: Hücreleri canlı tutmaya yardımcı olduğu için tüm adımlarda buz gibi tampon kullanın. - Hücreleri 300 x g'de 4 °C'de 10 dakika için santrifüj edin ve süpernatantı dikkatlice aspire edin. Daha sonra, buz gibi tampon 300 μL ekleyin.
- 1 x 108 hücreye kadar 100 μL insan fc reseptör bloke reaktifi ve 100 μL monoklonal fare anti-insan CD34 antikor konjuge mikroboncuklar ekleyin (Malzeme Tablosunabakın). 4 °C'de 30 dakika kuluçka, hücreleri yıkamak için 10 mL buz gibi tampon ekleyin ve 4 °C'de 10 dakika boyunca 300 x g'de santrifüj yapın.
NOT: 1 x 108'den fazla hücre varsa bunu hücre sayısına göre ölçeklendirin. - Supernatant'ı dikkatlice çıkarın, 500 μL arabellekte peleti yeniden askıya alın ve HSP'leri zenginleştirmek için manyetik ayırma adımına devam edin.
- Pozitif bir seçim LS sütunu yerleştirin (Malzemeler Tablosu'nabakın) manyetik olarak aktive edilmiş hücre sıralama alanına yerleştirin ve 3 mL arabellekile geçirin.
- Numuneyi, insan CD34+'ya bağlı mikroboncukları numunelere sığdırabilen ve yerçekiminin etkisi yle toplama tüpüne akmasını sağlayan LS sütununa yükleyin.
- Tampon ile sütun 3x yıkayın ve CD34 aynı toplama tüpü nde elute toplamak- hücrelerin fraksiyonu.
- CD34+ hücreleri yeni bir toplama tüpüne dönüştürmek için 5 mL arabellek içeren sütunu daldırın. >%90 saflık elde etmek için yordamı tekrarlayın.
- Hemositometrede trypan mavi boya kullanarak eluted CD34+ hücreleri sayın. Saydıktan sonra, 5 dk için 300 x g CD34+ hücreleri santrifüj ve supernatant atın.
- Cd34+ hücreleri 25 μL PBS'de naklatımda hemen kullanılmak üzere yeniden askıya almak veya dondurucu ortamda 1-2 milyon/mL konsantrasyonda hücreleri kriyokorunmuş olarak (Roswell Park Memorial Institute medium [RPMI 1640 orta] + %50 fetal transplantasyonda daha fazla kullanılmak üzere sığır serumu (FBS) + %10 dimetil sülfoksit [DMSO])
NOT: Her zaman naklatabilmede kullanmadan önce canlı hücreleri yeniden sayın. - CD34+ elute'nin saflığını kontrol etmek için süspansiyonun 50 μL'sini alın ve 4 °C'de 30 dakika boyunca 10 μL PE-konjuge anti-insan CD34 antikor ile kuluçkaya yatırın. Antikor inkübasyon sonra, PBS ile lekeli hücreleri yıkayın, PBS 100 μL onları yeniden askıya, ve sonra, akış sitometri gerçekleştirmek için devam. Akış sitometrede kapıyı tasarlamak için antikorsuz ek bir hücre tüpü ekleyin.
- Edinmeden sonra, ileri dağılım (FSC) ve yan dağılım (SSC) çiziminde ilgi alanını seçerek verileri analiz edin ve ardından FSC-alan ve FSC yüksekliği çizimlerinde tek hücreler için gating elde edin. PE kanalındaki tek hücrelerdeki CD34 pozitif hücreleri ve SSC alanı çizimini geçitlendirin.
2. Transplantasyon için İnsan Hepatosithazırlanması
- Sıvı nitrojenden kriyosayrılmış hepatositleri çıkarın, şişeyi su banyosuna hızla batırın ve yaklaşık 90-120 s kadar çözülün.
- Vial kapağı çıkarın ve ısıtılmış erime ortamının 50 mL konik tüpüiçine çözülmüş hepatositler dökün.
- 50 mL'lik tüpü elle sallayarak hücreleri birkaç saniye askıya alın.
NOT: Tüpü girdap etmeyin. - Hücre100 x g oda sıcaklığında 8 dk. PBS'deki peletli hücreleri %0,1 BSA ile yıkayın ve pbs'de taze veya çözülmüş HSP'lerle (oran 10:1) 80 μL/fare son hacminde havuzlayın.
3. İnsan HSPC ve Hepatosit Transplantasyonu için Hayvan Taşıma, Tarama, Genotileme ve Tedavi
- Hayvan taşıma
- Şiddetli immün yetmezlik sonucu, cins, ev, ve aseptik koşullar altında TK-NOG fareler kolu.
- Potansiyel patojen mikroorganizmalarla enfeksiyonu önlemek için her zaman bir laboratuvar önlüğü, eldiven, ayakkabı kılıfı ve yüz maskesi giyin.
- Ameliyat için steril eldiven ve aletleri kullanın ve ameliyat boyunca hayvanları aseptik olarak kullanın.
- Deney için TK-NOG fare seçimi
- Dişi TK-NOG farelerini erkek tk-NOG olmayan çöplerle besleyerek TK-NOG suş kolonisini koruyun ve genotipleyerek transgenik yavruları seçin.
NOT: Kesilme sırasında yeni doğan erkek ve dişi farelerde transgenin varlığını veya yokluğunu belirlemek için genotipleme yapın (bkz. adım 3.3). - HSV-TK transjen ekspreshepatlarının GCV aracılı tükenmesine karşı yüksek hassasiyetleri nedeniyle transplantasyon için 6 -8 haftalık erkekleri seçin21.
- Tanımlamayı kolaylaştırmak için fareleri kesişme veya ameliyat sırasında kulak etiketiyle etiketle. Hayvanların ağırlık ve sağlık durumlarını not edin.
- Dişi TK-NOG farelerini erkek tk-NOG olmayan çöplerle besleyerek TK-NOG suş kolonisini koruyun ve genotipleyerek transgenik yavruları seçin.
- Kantitatif gerçek zamanlı polimeraz zincir reaksiyonu kullanarak HSV-TK transgeninin varlığı için genotipleme
- (Genellikle 3 -4 haftalık yaşlarda) suiisma sırasında genotipleme yapın. Genotipleme için, bir laminar akış biyolojik güvenlik kabininde fare kulağının bir parçası kesilmiş sterilite korumak ve genomik DNA izolasyon kiti kullanarak genomik DNA ayıklamak.
- HSV-TK transgeni için insan albumin promotörü kontrolünde ki 1 μL ileri astar 5'-CCATGCACGTCTTTATCCTGG-3', 1 μL ters astar 5'-TAAGTTGCAGCAGGGCGTC-3', 0.5 μL ekleyerek kulak parçasından çıkarılan genomik DNA'yı yükseltin FAM prob 5′-FAM-AATCGCCCGCCGGCTGC-MGB-3', ve 10 μL ana karışımı gerçek zamanlı polimeraz zincir reaksiyonu (PCR) alet22.
- Gerçek zamanlı PCR ayarlarını şu şekilde ayarlayın: 30 s (ön okuma aşaması) için 60 °C, 10 dakika (bekleme aşaması) için 95 °C, 15 s için 95 °C 40 devir ve 1 dk için 60 °C (PCR aşaması) ve 30 s (okuma sonrası aşama) için 60 °C.
NOT: HSV-TK transgeni için 22'nin altındaki eşik (Ct) döngüsü pozitif olarak kabul edilir.
- Gansiclovir ve treosulfan kullanılarak tedavi
- 27 G iğne kullanarak, TK-NOG farelere 7 gün 2 kat intraperitoneal GCV enjeksiyonları (6 mg/kg) enjekte edin ve ameliyattan önce 100 μL'de 5 tuzlu su enjekte edin (Şekil 2'dekideneysel stratejide gösterildiği gibi )23 .
- Ameliyattan önce 3, 2 ve 1.
- Ameliyattan bir gün önce submandibular venden 2-3 damla (~100 μL) kan çekin ve degr'i değerlendirmek için alanin aminotransferaz (ALT) tahlili için 10 dakika (10 dk için 1.500 x g) santrifüj ederek serumu izole edin karaciğer hasarı ee.
- Ameliyata hazırlık
- Ameliyattan önce kesi bölgesini (periton duvarının solunda) çevreleyen farenin kürkü için makas kullanın.
- Fare anestezi makinesi ni kullanarak oksijen akışını 1 L/dk'ya, izofluran akışını ise %3 -5%'e ayarlayın. Anestezi için indüksiyon odasına bir seferde bir fare yerleştirin.
- Steril uzatma tüpünün bir ucunu (550 μL süspansiyon tutma kapasitesine sahip olarak; teknik özellikler için Malzeme Tablosu'na bakın) 30 G iğneye ve diğer ucunu 1 mL şırıngaya takın.
- Şırıngayı havuzlu HEP'lerin ve HSP'lerin süspansiyonuyla (80 μL/fare) doldurun (bölüm 2'ye bakın), şırıngayı tekrarlayan dağıtım pipetinin çentikine sığdırın ve dağıtıcıyı her prese 10 μL dağıtacak şekilde ayarlayın.
- Fareler anestezi edildikten sonra (genellikle 3 - 4 dk sonra), burun konisine isofluran akışını değiştirin ve isofluran akış hızını %2-%3'e düşürün.
- Farelerde insan HSPC'leri ve hepatositlerin intrasplenik transplantasyonu
- Steril koşullar altında laminar akış dolabında tüm cerrahi adımları gerçekleştirin.
- Çalışma yüzeyinin üzerine temiz bir steril perde yerleştirin ve bir kesi yapmadan önce, % 10 povison-iyot ve % 70 izopropil alkol takip ile her farenin vücudunun sol tarafında ovmak.
- Küçük bir kesi (~ 1 - 1,5 cm uzunluğunda ve 5 mm derin) deri, kas ve periton vanna tipi makas ile periton duvarının solunda yaklaşık 5 mm göğüs kafesi alt kenarının altında periton boşluğu girmek için olun.
- Dalağını bulun, kolay erişim için forsepslerle hafifçe çalışma alanına çekin ve 30 G iğneyi dalak alt kutbuna takın.
- Dağıtım pipetinin pistonunun kilidini açın ve dalak başına 60 - 80°L limitiyle hacmin 10°L'ini bir seferde dağıtın. İğneyi yavaşça geri çekin ve bir ligasyon aplier kullanarak dalağını bağlama klipleri ile kırpın.
- Dalağını steril PBS ile ıslak pamuk uçlu aplikatörlerle vücut boşluğuna geri itin.
- Emilebilir bir dikiş kesilmiş dikiş deseni (sürekli değil) kullanarak karın duvarının kas tabakasını kapatın. Emilemeyen dikişler kullanarak kesilen dikiş deseni ile cilt kapanmasını gerçekleştirin.
- Ameliyat sonrası fareleri hipotermiden korumak için ılık su sirkülasyonlarını kullanın.
- Ameliyattan 10-14 gün sonra emilmeyen dikişleri çıkarın.
- Ameliyat sonrası bakım
- Ekilen hayvan uyandığında analjezik çıkıntı (0.1 mg/kg) intraperitoneal olarak, günde 2 x art arda 3 gün enjekte edin.
- Normal fiziksel koşullara dönene kadar hayvanları günde en az 1 x gözlemleyin.
NOT: Bazı fareler ameliyat sonrası kilo verebilir, çünkü her hayvanın vücut ağırlığını kontrol edin. Fareler genellikle 1 ila 2 hafta içinde orijinal ağırlıklarını geri kazanırlar.
4. ELISA ve Akış Sitometri ile İnsan Bağışıklık Sistemi tarafından İnsan Karaciğerinin Engraftment Doğrulama
NOT: Enzime bağlı immünosorbent tsay (ELISA) ve akış sitometrisi ile 1 aylık posttransplantasyondan başlayarak, insan karaciğerinin ve bağışıklık sisteminin yeniden yapılandırılmasını aylık olarak değerlendirin.
- EDTA tüplerinde mızraklar kullanarak submandibular ven kan örnekleri toplamak ve 4 °C'de 10 dakika için 1.500 x g santrifüj. İlenmiş insan hepatositleri için fare karaciğerinin engraftment verimliliğini değerlendirmek için insan albumin düzeylerini kontrol etmek için serum izole, bir insan albumin ELISA quantitation seti kullanarak (Malzemeler Tablosubakınız) üreticinin aşağıdaki tarafından Talimat -ları.
NOT: Pelet atmayın ve insan bağışıklık sisteminin yeniden değerlendirmek için bir akış sitometri analizi için peletli hücreleri kullanmayın. - 35 μL FACS tamponunda (PBS + %2 FBS) serumsuz hücre peletini yeniden askıya almak ve 5 μL fareye özgü CD45 (konsantrasyon 0.5 mg/mL), 5 μL insana özgü antikorcd45 (0.1 mg/mL), CD3 (0.2 mg/mL), CD8 (0.1 mg/mL) ve CD19 (0.5 mg/mL) , ve 20 μL CD4 (0.25 mg/mL) ve CD14 (0.25 mg/mL) her biri için 30 dakika 4 °C, CD34 fonksiyonel bir bağışıklık sisteminin gelişimini kontrol etmek için+ HSPCs.
NOT: Lekeli hücrelerin gating belirlemek için lekesiz hücrelerin bir ek tüp eklemeyi düşünün. - Kuluçkadan sonra, polistiren yuvarlak alt akış sitometri tüpünde lekeli süspansiyonu (~100 μL) aktarın ve 10x lysis tamponunun 1 kısmını seyrelterek ve 10 parça distile su ile 10 adet kuluçka yada 10 - Kırmızı kan hücrelerini lyse için 15 dk.
NOT: Kırmızı kan hücresi lisisini değerlendirmek için bulanıklığı gözlemleyin. Örnek netleştikten sonra, lysis tamamlanır. - Lysis sonra, bir pelet almak için 5 dakika için 4 ° C 300 x g 300 x g FACS tampon 3 mL ekleyin. 300 x g'de 4 °C'de 5 dakika boyunca 300 x g'de 3 mL FACS tamponu ekleyerek yıkamayı tekrarlayın.
- Taze yapılmış hücreleri düzeltmek 1% paraformaldehit (PFA) ve akış sitometre üzerinde lekeli hücreleri elde, akış yazılımı ile analiz.
- Analiz için, bir FSC/SSC çiziminde gating lenfositler seçin, ardından FSC-alan/FSC yüksekliğinde tek hücreli gating.
- Ayrıca, tek hücreli popülasyonda insana özgü CD45 (hCD45) kapısı ve murine kökenli hücrelerin dışlanması için fareye özgü CD45 (mCD45) içerir. Lekesiz hücrelerin gating dayalı lekeli popülasyonun strateji gating.
- Kapı hCD45+ hücreleri CD3+ T hücreleri ve CD19+ B hücrelerinin sıklığını belirlemek için. CD4 ve CD8 alt kümelerini belirlemek için T hücreleri kapısı. Monositleri değerlendirmek için CD14+ monositleri belirlemek için hCD45'te geçit.
5. TK-NOG Farelerin HIV Enfeksiyonu ve İnsan Karaciğeri ve Bağışıklık Sistemi Üzerindeki Etkisi
- HIV-1 virüsünü ve tüm enfekte fareleri belirlenmiş bir biyogüvenlik seviyesi 2 tesisinde ele alın.
DİkKAT: Otoklav ve çift biyolojik tehlike torbaları tüm HIV enfekte atıklar atın. Güvenlik nedenlerinden dolayı, HIV bulaşmış fareleri teslim ederken kesmeye dayanıklı eldivenler giyin. - Virüsle çalışırken tek kullanımlık tulum gece elbisesi, ayakkabı kapakları, yüz maskesi ve çift eldiven içeren kişisel koruma ekipmanı (PPE) giyin.
- İnsan CD45+ hücrelerinin %15'inden fazlasının yeniden yapılandırılması (adım 4.7'de test edilmiş) ve serumda HIV-1 enfeksiyonu için insan albumini bulunan fareleri seçin (adım 4.1'de test edilmiştir).
- Farelere fare başına 100 - 200 μL hacimde 1 x 103 ila 1 x 104 doku kültürü enfeksiyöz dozları 50 (TCID50)ADA enjekte edin.
- Hiv ile enfekte fareler 5 hafta postenfeksiyon kullanarak ötanazi isoflurane (bir isofluran buhar konsantrasyonu ile >5%).
- Fareler ötenazi sonra, serum izolasyonu için bir kardiyak delinme ile EDTA tüplerde kan toplamak, ELISA tarafından insana özgü albumin düzeylerini değerlendirerek karaciğer üzerinde HIV-1 etkisini görmek için (bkz. adım 4.1) ve kan hücreleri insan bağışıklık değişiklikleri olup olmadığını kontrol etmek için akış sitometrisi kullanan hücreler (bkz. 4.2 - 4.8. adımlar).
NOT: Farelerin enfekte olup olmadığını doğrulamak için periferik viral yükü 5 hafta postenfeksiyon bir biyoanalizör üzerinde değerlendirin. - Kan aldıktan sonra, ötenazi farelerden karaciğeri çıkarmak.
- Karaciğer eksizyonu için, ksikphoid deri, kas ve periton derin1.5 - 2 cm uzunluğunda ve 0.5 cm derin bir kesi yaparak karın boşluğu ortaya çıkarmak. Karaciğer ve diyafram arasında omurgaya dik bir kesim yapın. Karaciğeri kaldırın ve mide ve bağırsaklara takılan tüm zarları ayırın.
- Toplamak ve% 4 paraformaldehit karaciğer düzeltmek ve insana özgü CK18 antikor kullanarak CK18+ hepatositler HIV etkisini değerlendirmek için standart bir immünohistokimyasal protokol izleyin8.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
İnsan karaciğeri ve bağışıklık hücreleri ile çift insanlı fare modelinin kurulması, sırasıyla çok basit ELISA ve akış sitometrisi ile her adımda kolayca izlenebilir. Akış sitometrisi fonksiyonel bir bağışıklık sisteminin gelişimini değerlendirmek ve HIV enfeksiyonunun bağışıklık hücreleri üzerindeki etkisini görmek için düzenli olarak yapılır. Çift insanlaşmış farelerde, fonksiyonel bağışıklık hücrelerinin gelişimi lenfosit kapısının% 15 ila% 90 arasında değişebilir. İmmün hücrelerin temsili alt kümeleri nokta çizimlerinde gösterilir (Şekil 3). İnsan hepatositlerinin engreftasyonunun değerlendirilmesi için, insana özgü albumin düzeyleri için ELISA aylık olarak fare serumuna yapılır. Hem HSP'ler hem de HEP'ler ile engrafted fareler gözlem süresi içinde büyümeye devam , ~7 μg/mL 377 μg/mL arasında değişen insana özgü albumin düzeyleri göstermek (6 ay)(Şekil 4). HIV enfeksiyonunun insan bağışıklık hücreleri üzerindeki etkisi çift insanlaşmış farelerin kanında akış sitometrisi ve karaciğerdeki HEP'ler üzerinde insana özgü albumin ELISA tarafından izlenmektedir. 5 hafta ile, HIV-1 serum insan albumin düzeylerinde bir azalmaya neden olur, ELISA tarafından değerlendirildiği gibi, ve insan CK18 bir tükenmesi+ çift insanlaşmış farelerin karaciğer bölümlerinde hepatositler, immünohistokimya tarafından değerlendirildiği gibi (Şekil 5). CD4:CD8'in daha düşük bir oranı tipik olarak, akış sitometrisi ile, HIV ile enfekte olmuş farelerin kan ve karaciğerinde, enfeksiyon öncesi aynı farede belirtilen seviyelere göre gözlenmektedir(Şekil 6). Protokol için önemli olan tüm reaktifler ve malzemeler Malzeme Tablosu'ndatartışılmıştır.
Şekil 1 : CD34+ hücrelerin kordon kanından zenginleşmesi şeması. (A) Kordon kanı lenfositler ayırma orta (LSM) üzerine katmanlı ve buffy kat izole etmek için santrifüj. (B) LS sütunlar manyetik bir stand üzerine yerleştirilir ve BSA tampon ile durulanır, ardından buffy kat eklenir. CD34 için pozitif hücreler sütunlarda sıkışıp kalır ve CD34- hücreler ayrı tüpler eluted. Sütun reçinelerinde sıkışmış CD34+ hücreleri bir piston ile daldı ve hücreler yeni bir tüp toplanır. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.
Şekil 2 : İnsanlaşmış karaciğer ve bağışıklık sistemi farelerin çift reconstitution için deneysel tasarım şematik görünümü, HIV-1 enfeksiyonu takip. TK-NOG farelere günde -7 ve gün -5'te günde 2 x 6 mg/kg dozda gansiklovir (GCV) enjekte edilir, ardından -3, -2 ve -1 günlerinde treosulfan enjeksiyonu yapılır. Transplantasyon için farelerin (Tx) taranması için ameliyattan bir gün önce alanin aminotransferaz (ALT) testi yapılır ve ALT düzeyleri >200 ve <600 U/L olan fareler seçilir. Transplantasyon dan sonra fareler, elisa kullanılarak albumin düzeylerini değerlendirerek akış sitometrisi (FACS) ve karaciğer rekonstasyonları ile insan bağışıklık sisteminin yeniden yapılandırılması için kontrol edilir. Fareler kurban edilmeden 5 hafta önce HIV-1 ile enfekte olurlar. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.
Şekil 3 : Kan insan hücre dağılımı için akış sitometri analizi gating stratejisi. (A) İlk olarak, lenfositler FSC-A ve SSC-A dayalı tam kan kapılı. (B) Tek hücreler lenfositler üzerinde kapılı. (C) İnsan CD45+ lökositfare CD45 ve insan CD45 kullanılarak tek hücrelere geçitlenir. (D) CD3+ T hücreleri ve CD19+ B hücreleri kapılı CD45+ insan lökositler üzerinde tanımlanır. (E) CD4+ T yardımcı hücreleri ve CD8+ sitotoksik T hücreleri kapılı CD3+ T hücrelerinde tanımlanır. (F) CD14+ monositler insan CD45+ lökositlerden geçitlidir. Burada temsil edilen sonuçlar çift insan hepatosit ve HSPCs ile nakledilen bir fare den.
Şekil 4 : Albumin konsantrasyonu çift insanlaşmış farelerin serumunda ELISA ile ölçülür. Farelere hem insan hepatositleri (HEP) hem de CD34+ hematopoetik kök/atajesor hücreleri (HSPCs)(n = 11) nakledilir. Serum 1, 4 ve 6 ay sonrası nakil sonrası farklı zamanlarda toplanır ve standartlar aralığındaki bilinmeyen numune konsantrasyonlarını ayarlamak için seyreltmeler yapılır. Her sembol ayrı bir fare değerini temsil eder. Sonuçlar, bireysel değerlerin yanı sıra ortancayı da temsil ediyor. * P < 0.05, tek yönlü ANOVA. Bu rakam Dagur ve ark.8'dendeğiştirilmiştir. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.
Şekil 5 : HIV-1'in serumdaki albumin düzeyleri ne kadar etkisi ve çift insanlaşmış farelerin karaciğerinde CK18+ insan hepatositlerinin tükenmesi. (A) Albumin konsantrasyonları 1 ve 4 ayda hem insan HEP'leri hem de HSP'ler ile nakledilen enfekte olmayan farelerde(n = 9) izlenir. Fareler emdirilir(n = 10) 4 - 5 ay posttransplantasyon ve 5 hafta postenfeksiyon kurban HIV ile. Her sembol ayrı bir fare değerini temsil eder. Sonuçlar, bireysel değerlerin yanı sıra ortancayı da temsil ediyor. * P < 0.05, tek yönlü ANOVA. Bu rakam Dagur veark. 8. (B) Enfekte olmayan (HEP + HSPCs, sol panel) ve HIV-enfekte TK-NOG fareler (HEPs + HSPCs + HIV, SAĞ panel) beş mikron karaciğer bölümleri sabit, parafin gömülü, ve anti-insan sitokeratin-18 (CK18) antikor için lekeli. CK18+ hepatosit lerin tükenmesine neden olan HIV-1, CK18+ insan hücreleri tarafından daha az işgal edilmiş bir alan la kanıtlanır. Burada temsil edilen sonuçlar, çift insan hepatositve HSPC'ler ile nakledilen bir enfekte olmayan ve HIV ile enfekte olmuş bir fareden dir. Ölçek çubukları = 100 μm. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görmek için lütfen buraya tıklayınız.
Şekil 6 : CD4+ hücrelerin periferik kandaki CD8+ T hücrelerine oranı ve çift reoluşturan enfekte olmayan ve HIV-1-enfekte farelerin karaciğerinde. Çift yeniden enfekte olmamış fareler için: kapalı daire; HEP + HSPCs; kan n = 7; karaciğer n = 6. HIV-1 enfekte fareler için: açık çevreler; HEP + HSPCs + HIV; kan n = 10; karaciğer n = 11. Sonuçlar, bireysel değerlerin yanı sıra ortancayı da temsil ediyor. * P < 0.05, HIV enfekte ve enfekte olmayan fareler arasında tek yönlü ANOVA testi ile. Bu rakam Dagur ve ark.8'dendeğiştirilmiştir. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Karaciğer, HIV'li hastalarda24. HIV-1 varlığında insan karaciğer hastalıkları nın incelenmesi için deneysel küçük hayvan modelleri son derece sınırlıdır, CD34 ile birkaç cotransplanted hayvan modelleri durumuna rağmen+ HSPCs ve hepatosit7 ,12, 25. yıl. In vitro deneylerde hepatositlerin düşük seviyeli HIV-1 enfeksiyonu olduğu gösterilmiştir26. İnsan hücrelerinin her iki türünü taşıyan insanlaştırılmış fareler arzu edilen bir modeldir. Sadece insan bağışıklık sistemi ile yeniden farelerin karaciğer insan düzenleyici T hücrelerinin deneysel tükenmesi altında HIV enfeksiyonu etkilendiği gösterilmiştir20,27. Ancak, fare ve insan hepatositlerinin immün ve fonksiyonel özellikleri arasındaki fark, HIV-1 ve bağışıklık hücrelerine verdikleri yanıttaki farklılıkların altını çizebilir. Bu derlemede, hiv-1-enfekte hastalarda gözlendiği gibi, hem insan bağışıklık sistemini hem de karaciğeri yeniden oluşturmak ve HIV-1 ile ilişkili karaciğer immünopatolojisini ele almak için bir protokol tanımlanmıştır. TK-NOG erkek fareler hsv-TK transgeninin karaciğer selektif yüksek mRNA ekspresyonu ve fare transgenik karaciğerine GCV toksisitesi duyarlılığı nedeniyle seçilmiştir21. Ayrıca eksojen ilaçlar kullanılmadan transplantasyon sonrası uzun süre tutulabilen ve spontan sistemik hastalıklar gelişmez28. İnsan bağışıklık sistemi ve karaciğer reconstitution kurmak için, fare bağışıklık sisteminin ablasyon ve fare özgü karaciğer hücrelerine zarar gereklidir ve treosulfan ve GCV nonmiyeoablative dozlarda kullanılarak elde edilir, TK-NOG erkek fareler daha önce gösterildiği gibi13 ,23. Fareler 6 yaşında GCV ve treosulfan enjekte edilir - 8 hafta, ALT düzeyleri tarafından değerlendirilen transgen ve GCV kaynaklı hepatik yaralanma ifadesi optimal olarak, daha sonra, niş-nakledilen insan hücreleri sağlamak için21. ALT düzeylerini >200 U/L, ancak <600 U/L gösteren fareler genellikle transplantasyon için seçilir. >600 U/L alt düzeylerini gösteren fareler, insan hepatositlerinin hasarlı fare karaciğer fonksiyonlarını kurtaramaması nedeniyle daha fazla ölüm riski altındadır.
Şu anda, çift insanlaşma insanCD34 + HSPCs ve fetal karaciğer hücrelerinin nakli ile gösterilir; ancak, yeni doğan hayvanların manipülasyon teknik sorunlar yaratır13,14. HSPC'ler fetal karaciğer hücreleri (FLCs), embriyonik kök hücreler (ESCs) ve CB gibi birden fazla kaynaktan elde edilebilir veya izole edilebilir. Ancak, etik konular ESC'lerin ve FLC'lerin kullanımını kısıtlar. CB'nin böyle bir kısıtlaması yoktur ve HSPC'leri elde etmek için en yararlı alternatif olduğu gibi, fonksiyonel bağışıklık sistemini yeniden oluşturabilen ilkel hematopoetik kök ve ata hücrelerinin değerli bir kaynağı dır. Sistem. HSPC'lerin verimi yaşdan çok etkilendiği için kordon kanı HSPC'leri izole etmek için kullanıldığında bir günden daha eski olmamalıdır. İzole edilmiş HSPC'lerin saflığı hücreleri kriyokorumadan önce kontrol edilmelidir. CD3+ T hücrelerinin çapraz kontaminasyonu önlenir, çünkü sistemikfare greftine ve konsepsiye bağlı hücrelerle nakledilirken heplerin akut allorere edilmesine yol açabilir.
Ticari olarak mevcut hepatositler karaciğer reconstitution8için bir kaynak olarak kullanılmıştır8,13. Erişkin hepatositler uzun süre engraftment ve sürdürülebilirlik artan verimlilik nedeniyle karaciğer reconstitution kurmak için tercih edilir29.
Bir fare modelinde insan bağışıklık sisteminin varlığı ALB düzeylerini artırdı, daha önce gösterildiği gibi30,31. Ancak, hepatositlerin ve bağışıklık sisteminin yeniden yapılandırılmasının etkinliği farklı donör hücrelerin kaynaklarına göre değişiklik gösterebilir ve alıcı fareye bağlı olabilir. Yani, her fare engraftment için değerlendirilmesi gerekir, ve en kritik kısmı antikorlar veya insana özgü reaktif kullanmak ve fare hücreleri ile çapraz tepki yok. Burada sunulan çalışmada kullanılan insana özgü reaktifler ve antikorlar Malzeme Tablosu'ndaayrıntılı olarak açıklanmıştır. Çalışma için Malzeme Tablosu'nda belirtilen ler dışında antikorlar kullanılıyorsa, insan özgüllüğünü kontrol ettiğinizden emin olun.
En uygun durum sinjenezik hücrelerin nakli olacaktır; ancak, bu teknik olarak elde etmek zordur. Mümkün olan her yerde, HSPC'ler ve hepatositler kısmen eşleşen insan lökosit sınıfı-1 antijenleri (HLA-A2 gibi) ile donörlerden bir araya alınmalıdır.
HIV çalışmaları için fareleri taramak için, kan optimal bağışıklık ve karaciğer reconstitution belirlemek için birden fazla zaman noktalarında çizilir; akış sitometrisi ve ELISA çok az miktarda kanla yapılabildiği için tercih edilir. Aynı örnekteki kan hücreleri ve serum sırasıyla akış sitometrisi ve ELISA için kullanılabilir. AlB düzeylerini değerlendirmek için her zaman noktasında (1.000 - 40.000 aralık) serumun uygun seyreltmelerinin yapılması önemlidir, böylece bilinmeyen konsantrasyonlar standart konsantrasyonaralığında (kit aralığı: 6.25 - 400 ng/mL).
İnsan bağışıklık sisteminin varlığında HIV-1 enfeksiyonuna yanıt olarak proinflamatuar sitokinler de hepatositler ve bağışıklık hücrelerinin etkileşimini ele yararlı olabilir. Model HIV-1-indüklenen karaciğer hastalığının immünopatogenezi göstermek için yararlıdır, insanlarda olduğu gibi aynı şekilde karaciğer hasarı recapitulates göz önüne alındığında, CD4 düşük bir oranı ile kanıtlandığı:CD8, ALB düzeylerinde bir azalma, insan hepatosit ölüm, ve karaciğer bağışıklık Etkinleştirme. Model de bazı sınırlamalar vardır, sitotoksik T hücreleri aktivitesi ve bozulmuş immünglobulin sınıf anahtarlama düşük düzeyde gibi. Hem insan bağışıklık sisteminin hem de karaciğerin varlığı nedeniyle, burada sunulan model HIV-1 ve hepatit virüslerinin studi koenfeksiyonları, kronik hepatit enfeksiyonu (anti-hepatit immün yanıt ın mekanizmalarını açıklığa kavuşturmak için) ve siroz olarak umut vericidir. Modeli.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Yazarların açıklayacak bir şeyi yok.
Acknowledgments
Bu çalışma Ulusal Sağlık Enstitüsü hibe R24OD018546 (L.Y.P. ve S.G.) tarafından desteklenmiştir. Yazarlar Weizhe Li, Ph.D., cerrahi işlemlerde yardım için teşekkür etmek istiyorum, Amanda Branch Woods, B.S., Yan Cheng immünohistoloji için, UNMC akış sitometri araştırma tesisi üyeleri Direktörü Phillip Hexley, Ph.D., Victoria B. Smith, B.S., ve Samantha Wall, B.S., UNMC gelişmiş mikroskopi çekirdek tesis üyeleri Janice A. Taylor, B.S., ve James R. Talaska, B.S., teknik destek için. Yazarlar Dr Mamoru Ito ve Hiroshi Suemizu CIEA tk-NOG fareler ve Dr Joachim Baumgart treosulfan sağlamak için sağlamak için kabul. Yazarlar Dr Adrian Koesters, UNMC, onun editoryal katkılarından dolayı el yazması teşekkür ederiz.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 27 G1/2" needles | BD biosciences | 305109 | |
| 30 G1/2" needles | BD biosciences | 305106 | |
| 5 mL polystyrene round-bottom tube 12 mm x 75 mm style | Corning | 352054 | |
| BD 1 mL Tuberculin Syringe Without Needle | BD biosciences | 309659 | |
| BD FACS array bioanalyzer | BD Biosciences | For purity check of eluted CD34+ cells | |
| BD FACS array software | BD Biosciences | Software to analysis acquired CD34+ cell on FACS array | |
| BD FACS lysing solution | BD Biosciences | 349202 | To lyse red blood cells |
| BD LSR II | BD Biosciences | Instrument for acquisiton of flow cytometry samples | |
| BD Vacutainer Plastic Blood Collection Tube | BD biosciences | BD 367874 | To collect Cord blood |
| Bovine Serum Albumin | Sigma-aldrich | A9576 | |
| Buprenorphine | Controlled substance and pain-killer | ||
| CD14-PE | BD Biosciences | 555398 | Specific to human |
| CD19-BV605 | BD Biosciences | 562653 | Specific to human |
| CD34 MicroBead Kit, human | Miltenyi Biotec | 130-046-702 | For isoation of CD34+ HSPC |
| CD34-PE, human | Miltenyi Biotec | 130-081-002 | Antibody used for purity check of eluted CD34+ cells |
| CD3-AF700 | BD Biosciences | 557943 | Specific to human |
| CD45-PerCPCy5.5 | BD Biosciences | 564105 | Specific to human |
| CD4-APC | BD Biosciences | 555349 | Specific to human |
| CD8-BV421 | BD Biosciences | 562428 | Specific to human |
| Cell counting slides | Bio-rad | 1450015 | |
| ChargeSwitch gDNA Mini Tissue Kit | Thermofisher scientific | CS11204 | for extraction of genomic DNA from ear piece |
| Cobas Amplicor system v1.5 | Roche Molecular Diagnostics | bioanalyzer to measure viral load | |
| Cotton-tipped applicators | McKesson | 24-106-2S | |
| Cytokeratin-18 (CK18) | DAKO | M7010 | Specific to human |
| DMSO (Dimethyl sulfoxide) | Sigma-aldrich | D2650-5X5ML | |
| Extension set Microbore Slide Clamp(s) Fixed Male Luer Lock. L: 60 in L: 152 cm PV: 0.55 mL Fluid Path Sterile | BD biosciences | 30914 | Attached to dispensing pippet and to load with HSPC and HEP suspesion |
| FACS Diva version 6 | BD Biosciences | flow cytometer software required for acqusition of sample | |
| Fetal Bovine Serum (FBS) | Gibco | 10438026 | |
| FLOWJO analysis software v10.2 |
FLOWJO, LLC | flow cytometry analysis software | |
| Ganciclovir | APP Pharmaceuticals, Inc. | 315110 | Prescripition drug |
| Greiner MiniCollect EDTA Tubes | Greiner bio-one | 450475 | |
| Hepatocytes thawing medium | Triangle Research Labs | MCHT50 | |
| Horizon Open Ligating Clip Appliers | Teleflex | 537061 | To hold the ligating clips |
| Hospira Sterile Water for Injection | ACE surgical supply co. Inc. | 001-1187 | For dilution of Buprenorphine (pain-killer) |
| Human Albumin ELISA Quantitation Set | Bethyl laboratories | E80-129 | For assesing human albumin levels in mouse serum |
| Human hepatocyte | Triangle Research Labs | HUCP1 | Cryopreserved human hepatocytes, induction qualified |
| Iris Scissors, Straight | Ted Pella, Inc. | 13295 | |
| Lancet | MEDIpoint | Goldenrod 5 mm | |
| LS columns | Miltenyi Biotec | 130-042-401 | Used to entrap CD34+ microbeads (positive selection) |
| Lymphocyte Separation Medium (LSM) | MP Biomedicals | 50494 | For isoation of lymphocytes from peripheral blood |
| MACS MultiStand | Miltenyi Biotec | 130-042-303 | holds Qudro MACS seperator and LS columns |
| McPherson-Vannas Micro Dissecting Spring Scissors | Roboz Surgical Instrument Co. | RS-5605 | Used to make an incision on skin to expose spleen |
| Micro Dissecting Forceps | Roboz Surgical Instrument Co. | RS-5157 | to hold and pull out spleen from peritoneal cavity |
| mouse CD45-FITC | BD Biosciences | 553080 | mouse-specific |
| PBS (Phosphate Buffered Saline) | Hyclone | SH30256.02 | |
| Qudro MACS separator | Miltenyi Biotec | 130-090-976 | holds four LS columns |
| RPMI 1640 medium | Gibco | 11875093 | |
| StepOne Plus Real Time PCR | Applied Biosystems | Instrument used to genotype | |
| Stepper Series Repetitive Dispensing Pipette 1ml | DYMAX CORP | T15469 | Used to dispense HSPC and HEP supension in controlled manner |
| Suturevet PGA synthetic absorbale suture | Henry Schein Animal Health | 41178 | Suturing of skin and peritoneum |
| TaqMan Gene Expression Master Mix | Thermofisher scientific | 4369016 | |
| TC20 automated cell counter | Bio-rad | 1450102 | |
| TK-NOG mice | Provided by the Central Institute for Experimental Animals (CIEA, Japan; Drs. Mamoru Ito and Hiroshi Suemizu) | ||
| Treosulfan | Medac GmbH | Provided by Dr. Joachim Baumgart (medac GmbH) | |
| Trypan Blue | Bio-rad | 1450022 | |
| Vannas-type Micro Scissors, Straight, 80mm L | Ted Pella, Inc. | 1346 | Used to make an incision on skin to expose spleen |
| Weck hemoclip traditional titanium ligating clips | Esutures | 523700 | To ligate the spleen post-injection |
References
- Smith, C., et al. Factors associated with specific causes of death amongst HIV-positive individuals in the D:A:D Study. AIDS. 24 (10), 1537-1548 (2010).
- Puoti, M., et al. Mortality for liver disease in patients with HIV infection: a cohort study. Journal of Acquired Immune Deficiency Syndromes. 24 (3), 211-217 (2000).
- Rodriguez-Mendez, M. L., Gonzalez-Quintela, A., Aguilera, A., Barrio, E. Prevalence, patterns, and course of past hepatitis B virus infection in intravenous drug users with HIV-1 infection. The American Journal of Gastroenterology. 95 (5), 1316-1322 (2000).
- Scharschmidt, B. F., et al. Hepatitis B in patients with HIV infection: relationship to AIDS and patient survival. Annals of Internal Medicine. 117 (10), 837-838 (1992).
- Lacombe, K., Rockstroh, J. HIV and viral hepatitis coinfections: advances and challenges. Gut. 61, Suppl 1 47-58 (2012).
- Brehm, M. A., Jouvet, N., Greiner, D. L., Shultz, L. D. Humanized mice for the study of infectious diseases. Current Opinion in Immunology. 25 (4), 428-435 (2013).
- Billerbeck, E., et al. Humanized mice efficiently engrafted with fetal hepatoblasts and syngeneic immune cells develop human monocytes and NK cells. The Journal of Hepatology. 65 (2), 334-343 (2016).
- Dagur, R. S., et al. Human hepatocyte depletion in the presence of HIV-1 infection in dual reconstituted humanized mice. Biology Open. 7 (2), (2018).
- Gaska, J. M., Ploss, A. Study of viral pathogenesis in humanized mice. Current Opinion in Virology. 11, 14-20 (2015).
- Gorantla, S., Poluektova, L., Gendelman, H. E. Rodent models for HIV-associated neurocognitive disorders. Trends in Neurosciences. 35 (3), 197-208 (2012).
- Xu, D., et al. Chimeric TK-NOG mice: a predictive model for cholestatic human liver toxicity. The Journal of Pharmacology and Experimental Therapeutics. 352 (2), 274-280 (2015).
- Washburn, M. L., et al. A humanized mouse model to study hepatitis C virus infection, immune response, and liver disease. Gastroenterology. 140 (4), 1334-1344 (2011).
- Gutti, T. L., et al. Human hepatocytes and hematolymphoid dual reconstitution in treosulfan-conditioned uPA-NOG mice. The American Journal of Pathology. 184 (1), 101-109 (2014).
- Strick-Marchand, H., et al. A novel mouse model for stable engraftment of a human immune system and human hepatocytes. PLoS One. 10 (3), 0119820 (2015).
- Keng, C. T., et al. Characterisation of liver pathogenesis, human immune responses and drug testing in a humanised mouse model of HCV infection. Gut. 65 (10), 1744-1753 (2016).
- Li, F., Nio, K., Yasui, F., Murphy, C. M., Su, L. Studying HBV Infection and Therapy in Immune-Deficient NOD-Rag1-/-IL2RgammaC-null (NRG) Fumarylacetoacetate Hydrolase (Fah) Knockout Mice Transplanted with Human Hepatocytes. Methods in Molecular Biology. 1540, 267-276 (2017).
- Poluektova, L. Y., Garcia, J. V., Koyanagi, Y., Manz, M. G., Tager, A. M. Humanized Mice for HIV Research. , Springer-Verlag New York. New York, NY. (2014).
- Cheng, L., Ma, J., Li, G., Su, L. Humanized Mice Engrafted With Human HSC Only or HSC and Thymus Support Comparable HIV-1 Replication, Immunopathology, and Responses to ART and Immune Therapy. Frontiers in Immunology. 9, 817 (2018).
- Zhang, L., Su, L. HIV-1 immunopathogenesis in humanized mouse models. Cellular & Molecular Immunology. 9 (3), 237-244 (2012).
- Nunoya, J., Washburn, M. L., Kovalev, G. I., Su, L. Regulatory T cells prevent liver fibrosis during HIV type 1 infection in a humanized mouse model. The Journal of Infectious Diseases. 209 (7), 1039-1044 (2014).
- Hasegawa, M., et al. The reconstituted 'humanized liver' in TK-NOG mice is mature and functional. Biochemical and Biophysical Research Communications. 405 (3), 405-410 (2011).
- Higuchi, Y., et al. The human hepatic cell line HepaRG as a possible cell source for the generation of humanized liver TK-NOG mice. Xenobiotica. 44 (2), 146-153 (2014).
- Kosaka, K., et al. A novel TK-NOG based humanized mouse model for the study of HBV and HCV infections. Biochemical and Biophysical Research Communications. 441 (1), 230-235 (2013).
- Crane, M., Iser, D., Lewin, S. R. Human immunodeficiency virus infection and the liver. World Journal of Hepatology. 4 (3), 91-98 (2012).
- Bility, M. T., Li, F., Cheng, L., Su, L. Liver immune-pathogenesis and therapy of human liver tropic virus infection in humanized mouse models. Journal of Gastroenterology and Hepatology. 28, Suppl 1 120-124 (2013).
- Kong, L., et al. Low-level HIV infection of hepatocytes. Virology Journal. 9, 1-7 (2012).
- Dash, P. K., et al. Long-acting nanoformulated antiretroviral therapy elicits potent antiretroviral and neuroprotective responses in HIV-1-infected humanized mice. AIDS. 26 (17), 2135-2144 (2012).
- Sun, S., Li, J. Humanized chimeric mouse models of hepatitis B virus infection. International Journal of Infectious Diseases. 59, 131-136 (2017).
- Shafritz, D. A., Oertel, M. Model systems and experimental conditions that lead to effective repopulation of the liver by transplanted cells. The International Journal of Biochemistry & Cell Biology. 43 (2), 198-213 (2011).
- Almeida-Porada, G., Porada, C. D., Chamberlain, J., Torabi, A., Zanjani, E. D. Formation of human hepatocytes by human hematopoietic stem cells in sheep. Blood. 104 (8), 2582-2590 (2004).
- Streetz, K. L., et al. Hepatic parenchymal replacement in mice by transplanted allogeneic hepatocytes is facilitated by bone marrow transplantation and mediated by CD4 cells. Hepatology. 47 (2), 706-718 (2008).
