Summary
Vi udviklede og beskrive en protokol baseret på begrebet våde spinning for opførelsen af gelatine-baseret Biomaterialer bruges til anvendelsen af vævsmanipulering.
Abstract
Denne artikel præsenterer en billig metode til at fremstille gelatine, som en naturlig polymer i monofilamenter fibre eller i andre passende former. Gennem den våde spinning metode, fremstilles gelatine fibre ved glat ekstrudering i en egnet koagulation medium. For at øge den funktionelle overfladen af disse gelatine fibre og deres evne til at efterligne funktionerne af væv, kan gelatine blive støbt i en tube form ved at henvise til dette begreb. Undersøgt af in vitro- og in vivo test, vise gelatine rør et stort potentiale for anvendelse i vævsmanipulering. Fungerer som en passende fylde hullet materiale, gelatine rør kan bruges til at erstatte væv i det beskadigede område (fx i nervøs eller hjerte-kar-systemet), samt at fremme regenerering af at yde en direkte udskiftning af stamceller og neurale kredsløb. Denne protokol indeholder en detaljeret procedure for at oprette en biomateriale, baseret på en naturlig polymer, og dets gennemførelse forventes at stor gavn udviklingen af korrelationsmaalinger naturlige polymerer, som bidrager til at realisere væv revitalisering strategier.
Introduction
Den seneste udvikling i væv revitalisering indebærer anvendelse af vævsmanipulering, som repræsenterer en udfordring for forbedring af nye terapeutiske strategier i medicinske behandlinger. For eksempel, udgør begrænset potentiale af nervesystemet regenerering, følgende skade eller sygdom, en væsentlig sundhedsproblem på verdensplan. På grund af kompleksiteten af patofysiologiske processer forbundet med nervesystemet, brug af traditionelle autograft eller gennemførelsen af stabilisering kirurgi har vist sig at tilbyde fordele i funktionelle resultater, men der er ingen stærke beviser for virkningerne af spinal fiksering kirurgi1,2. Væv på det beskadigede område er mistet og erstattet med hypertrophically induceret astrocytter3, til sidst danner en tæt glial ar4,5. Denne matrix fungerer som en barriere at blokke genopretning af nerve funktion6,7 og er således stærkt hindrer regenerering. Derfor, en passende fylde hullet materiale forventes at forhindre tab af væv og reducere dannelsen af ar-associerede bindevæv ved at opretholde integriteten af det beskadigede område, samt ved at give direkte udskiftning af neurale celler og kredsløb at fremme axon regenerering.
Polymere biomaterialer har været foretrukne som stilladser for væv revitalisering terapi, baseret på reguleringen af celle eller axon adfærd og væv progression gennem naturlige ekstracellulære matrix (ECM) støtte. Formatet fiber er almindeligvis betragtes som en byggesten for forskellige materialer, på grund af dens endimensional struktur8. Fibrene kan generelt fås ved at smelte ekstrudering eller våde spinning metode; men den store størrelse og omkostningerne ved udstyr og vanskeligheder ved at udføre disse metoder er udfordrende. Derudover har flertal af for arbejdet i forbindelse med polymer fibre været fokuseret på syntetiske eller komposit materialer. Naturlige polymerer som en kilde til biomateriale tilbyde bedre biokompatibilitet egenskaber for den menneskelige krop. Ikke desto mindre, for at få tilpasningen af naturlige polymer fibre er relativt mere vanskeligt end af syntetisk polymer kilder9. Konvertering af en naturlig polymer som en rig kilde til protein i biomateriale fibre er derfor en vigtig strategi — ikke kun kan biomateriale fibre blive direkte isoleret fra råvarer, således at man undgår en unødig transformation til monomerer, men den protein fibre har også et godt udseende og positiv egenskaber10.
I denne forbindelse, beskriver vi en billig forarbejdningsmetode til fremstilling af naturlige polymer fibre gennem det grundlæggende koncept af våde spinning, der kan implementeres på laboratoriet skala for vævsmanipulering. Våd spinning er udført af ekstrudering og koagulation af en polymer løsning til en egnet polymer nonsolvent. En passende, tyktflydende løsning doteret til koagulation medie forårsager polymer molekyler til at opløse. Gennem overgang fase glødetrådenes derefter mister deres opløselighed og er fældet i form af en solid polymer fase11. Henviser til dette begreb, udvidet vi derefter udvikling af gelatine i formen tube af en støbeprocessen, som anses for korrekt for væv revitalisering ansøgning. Derudover uløseligt, kan vi også udvikle enhver form af materialet fra gelatine fibre (fx gelatine conduit rullet op fra flere gelatine fibre), for andre ønskede applikationer.
Gelatine, biologisk nedbrydeligt naturlige polymerer, er dannet af denatureret og hydrolyseret kollagen, herunder eventuelle semicrystalline, amorf eller tredobbelt spiralformet tilstand af kollagen12. Det er velkendt, at kollagen er den væsentlige strukturelle protein i alle bindevævet af hvirveldyr og hvirvelløse dyr13,14, der svarer til protein struktur af de vigtigste ECM, der inducerer nerve vækst og samtidig erstatter en stor mængde af glykosaminoglykan udskilles i løbet af rygmarvsskader. Derfor ville brugen af gelatine som en kilde være et godt valg for enhver medicinsk køretøj. Udover at være en billig kilde, gelatine er også biologisk nedbrydeligt og cytocompatible og klinisk bevist at være en midlertidig fejl fyldstof15. Udviklet sig til en tube form, vise in vitro og in vivo prøver beskrevet her, at gelatine har en fremragende biokompatibilitet og egnethed for fremtidige tissue engineering applikationer. Kulturperler med menneskelige adipøst stamceller, gelatine rør forbedre Celledifferentiering af neurale stamceller ved hjælp af positive nestin farvning som neurale celle markør. Derudover forventes gelatine som fylde hullet materiale, som fremstillet ved den metode, der er etableret i denne undersøgelse, at være overskueligt og sikkert og til stor gavn væv ingeniører, der i øjeblikket udvikler korrelationsmaalinger naturlige polymerer til forbedring af væv regenerering strategier.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
De fedtvæv blev indhentet fra ortopædisk kirurgi, som attesteret af de institutionelle Review Board i Tri-Service General Hospital, Taipei, Taiwan, R.O.C. procedurer, der involverer dyr emner er blevet godkendt af Animal Care Udvalget på nationalt Defense Medical Center, Taiwan (R.O.C).
1. våd Spinning proces
-
Løsning forberedelse
- Opløses 5 g gelatine pulver i 100 mL dobbeltdestilleret vand at få 5% (w/v) opløsningens koncentration.
- Blandingen omrøres langsomt på 60-70 ° C natten over for at opnå en fuldstændig ensartet spredning uden nogen bobler.
-
Våd spinning
- Fiber dannelse
Bemærk: En skematisk af metoden er vist i figur 1A. Opsætningen af spinning er udstyret med en peristaltisk pumpe maskine (Se Tabel af materialer) der giver høj præcision hastighed og styrer den glat levering af strømmen.- Sæt en 26 G x 1/2 tommer (0,45 mm x 12 mm) sprøjte som løsning injektor i klar vinyl slangen.
- Forberede 100 mL 99,5% acetone opløsning i et bægerglas glas anvendes som koagulation bad.
- Kør den peristaltiske pumpe maskine på 21 rpm (3.25 mL/min.) og lad gelatine løsning stå i flere sekunder i acetone løsning før rullende det.
- Tag gelatine fibre fra acetone løsning og fordybe dem i 2,5% (w/v) af polycaprolactone/dichlormethan (PCL/DCM) løsning med 1:20 (w/w).
- Lad gelatine fibre i PCL/DCM-løsningen tørre natten over, under kølerhjelmen ved stuetemperatur.
- Tube dannelse
Bemærk: En skematisk af metoden er vist i figur 1B.- Bruge en perifer venøs kateter af 24 G x 3/4 tommer (0,7 mm x 19 mm) som tube skimmel.
- Indlæse kateteret i gelatine løsning og hold den der for 3 s.
- Indlæse kateteret i acetone løsning og hold i 1 min.
- Indlæse kateteret igen i gelatine løsning og hold den der for 3 s.
- Gentag denne alternative procedure 20 x.
- Tag kateter fra acetone løsning og lad den støbte rør tørre ved stuetemperatur i 5 min.
- Forsigtigt tag gelatine røret fra kateteret ved hjælp af en hemostat og omhyggeligt overføre gelatine røret ind i et glas Pasteur pipette med fordybelse på 2,5% (w/v) af PCL/DCM-løsningen.
- Lad Pasteur pipette som indeholder gelatine tube og PCL/DCM løsning tørre natten over, under kølerhjelmen ved stuetemperatur.
- Fiber dannelse
2. morfologi af gelatine Tube
- Montere stykke af tørrede gelatine tube på påbegyndt kulstof.
- Sætte prøven i ion sputter coater maskine (Se Tabel af materialer) og pels prøve med guld til 60 s; derefter, observere sin morfologi af scanning elektronmikroskopi (Se Tabel af materialer).
3. kultur af menneskelige adipøst stamceller
- Placere fedtvæv (fremstillet af mundtlige fedtvæv af klinisk kirurgi) i en petriskål, som indeholder 10 mL overførsel løsning bestående af 0,1 M fosfatbufferet saltopløsning (PBS), 1% penicillin/streptomycin og 0,1% glukose.
- Skære væv i små stykker (mindre end 1 mm2) med en skalpel klinge.
- Overføre væv i en 15 mL plastik rør og centrifugeres 500 x g i 5 min.
- Fjern supernatanten og inkuberes sediment i et plastikrør, som indeholder 10 mL af Dulbeccos modificerede Eagle medium (DMEM, bestående af 4 mM L-glutamin, 1 mM natrium pyruvat og 15 mg/L phenol rød) med 0,1% collagenase ved 37 ° C i en fugtig atmosfære der indeholder 95% luft og 5% CO2, for 1 dag.
- Centrifugeres plastikrør 500 x g i 5 min, supernatanten omhyggeligt (ikke røre sedimentet), og derefter, suspendere sedimentet forsigtigt ved tilsætning af 10 mL af DMEM med 10% føtal bovin serum (FBS) og lad det stå i 1 dag ved 37 ° C , i en fugtig atmosfære der indeholder 95% luft og 5% CO2.
- Der centrifugeres plastikrør 500 x g i 5 min, og supernatanten omhyggeligt; derefter tilsættes 1 mL af stamceller medium (bestående af keratinocytter serumfrit medium (K-SFM), 5% af FBS, N-acetyl-L-Cystein, ascorbinsyre-2-fosfat, streptomycin og amphotericin) at suspendere sedimentet, overføre det til en T25 kultur målekolbe indeholdende 4 mL stamceller celle medium, og lad det stå i 3 dage ved 37 ° C i en fugtig atmosfære der indeholder 95% luft og 5% CO2.
- Supernatanten, tilsættes 1 mL 0,25% trypsin-ethylendiamintetra syre (EDTA), og der inkuberes ved 37 ° C i en fugtig atmosfære der indeholder 95% luft og 5% CO2 til 3,5 min, for at frigøre celler fra bunden af kultur kolben.
- Der tilsættes 1 mL af FBS, suspendere blandingen, og overføre det til et microcentrifuge rør.
- Centrifugeres suspension på 500 x g for 3,5 min, suspendere sediment med 1 mL af stamceller medium og overføre det til den kultur kolbe indeholdende 5 mL af stamceller medium; derefter holde det ved 37 ° C i en fugtig atmosfære der indeholder 95% luft og 5% CO2.
- Opretholde subkultur af skiftende stamcelle medium hver 3 dage.
4. dyrkning af celler på gelatine Tube
- Sterilisere gelatine tube med UV-lys for 2 h; derefter nedsænke det i 75% (v/v) ethanol og vaske det 2 x med stamcelle medium til at fjerne de resterende ethanol.
-
Indsamle de menneskelige adipøst stamceller (hASCs) fra kultur kolben.
- Fjern mediet fra kultur kolben.
- Der tilsættes 1 mL 0,25% trypsin-EDTA og inkuberes ved 37 ° C i en fugtig atmosfære der indeholder 95% luft og 5% CO2 til 3,5 min, at frigøre hASCs fra bunden af kultur kolben.
- Der tilsættes 1 mL af FBS, suspendere blandingen, og overføre det til et microcentrifuge rør.
- Centrifugeres microcentrifuge røret på 500 x g for 3,5 min. derefter supernatanten omhyggeligt, og suspendere sediment med 1 mL af stamceller medium.
- Gelatine røret anbringes i en 6-godt plade der indeholder 3 mL af stamceller medium og frø 4 x 104 af hASCs til rør; Inkuber dem i 2 uger ved 37 ° C i en fugtig atmosfære der indeholder 95% luft og 5% CO2.
- Ændre stamcelle medium hver 3 dage for at give tilstrækkelig ernæring for cellevækst.
5. immuncytokemi
- Fjerne stamcelle medium og vaske godt med PBS.
- Fastgør røret med celler med 0,1% eddikesyre glaciale i 30 min. ved stuetemperatur.
- Vask godt 2 x med PBS.
- Tilføje et overfladeaktivt stof (NP-40, 0,05%) og inkuberes i 10 min. ved stuetemperatur.
- Vaske den godt 3 x med PBS.
- Tilføje 2% normal ged serum og inkuberes ved stuetemperatur i 30 min.
- Dekanteres løsningen, tilføje primære antistof nestin (neurale stamceller celle markør), og der inkuberes natten over ved 4 ° C.
- Vaske den godt 3 x med PBS.
- Tilføje sekundær antistof æsel mouse-fluorescein isothiocyanat (FITC) og holde prøven i mørke for 2 h.
- Vaske den godt 3 x med PBS.
- Der tilsættes 1 mL af Hoechst 33342 at plette atomkerner og inkuberes i 10 min. ved stuetemperatur.
- Vaske godt forsigtigt og observere det under et fluorescens mikroskop.
6. i Vivo biokompatibilitet Test
Bemærk: Rotter med en vægt mellem 201-225 g er testet med succes, ved hjælp af denne protokol.
-
Anæstesi
- Fremkalde og vedligeholde anæstesi; helst, bedøver en rotte (8-uge-forhenværende Sprague Dawley rotte, kvinde) via en intramuskulær injektion af Tiletamin og zolazepam (25 mg / kg + 25 mg / kg, henholdsvis) og xylazin (5 mg/kg). Udføre en smerte stimulation test ved at trykke på rottens fingre at bekræfte anesthetization.
-
Sterilisation af operationsstedet
- Barbering og rense huden af rottens trapezius område (over bagsiden af halsen) og tør det med povidon-jod lotion til at forberede de aseptiske tilstand af huden (100 mg/mL).
- Dække rotte med steril kirurgiske gardiner til at mindske bakteriel overførsel og efterfølgende kontaminering af operationsstedet.
-
Implantation af gelatine tube
- Forsigtigt skære huden af rottens trapezius område med en kirurgisk saks.
- Oprette et sår på 2 cm og gelatine røret anbringes direkte på lag mellem fascia og musklen.
-
Postimplantation kirurgi
- Lukke såret med nylon sutur og tørre det med povidon-jodopløsning (100 mg/mL).
- Fremkalde rotte via en intramuskulær injektion af ketoprofen (2,5 mg/kg) og cefazolin (15 mg/kg).
- Holde rotte under aseptiske forhold i 7 dage.
-
Aktiv dødshjælp
- Rotte er euthanized via CO2 kvælning i overensstemmelse med AVMA retningslinjer for aktiv dødshjælp. Bekræft død rotte ved tå og hale knivspids, efterfulgt af brystet rørende at sikre hjerteslag.
- Skære rotten forsigtigt med en skalpel klinge, fjerne den indopererede væv og tage billeder til observation.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
I denne undersøgelse udviklet vi med succes gelatine i fibre (fig. 2A) og rør (figur 2B, C) gennem begrebet brugervenlige våde spinning. Disse gelatine-baserede materialer kan udnyttes som enhver medicinsk værktøj, afhængigt af deres figurer. I betragtning af at den funktionelle overflade og ramme af sådanne materialer er mere velegnede til vævsregeneration, undersøgte vi biokompatibilitet af gelatine rør af in vitro- og in vivo test.
For at få overblik over gelatine tube, først, gennemførte vi morfologiske observationer ved hjælp af scanning elektronmikroskopi (figur 3). Resultaterne viste, at overfladen af gelatine røret ikke var meget glat (fig. 3A), dens indre diameter var mere end 200 µm (fig. 3B), og dens tykkelse ca 20 µm (figur 3C).
Derefter blev immuncytokemi udført for at undersøge biokompatibilitet af gelatine tube in vitro (figur 4). I første omgang, gelatine røret var inkuberes med menneskelige adipøst stamceller i 2 uger og var plettet med nestin som neurale celle markør (figur 4A). Under fluorescens mikroskop viste farvning den positive nestin farvning markør (grøn farve) sammen med en flok af detekterede kerner (blå farve), som foreslog, at cellerne kan trænge igennem og hæfter godt til gelatine tube og differentiere i neurale stamceller (fig. 4B). Yderligere, in vivo biokompatibilitet test af gelatine rør viste tilsvarende resultater. Gelatine røret blev indsat i laget fascia i en rotte trapezius område i 7 dage. Resultatet viser at implantation af gelatine røret ind i fascia lag angivet sikkerhed og store biokompatibilitet, viste ingen tegn på rødme, hævelse, eller andre betændelse symptomer af de lokale væv, og var omgivet af veludviklet bindevævet (figur 5A, B).
Figur 1 : Ordningen af den våde spinning setup. (A) gelatine fibre. (B) gelatine tube. Venligst klik her for at se en større version af dette tal.
Figur 2 : Lyse se billeder af gelatine-baseret materiale indhentet gennem den våde spinning metode. (A) gelatine fibre. (B) gelatine tube. (C) gelatine tube i PBS løsning. Venligst klik her for at se en større version af dette tal.
Figur 3 : Morfologi af gelatine tube, observeret af scanning elektronmikroskopi. (A) A overfladiske opfattelse af overfladen af gelatine tube (skalalinjen = 50 µm). (B) skrå plan visning (skalalinjen = 200 µm). (C) lodret visning (skalalinjen = 25 µm). Venligst klik her for at se en større version af dette tal.
Figur 4 : Observation af menneskelige adipøst stamceller (hASC) vækst på gelatine tube. (A) lyse se billede af gelatine tube-hASCs. (B) Under fluorescens mikroskop, farvning viste den positive nestin farvning markør sammen med en flok af cellekerner farves med Hoechst 33342.The gelatine rør leveres et optimalt miljø for hASCs at overholde og vokse inde i røret (skalalinjen = 200 µm; blå farve = kerner; grøn farve = nestin). Venligst klik her for at se en større version af dette tal.
Figur 5: In vivo biokompatibilitet test af gelatine tube. (A) implantation af gelatine røret ind i fascia lag. (B) Observation af den lokale væv miljø implanteret med gelatine tube (røde rektangel område) efter 7 dage. Ingen rødme, hævelse eller andre betændelse symptomer blev observeret, og røret er omgivet af veludviklede bindevævet 7 dage efter implantation. Dette er udtryk for en fremragende biokompatibilitet af gelatine røret med lokale væv miljø. Venligst klik her for at se en større version af dette tal.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Vi præsenterede udviklingen af gelatine-baseret Biomaterialer ved hjælp af en simpel våd spinning teknik, der kan anvendes i studiet af naturlige polymerer til væv revitalisering. Dette arbejde viste muligheden for gelatine fabrikation som en stor proteinkilde uden tilsætning af andre kilder, med formålet at optimere egenskaber af gelatine, selv. Udviklingen af gelatine-baseret Biomaterialer blev udelukkende udført i stuetemperatur (22-26 ° C). En blid løsning forberedelse er et kritisk skridt i protokollen, som er opretholdelse af en nøjagtig opløsningens koncentration og omrøring løsningen meget glat for at undgå enhver bobler. Udseendet af bobler i løsning, vil især når læsset ind i sprøjten, påvirke formen af gelatine i koagulation medium.
Gelatine-baseret Biomaterialer blev indhentet gennem den fase overgang af gelatine løsning i et egnet koagulation medium, der forårsager desolvation af polymer molekyler og udfælder gelatine løsning i en solid polymer fase11. Ved at ansætte denne grundlæggende begrebet den våde spinning metode, udnyttet vi form af gelatine i tube form at øge funktionen af dens overflade og efterligner funktioner af humane væv gennem molding proces. I dette tilfælde de passende gange at indlæse, hold, og Gentag trin er nødvendige for at opbygge en nøjagtig tube form. I denne protokol, homogeniteten af figuren rør under processen ikke kan kontrolleres, overvejer den asynkront for overgangsfasen fra bunden til op del af røret. Derudover er de bevarede og sterilisation metoder til dette materiale begrænset på grund af deres proteinindhold.
Undersøgt af in vitro- og in vivo test, viste de aktuelle resultater, at gelatine rør lavet med denne protokol udviser en fremragende biokompatibilitet og har store potentielle anvendelighed i vævsmanipulering. Den indvendige diameter af gelatine rør er fremstillet i denne undersøgelse var mere end 200 µm (fig. 3B), som giver mulighed for cellerne til at passere gennem og nemt tilslutte sig rør indre overflade16. Derudover indeholder tykkelse og mildt asperous overfladen af røret en passende skabelon til celle vedhæftet fil (fig. 3A, C). Konsekvent, immuncytokemi resultater viste, at cellerne gennemtrænges og overholdt den gelatine rør-især de neurale stamceller, som observeret gennem positive farvning af de neurale celler med markør nestin (figur 4B ). Som den nestin markør blev fundet i området i vækst kegler i faser af axon udvidelse, er den positive farvning af nestin vejledende kegle vækst17. I sidste ende, denne positive gelatine-hASCs kombination kan gennemføres i behandlingen af nervesystemet regenerering. Rygmarven består af grupper af neuron axons og bundter af nervefibre langs spinal ryghvirvler. Således kan gelatine røret ikke kun give passende fylde hullet materiale men vil også guide nerve fiber vækst og regeneration gennem røret. Desuden, den store biokompatibilitet observeret af implantation af en gelatine rør ind i fascia lag ikke har påvist nogen skadelige og betændelse virkning på de lokale væv, og røret var omgivet af veludviklede bindevævet (figur 5 A, B).
Afslutningsvis, udviklet vi med succes en enkel og brugbar protokol til opførelse af gelatine-baseret Biomaterialer med fremragende biokompatibilitet og celle miljø, der kan bruges i udsigten tissue engineering applikationer, såsom i nervøs system regenerering, blodkar udskiftning, urinveje genopbygning, og i genopbygningen af orgel dele. Denne protokol kan gennemføres af væv ingeniører, der i øjeblikket udvikler korrelationsmaalinger naturlige polymerer uden nogen syntetisk polymer tilsætning. Protokollen kan nemt udvides ved og kan bruges til at tilpasse udformningen af specifikke biomaterialer. Denne protokol kan i fremtiden tilpasses producere protein-baseret Biomaterialer på en masse skala, hvilket bidrager til at realisere vævsregeneration.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Forfatterne har ikke noget at oplyse.
Acknowledgments
Denne undersøgelse blev støttet af Ministeriet for National Defense (MAB-105-070; MAB-106-077; MAB-107-032; Mab-107-065), Ministeriet for videnskab og teknologi (de fleste 107-2320-B016-016), Tri-Service General Hospital, nationalt forsvar Medical Center, Taiwan (TSGH-C106-046; TSGH-C106-115; TSGH-C107-041), og Cheng-Hsin General Hospital og National Defense Medical Center samarbejde (CH-NDMC-107-8).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Solution preparation: | |||
| Gelatin type B (porcine) | Ferak | Art. -Nr. 10733 | 500 g vial |
| Wet spinning process: | |||
| Peristaltic pump | Gilson | Model M312 | Minipuls*3 |
| Plastic tube connector | World Precision Instruments | 14011 | 1 box |
| Syringe | Sterican | 5A06258541 | 26Gx1/2"(0.45 x 12mm) |
| Acetone | Ferak | Art. -Nr. 00010 | 2.5 L vial |
| Polycaprolactone CAPA 6500 | Perstorp | 24980-41-4 | - |
| Dichloromethane | Scharlau | CL03421000 | 1 L vial |
| Glass Pasteur pipette | Fisher Scientific | 13-678-20A | - |
| Hemostat | Shinetec instruments | ST-B021 | - |
| Peripheral venous catheter (Introcan Certo) | B. Braun | 1B03258241 | 24Gx3/4"(0.7 x 19mm) |
| Morphology of the gelatin tube: | |||
| Ion sputter coater machine | Hitachi | e1010 | - |
| Scanning electron microscopy | Hitachi | S-3000N | - |
| Cultivation of cells on the gelatin tube: | |||
| Trypsin-EDTA | Gibco | 488625 | 100 mL vial |
| Fetal bovine serum | Gibco | 923119 | 500 mL vial |
| Dulbecco's modified Eagle's medium | Gibco | 31600-034 | Powder |
| Keratinocyte-SFM medium | Gibco | 10744-019 | 500 mL vial |
| T25 culture flask | TPP | 90025 | VENT type |
| 6-well plate | Falcon | 1209938 | - |
| Immunocytochemistry: | |||
| Phospate-buffered saline | Gibco | 654471 | 500 mL vial |
| Acetic acid glacial | Ferak | Art. -Nr. 00697 | 500 mL vial |
| NP-40 surfactant (Tergitol solution) | Sigma | 056K0151 | 500 mL vial |
| Normal goat serum | Vector Laboratories | S-1000-20 | 20 mL vial, concentrate |
| Nestin (primary antibody) | Santa Cruz Biotechnology | SC-23927 | - |
| Donkey anti-mouse-fluorescein isothiocyanate (secondary antibody) | Santa Cruz Biotechnology | SC-2099 | - |
| Hoechst 33342 | Anaspec | AS-83218 | 5 mL vial |
| In vivo biocompatibility test: | |||
| Tiletamine+zolazepam | Virbac | BC91 | 5 mL vial |
| Xylazine | Bayer korea | KR03227 | 10 mL vial |
| Ketoprofen | Astar | 1406232 | 2 mL vial |
| Povidone-iodine solution | Everstar | HA161202 | 4 L barrel |
| Cefazolin | China Chemical & Pharmaceutical | 18P909 | 1 g vial |
| Scalpel blade | Shinetec instruments | ST-B021 | - |
| Surgical scissor | Shinetec instruments | ST-B021 | - |
References
- Bagnall, A. M., Jones, L., Duffy, S., Riemsima, R. P. Spinal fixation surgery for acute traumatic spinal cord injury. Cochrane Database of Systematic Reviews. 1, 004725 (2008).
- Fehlings, M. G., Perrin, R. G. The role and timing of early decompression for cervical spinal cord injury: update with a review of recent clinical evidence. Injury. 36, Suppl 2 13-26 (2005).
- Yang, L., Jones, N. R., Stoodley, M. A., Blumbergs, P. C., Brown, C. J. Excitotoxic model of post-traumatic syringomyelia in the rat. Spine. 26, 1842-1849 (2001).
- Rolls, A., et al. Two faces of chondroitin sulfate proteoglycan in spinal cord repair: a role in microglia/macrophage activation. PLoS Medicine. 5, 1262-1277 (2008).
- Properzi, F., Asher, R. A., Fawcett, J. W. Chondroitin sulphate proteoglycans in the central nervous system: changes and synthesis after injury. Biochemical Society Transactions. 31, 335-336 (2003).
- Fawcett, J. W., Asher, R. A. The glial scar and central nervous system repair. Brain Research Bulletin. 49, 377-391 (1999).
- Yang, Z., Mo, L., Duan, H., Li, X. Effects of chitosan/collagen substrates on the behavior of rat neural stem cells. Science China Life Sciences. 53, 215-222 (2010).
- Chawla, K. K. Fibrous Materials. , Cambridge University Press. London, UK. (1998).
- Pickering, K. L., Aruan Efendy, M. G. A review of recent developments in natural fibre composites and their mechanical performance. Composites Part A-Applied Science and Manufacturing. 83, 98-112 (2016).
- Lundgren, H. P. Synthetic fibers made from proteins. Advances in Protein Chemistry. 5, 305-351 (1954).
- Radishevskii, M. B., Serkov, A. T. Coagulation mechanism in wet spinning of fibres. Fibre Chemistry. 37, 266-271 (2005).
- Yannas, I. V.
- Baer, E., Cassidy, J. J., Hiltner, A. Hierarchical structure of collagen composite Systems: lessons from biology. Pure and Applied Chemistry. 6, 961-973 (2009).
- Harrington, W. F., Von Hippel, P. H. The structure of collagen and gelatin. Advances in Protein Chemistry. 16, 1-138 (1961).
- Veis, A. The Macromolecular Chemistry of Gelatin. , Academic Press. New York, NY. (1994).
- Freyman, T. M., Yannas, I. V., Gibson, L. J. Cellular materials as porous scaffolds for tissue engineering. Progress in Materials Science. 46, 273-282 (2001).
- Michalczyk, K., Ziman, M. Nestin structure and predicted function in cellular cytoskeletal organization. Histology and Histopathology. 20, 665-671 (2005).
