Summary
Syftet med detta manuskript och protokoll är att i detalj förklara och demonstrera det kirurgiska ingreppet av ortotopisk njur transplantation hos råttor. Denna metod är förenklad för att uppnå rätt per fusion av givarens njure och förkorta reperfusion tid med hjälp av venösa och uretär manschetten anastomos teknik.
Abstract
Njur transplantation erbjuder ökad överlevnads grad och förbättrad livskvalitet för patienter med Terminal njur sjukdom, jämfört med någon typ av njur ersättnings behandling. Under de senaste decennierna, råtta njure transplantation modell har använts för att studera immunologiska fenomen avstötning och tolerans. Denna modell har blivit ett oumbärligt verktyg för att testa nya immunmodulerande läkemedel och regimer innan man går vidare med dyra prekliniska, stora djur studier.
Detta protokoll ger en detaljerad översikt över hur man tillförlitligt utföra ortotopisk njur transplantation hos råttor. Detta protokoll innehåller tre distinkta steg som ökar sannolikheten för framgång: per fusion av donatorns njure genom att spola genom portalen ven och användningen av en manschett system för att anastomose njurvener och ureters, vilket minskar kallt och varmt ischemi tider. Med denna teknik har vi uppnått överlevnads tal längre än 6 månader med normal serumkreatinin hos djur med syngena eller toleranta njur transplantationer. Beroende på syftet med studien, denna modell kan modifieras av pre-eller posttransplanterade behandlingar för att studera akut, kronisk, cellulär, eller anti kropp-medierad avslag. Det är en reproducerbar, pålitlig och kostnads effektiv djur modell för att studera olika aspekter av njur transplantation.
Introduction
Historiskt sett utfördes de första transplantations avstötnings studierna av Brent och Medawar med hjälp av hud transplantationer på gnagare1. Det blev snart klart att huden har distinkta immunologiska egenskaper, vilket gör det till ett mycket immunogent organ som är annorlunda i avstötning från andra vaskulariserad solida organ2. Råtta studier av fast organ transplantation avslag är vanligt vis begränsad till hjärta, lever, och njure transplantationer. Även om var och en av dessa organ är lämplig för att studera avslag, det finns fördelar och nack delar med var och en av dem. Hjärt transplantationer transplanteras ofta in i buken och anastomoseras till aorta och Vena Cava, med mottagarens infödda hjärta på plats3. Detta återskapar inte humana kliniska, anatomiska och fysiologiska tillstånd. Dessutom, hjärtan är mycket känsliga för kall ischemi och måste reperfused företrädes vis inom 1 h för att kunna återvinna sin funktion4. Lever transplantationer anses i allmänhet vara kirurgiskt mer utmanande och tids känsliga att utföra. Efter avlägsnande av den infödda levern, donator levern måste implanteras och reperfused inom 30 min som mottagarna inte kan pågå längre utan en fungerande lever5. Den hepatiska artären, Portal ven, och särskilt Gall kanalen rekonstruktion kräver raffinerade kirurgiska färdigheter. Förutom de kirurgiska utmaningarna är levern känd för att inneha tolerogena egenskaper och gnagare och människor kan bli operationellt toleranta6,7,8. Njuren, till skillnad från de ovan nämnda organen, kan transplanteras i en ortotopisk mode, är känt för att vara ett immunogent organ med konsekventa, reproducerbara avstötnings episoder (om inte immunsupprimerade), och möjliggör långvarig kall ischemi tider av flera Timmar. Detta gör rått njure transplantation en idealisk modell för att studera transplantatavstötning avstötning och tolerans.
Njur transplantation (KT) är det föredragna valet av behandling för patienter med njur sjukdom i slutstadiet. Under de senaste decennierna, kortsiktiga överlevnad resultat efter KT har förbättrats dramatiskt, men långsiktiga överlevnad resultat är stagnerande9. Konventionella immunsuppressiva regimer förblir standard anti-avvisande behandling. Emellertid, kronisk användning av immunosuppressiva terapier orsakar betydande sjuklighet och dödlighet, såsom nefrotoxicitet, diabetes, och sekundära maligniteter10,11,12. På lång sikt, kronisk anti kropp-och cellulär-medierad avstötning hotar transplantat överlevnad, med begränsade terapeutiska alternativ tillgängliga.
Ett viktigt mål vid transplantation är induktion av transplantations tolerans för att undanröja behovet av kronisk immunsuppression. Den råtta kt modell är en robust redskap till undersöka den immunologisk avstötning förlopp och till bedöma ny närma sig till immun modulering och transplantations tolerans. Råttan fungerar också som en lämplig modell för att studera akuta och kroniska cell-och antikroppsmedierade avstötning13,14,15,16,17. Denna kirurgiska modell har visat sig vara ett tillförlitligt, reproducerbart och kostnads effektivt verktyg för att studera olika aspekter av transplantatavstötning och tolerans. Det används ofta för att testa nya tolerans-inducerande protokoll innan företaget dyra och besvärliga stora djur studier. Att utföra KT i råttor kräver omfattande kirurgisk träning och expertis för att nå överlevnads grad på > 90%. I detta manuskript och i medföljande instruktions video, ger vi en steg-för-steg disposition för ortotopisk KT i råtta, som framgångs rikt utförs i många år på vår institution.
Innan ett förfarande inleds är givar-och mottagar urvalet kritiskt och beror på försöks verksamhetens art. Helst bör donatorer och mottagare väga mellan 220 – 260 g och vara mellan 8 – 12 veckors ålder. Djur under 220 g har små-diameter artärer, vener, och ureters, vilket gör anastomosen i mottagaren särskilt utmanande. Mindre blod förlust kan orsaka hypovolemi och leda till döden hos mindre djur. Djur tyngre än 260 g Visa mer fett runt sina fartyg, och fartygets isolering kommer att kräva mer operativ tid och öka den kalla ischemi tiden.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Lewis (RT11) och Dark agouti (DA) (RT1Aa) råttor köptes från kommersiella leverantörer (se tabellen över material). Dessa helt MHC-inkompatibla stammar används ofta för att studera akut renal transplantatavstötning. Alla djur var inhysta och underhållas enligt National Institutes of Health ' s (NIH) rikt linjer i en specifik patogen-fri anläggning vid Johns Hopkins University. Alla förfaranden godkändes av den institutionella djur vårds-och användnings kommittén.
1. givar förfarande
- Förbered och autoklavera alla kirurgiska instrument som skall användas i detta förfarande som ett medel för sterilisering och använda disponibel sterila handskar för att förhindra infektiösa komplikationer.
- Anesthetize donator råtta med isofluran inhalation (induktion vid 3% – 4% och underhåll på 1% – 2%) för resten av förfarandet. Ge alla givare och mottagar djur före gripande buprenorfin subkutant vid 0,1 mg/kg kropps vikt för analgesi.
- Nu, placera råtta i en liggande ställning och immobilisera armar och ben med steril maskeringstejp.
- Använd en mekanisk klippare för att ta bort hår från buken.
- Applicera ett öga Smörj medel och använda sterila gasväv indränkt i povidon-jod, följt av gasväv indränkt i isopropylalkohol, att sterilisera Operations området.
- Före det första snittet, se till att råttan är tillräckligt bedövas genom att kontrol lera frånvaron av tå nypa tillbaka dragande reflex.
- Använda sax, börja med att göra en stor längsgående mitt linjen hud och muskler snitt från bens fogen pubis till Xiphoid, och ange peritonealhålan.
- Sätt i två upprullnings Don på vardera sidan av buk väggen för att exponera intraabdominell hålighet.
- Täck tarmen med en fuktig steril gasväv och flytta den till höger laterala sidan av buken, utsätta aorta, Vena Cava, och vänster njure. Applicera 1 mL förvärmd saltlösning med en 1 cc spruta för att hålla tarmarna och buk organen fuktiga och vid normal temperatur.
- Applicera en andra fuktig gasväv för att täcka och mobilisera magen och mjältens kranial till njuren och en liten fuktig gasväv för att täcka den exponerade njuren (figur 1a).
- Använd mikrokirurgisk dissekera pincett att isolera och mobilisera vänster Njurartären och ven från bindväv och varandra. Isolera vänster renal ven genom att etsande vänster gonadala ven och isolera vänster renal artär genom etsande binjure artären. Efter det, mobilisera aorta och Vena Cava överlägsen och sämre av vänster renal BLOMSTJÄLK genom dissekera bindväv med dissekera pincett (figur 1B).
- Dividera och mobilisera urinledaren från bindväv med dissekera pincett, och göra en diagonal snitt på en längd av 2 cm mätt från njurbäckenet, med hjälp av microsax. Sätt i en polyamidmanschett (se material tabell) halvvägs in i urinledaren och säkra manschetten genom att placera en knut med 8-0 och sidensuturen (figur 1C).
Obs: det är viktigt att inte ta bort allt fett och bindväv från urinledaren, eftersom de ger skydd mot obstruktion orsakad av sammanväxningar, och deras avlägsnande kan orsaka uretär nekros. Ägna extra uppmärksamhet åt att bevara kärlet försörjer syre till urinledaren. - Mobilisera den vänstra njuren genom att separera den från perinephric fett med dissekera pincett eller microsax. Låt fett kapseln i njuren bifogas och Använd den platsen för hantering av njuren.
- Exponera sämre Vena Cava.
- Administrera 200 enheter heparin med en spruta med 27 G nål genom penis venen. Tryck injektions stället med en bomullstuss i minst 1 min för att förhindra blödning.
- Identifiera Portal venen (PV) och sämre Vena Cava (IVC) (figur 1D). Spola njuren genom att injicera 50 mL kall saltlösning blandat med 500 enheter heparin i Portal venen med en 16 G nål (figur 1E). Innan spolning, skär sämre Vena Cava på infrahepatisk nivå och portalen ven stjärtfenan vid nålen insättnings platsen för att låta blodet att lämna cirkulationen. Börja spola njuren genom att gradvis infusera saltlösning. Observera en förändring av färgen på njuren från mörkrött till en enhetlig grå och blek färg (figur 1F).
- Efter spolning, ligera Njurartären och venen proximalt om aorta och Vena Cava och placera spolas njure i en petriskål i kall saltlösning på isen. Figur 2 A representerar den schematiska översikten över givar förfarandet.
- När njuren är i kall saltlösning, fixa och immobilisera handtaget på ven manschetten (se tabell över material) och försiktigt dra den renala venen genom manschetten. Sedan, fixa den renala venen över manschetten genom att placera tre knop med åtta-noll siden suturen (figur 2b).
Obs: ägna särskild uppmärksamhet åt riktningen av venen samtidigt säkra den på plats. Roterade vener orsaka en obstruktion av blod flödet och leda till trombos.
2. förfarande för mottagande
- Upprepa steg 1.1 – 1.11 från givar förfarandet.
- Placera två atraumatiska Micro-Vessel klämmor på vänster Njurartären och ven proximalt om aorta och Vena Cava (figur 3a).
- Ligate mottagaren njur venen proximalt till inloppet av njuren. Spola den renala venen med hepariniserad saltlösning för att avlägsna allt kvarvarande blod ur kärlet.
- Skjut den ligerade njurvenen över den bojad njur venen som tidigare placerats i donatorns njure och fäst den med en 8-0 och sidensuturen (figur 3B). Behåll samma positions orientering när du säkrar den renala venen över manschetten.
- Ligate urinledaren på nivån för den nedre Polen på vänster njure. Mobilisera njure från perinephric fett.
- Ligate Njurartären proximala till intaget av mottagarens njure. Spola den med hepariniserad saltlösning för att avlägsna överflödigt blod i kärlet. Utför en end-to-end anastomos av Njurartären med 8 till 10 avbrutna suturer med en 10-0 nylon sutur (figur 3C). Manövrera artären genom att använda det oavsiktliga skiktet.
- Ta bort kärlet klämmor för att initiera reperfusion av njuren. Börja med att ta bort klämman på venen följt av klämman på artären (figur 3D). Använd en steril bomullstuss för att lätt pressa någon sipprar områden runt anastomos regionen. Några minuter bör räcka för att uppnå en patent anastomosis.
- Kort Observera njuren att bedöma för adekvat per fusion. Omedelbart efter reperfusion, bör njuren ändra färg och gradvis återfå sin naturliga mörkröda färg efter några minuter (figur 3E). Synliga peristaltiken i urinledaren och på plats urin produktion observeras ibland.
- Avsluta genom att sätta in den exponerade spetsen av uretär manschetten i mottagarens urinledaren och säkra mottagarens urinledaren med en 8-0 sidensuturen (figur 2C och figur 3F).
- För att hålla givaren och mottagaren urinledarna i position, binda av ändarna på varje urinledaren sida till varandra.
- Alternativt kan rätt njure vara nephrectomized genom att binda av rätt Njurartären och ven med en 4-0 siden suturen och ta bort njuren.
- Ta bort alla gasväv från bukhålan, returnera alla organ till sin naturliga position, spruta 1 mL saltlösning över tarmen för att hålla dem fuktiga, och stänga buken med hjälp av en 4-0 resorberbar sutur på rectus muskeln och en 4-0 siden sutur att stänga huden låg på ett avbrutet sätt.
3. postoperativ vård
- Placera djuret i en ren bur med till gång till vatten och mat i AD libitum och gör det möjligt att återhämta sig på en 37 ° c värme dyna.
- Injicera 0,1 mg/kg buprenorfin subkutant för analgesi och övervaka djuret för återhämtning. Ytterligare analgetika administration kan behövas under de närmaste dagarna, beroende på tecken på obehag eller smärta. Antibiotika administreras inte rutinmässigt, eftersom infektiösa komplikationer är sällsynta.
- Observera återhämtningen i 1 – 2 timmar innan djuret återsänds till djur anläggningen. Inspektera djuret 2x-3x per dag för den första 24 h, följt av en daglig inspektion. Var uppmärksam på tecken på smärta och ångest, oralt intag, och urin produktion.
- Ta bort stygnen 7 – 10 dagar efter operationen.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Vi utförde syngena (n = 5) och allogena njur transplantationer (n = 5). Djur med syngen transplantation uppnådde långsiktig överlevnad utan någon immunosuppressiv behandling. Djur som fick en allogen transplantation utan immunsuppression förkastade deras transplantat och dukade under till njur svikt med en median överlevnad på 8 dagar (figur 4a). Genomsnittligt serumkreatinin ökade blygsamt i den syngena gruppen medan det ökade med 14 gånger i den allogena gruppen (0,5 mg/dL jämfört med 7,0 mg/dL, p < 0,01) (figur 4B). Vid explantation, den makroskopiska syn på syngena njure transplantatavstötning visade inte några avvikelser. Njurens färg och inre strukturer förblev intakt. I kontrast, njure allografter av avvisade djur presenterade röda hemorragisk fläckar med förstörelsen av de inre strukturerna (figur 4C). Hematoxylin och eosin fläckar av syngena transplantat visade tunna glomerulär kapillärloopar med normalt antal endotelceller och mesangiala celler. Avvisade allografter visade förstörda glomerulär strukturer med tecken på inflammation och tubulit (figur 4D). För att bekräfta T-cell-medierad avslag, vi utförde CD8 + färgning. Medan syngena allografter visade mycket få positiva CD8 + T-celler, den avvisade allografter visade ett betydligt högre antal CD8 + celler i och runt glomeruli och tubuli (figur 4E), bekräftar T-cells-medierad avslag.
Figur 1 : Donatorns nektomi. (A) när buken öppnas isoleras den vänstra njuren med fuktiga gasväv. (B) den vänstra Njurartären och venen isoleras och mobiliseras från det omgivande fettet. (C) urinledaren är ligated, bojad, och säkras med en enda sidensutur. (D) portalen ven (PV) och sämre Vena Cava (IVC) identifieras och njuren är parfymerad genom portalen ven. (E) perfusion genomförs framgångs rikt eftersom rätt njure och lever blir bleka genom att spola djurets Portal ven. Flyckad per fusion visar en blek njure och kärl redo för transplantation. Vänligen klicka här för att se en större version av denna siffra.
Figur 2 : Schematisk översikt över njur transplantations förfarandet. ASchematisk översikt över givar förfarandet. BSchematisk översikt över givar venen med bojor. (C) Schematisk översikt över anastomoser av mottagaren och den bojad givar venen och anastomosen av ureters. Vänligen klicka här för att se en större version av denna siffra.
Figur 3 : Njur transplantation hos mottagaren. Amottagarens artär och ven mobiliseras från det omgivande fettet och spänns fast efter separationen. Bdonatorns njure introduceras och venerna ansluts via manschetttekniken och säkras med en 8-0 Sutur. (C) artärerna sys i ett slut-till-slut-mode. (D) klämmorna avlägsnas. (E) njuren reperfused och återvinner dess naturliga färg utan blödning. (F) Slutligen, urinledarna är anastomoseras med hjälp av tidigare placerade manschetten och säkras med en 8-0 Sutur. Vänligen klicka här för att se en större version av denna siffra.
Figur 4 : Njur transplantation överlevnad. (A) Kaplan-Meyer-figuren visar överlevnaden hos råttor med syngena eller allogena njur transplantationer över tid. (B) mätning och jämförelse av serumkreatinin hos råttor med syngena eller allogena njur transplantationer jämfört med icke-transplanterade djur. (C) makroskopisk översikt över explanterade njurar av syngen (topp) och allogen (botten) njure transplantation dag 8. Djuren var parfymerade med saltlösning före explanting. De två sista panelerna visar en mikroskopisk översikt av (D) hematoxylin och eosin färgning och (E) CD8 + av syngena (topp) och allogena (botten) njure explants. Bilderna är tagna under 200x förstoring. * Resultaten ansågs vara statistiskt signifikanta om p < 0,05. Vänligen klicka här för att se en större version av denna siffra.
Figur 5 : Kirurgiska instrument som krävs . (1) raka saxar. (2) fina saxar. (3) Micro-våren sax 1 (Ureter ligation). (4) Micro-våren sax 2. (5) Micro-våren sax 3. (6) små-animaliska kirurgiska upprullnings Don. (7) pincett. (8) microforceps, raka, släta. (9) dissekera pincett, böjda. (10) hållare för mikro-nål. (11) nålhållare. (12) 8-0 Flätad sidensutur utan nål. (13) 4-0 sidensuturen. (14) mikrokärls klämmor (ett par). (15) mikro-fartyg klämma applier. (16) fin spets klämma. (17) heparin. (18) fartygs klämma (medel stora). (19) fartygs klämma (stor). (20) sterila bomullsvabbar. (21) 10-0 Micro-suturen med nål. (22) steril gasväv. (23) hepariniserad saltlösning-spolspruta. (24) 60 CC spruta med nål. (25) 10 ml spruta. (26) 1 ml spruta. (27) 25 G 5/8 tum nålar. (28) 19 G nålar. (29) trimmer. (30) bipolär diatermi system. (31) tejp. (32) petriskål med 0,9% normal saltlösning. (33) 60 CC spruta med 50 CC hepariniserad saltlösning för per fusion. (34) 10 ml spruta med 5 CC hepariniserad saltlösning. (35) Ureter manschetten. (36) ven manschetten. Vänligen klicka här för att se en större version av denna siffra.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
I detta manuskript beskriver vi den kirurgiska metoden för ortotopisk KT hos råttor i detalj, inklusive all nödvändig utrustning som behövs för att utföra denna procedur (figur 5). I 1965, Fisher och Lee publicerade den första rapporten om KT i råttor, som blev början på en spännande undersökande fält18. Sedan dess har många ändringar införts för att förbättra reproducerbarheten för denna modell. Det har fungerat som en effektiv djur modell för att studera ischemia-reperfusion skada och renal transplantation avstötning och tolerans, tack vare till gången på flera inavlade och outavlade stammar med partiell och fullständig MHC mismatch kombinationer19. Råtta kt-modellen kan fungera som ett verktyg för att testa hypoteser innan utvidga undersökningar till svin och icke primater primater modeller av kt. alternativ för att studera avstötning av njur transplantation eller tolerans hos gnagare är begränsade. Njur transplantations modellen hos möss är tekniskt mycket utmanande och kräver en lång utbildnings period för att uppnå överlevnads tal på > 80%20. En annan begränsning av mus modellen är spontan renal transplantatavstötning acceptans utan behov av immunsuppression hos cirka 30% av mottagarna. Emellertid, andra organ transplantationer i möss, såsom hud och hjärta, avvisas inom 10 dagar, vilket tyder på att avstötning av njure allografter i helt MHC-felmatchade möss är svag och inte representativa för den kliniska situationen21. Men om den tekniska utmaningen kan övervinnas, möss modeller föredras för mekanismen studier av transplantatavstötning på grund av till gången på genetiskt modifierade knock-in eller knock-out möss.
KT hos råttor kan utföras på flera olika sätt. Vi kommer att diskutera några fördelar och nack delar med dessa olika metoder. Oavsett den föredragna tekniken, är det alltid viktigt att minska varm ischemitid och för att undvika oåterkallelig skada på transplantatet och mottagaren.
Höger kontra vänster njure
Buken anatomi råttor är mycket lik den hos människor. Den vänstra njuren ligger överlägsen jämfört med den högra njuren på grund av den anatomiska positionen i levern. En av fördelarna med att använda den vänstra njuren är längden på fartygen. Generellt, vänster Njurartären och venen är dubbelt så lång som den högra njurkärl. Detta är särskilt fördelaktigt när man utför anastomos där längden på fartygen inte är en begränsande faktor. Det finns dock rapporter om högersidig donator njure hämtning och transplantation22,23. Metoder som använder båda njurarna för transplantation har också beskrivits24.
Rodnad donator njure via portalen ven
Ett av de viktigaste stegen i detta förfarande är givaren njure per fusion. Per fusion är nödvändigt för att ta bort alla donatorns blod från kärlen och njuren och för att kyla ner orgeln för att bromsa biologisk försämring. Det finns olika metoder som beskrivs för att parfymera njuren. Vi har experimenterat med rodnad njuren på olika sätt och drog satsen att rodnad njuren genom portalen ven ger fördelar och konsekvent leder till fullständig per fusion av njure och fartyg. De konventionella metoder som beskrivs i litteraturen innebär rodnad donator njure efter ligating Njurartären och ven eller bakåtsträvande genom infrarenala aorta24,25,26,27 , 28. dessa metoder kan leda till endotelskador och renal vasokonstriktion på grund av ökat lokalt tryck eller ofullständig per fusion på grund av lågt per fusions Tryck29,30.
Genom att spola njuren genom Portal venen styrs trycket av hjärtat. Under per fusion, är hjärtat fortfarande aktiv och pumpar per fusions vätskan på ett normalt sätt till aorta och njure med pulserande flöde, förhindra skador på kapillärer och glomeruli på grund av skjuvning tryck flöde. När man transplantera njurar i block eller använda rätt njure för transplantation är denna metod lämplig för att uppnå jämn per fusion och för att skörda båda njurarna på samma gång.
Arteriell och venös anastomosi
En av de mest kritiska stegen i råtta kt-modellen utför en pålitlig mikrovaskulär anastomos på ett tids effektivt sätt. Givaren Njurartären kan anastomoseras till mottagarens njurartär eller aorta. Anastomosing givar fartygen till aorta och sämre Vena Cava orsakar ischemisk skada på mottagarens organ. I detta protokoll, vi demonstrerar end-to-end anastomosen av njurartärerna, eftersom det undviker ischemisk skada på andra organ. Under den arteriella anastomosen är det viktigt att inte skada lumenets endoteliala yta vid hantering av kärlet. För ven anastomos, vi använder en manschett teknik för att minska den varma ischemi tid och förkorta den operativa förfarandet. Detta har visat sig vara en mycket pålitlig och hållbar metod för att säkerställa adekvat venöst flöde. För att säkerställa adekvat venöst flöde, är det absolut nödvändigt för venerna inte att vara böjd eller vridna när dessa säkras tillsammans. Alternativt, en end-to-end eller en end-to-sida ven anastomos är möjligt, beroende på kirurgens preferens. Helst bör den arteriella och venösa kärl anastomos ta mellan 20-30 min.
Pahlavan et al. sammanfattade komplikationerna för varje typ av teknik baserad på en litteratur screening31. En av de viktigaste komplikationer som kan uppstå efter någon mikrokirurgisk fartyg anastomos är trombos. Ligation och adekvat spolning av mottagar fartygen avsevärt minska trombos bildandet, och det är verkligen inte en komplikation ofta observerats. Andra komplikationer är läckage eller bristning av anastomosen efter reperfusion. Detta är relaterat till otillräcklig mikrokirurgisk teknik eller otillräcklig hantering av kärlen.
Auktor
Urinledaren måste hanteras med största omsorg, särskilt under isolering av urinledaren i givaren. Skada på periureterisk strukturer kan orsaka uretär ischemi leder till strikturer och obstruktion och, i värsta fall scenariot, uretär nekros. Litteraturen rapporterar olika metoder för uretär anastomosis. End-to-end, manschettassisterad end-to-end, urin blåsa patch, och urin blåsan insättning är de vanligaste19,32,33. I tidigare studier har vi använt en manschett med sneda kanter på båda ändar för att under lätta inmatningen i urinledaren i båda ändar. Vi Iakttag inte några urinläckage eller blodpropp formationer. Emellertid, långsiktiga komplikationer (> 30 dagar) av denna teknik inkluderar hydronefros och ibland nefrolitiasis, som kan förklaras av striktur bildning, Dislokation, eller obstruktion av manschetten på grund av uretär stenar. Detta konstaterande är förenligt med andra rapporter och våra egna resultat av att utföra uretär anastomos med en manschett. Ureteral komplikationer märks ofta postoperativt efter betydande skada på njuren, är unsalvageable, och kräver djuret att vara euthanized.
Postoperativ vård och överlevnad
Den postoperativa vården av transplanterade djur kräver adekvat smärt Lind läggning och detaljerade observationer av djurens totala aktivitet, vikt observationer och urin produktion. Vanliga tidiga postoperativa komplikationer inkluderar blödning från arteriell eller venös anastomosis, urinläckage, uretär obstruktion, eller fördröjd transplantatfunktion på grund av långvarig isgång tid. Djur med dessa komplikationer visar blygsam aktivitet och vanligt vis kvar i en böjd-back position utan urin produktion och näringsintag. Generellt är det gynnsamt att administrera upp till 1 – 5 mL saltlösning till djuren postoperativt för att påskynda återhämtningen och förhindra uttorkning. Djur som inte får någon immunsuppression kan överleva mellan 7 och 10 dagar, vilket möjliggör ett tillräckligt terapeutiskt fönster för att testa nya droger eller andra metoder. Om djuren är adekvat immunsupprimerade (1,0 mg/kg/dag FK506 subkutant) eller toleranta, de kan övervakas långsiktiga senaste 6 månader som tidigare rapporterat13. Rått njure transplantations modellen tillät definitionen av mekanismerna för tolerans induceras genom att använda en unik metod för stamcells mobilisering innan bekräfta detta fenomen i stora djur34. Rat KT har lämnat viktig information till utredarna i årtionden, och det kommer att fortsätta att göra det i framtiden.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Författarna har inget att avslöja.
Acknowledgments
Detta arbete finansierades av en generös gåva från Bombeck Family Estate.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Buprenorphine HCL | Reckitt Benckiser Healthcare UK | NDC12496-0757-5 | |
| Dissecting forceps, curved | Zhenbang, China | 11cm Flat handle | |
| Heparin sodium injection USP | Sagent Pharmaceuticals | NDC25021-400-10 | |
| Micro-forceps, straight, smooth | Jingzhong, China | WA3010 | |
| Micro needle holder | Jingzhong, China | WA2010 | |
| Micro vessel clamps | Jingzhong, China | WA40120 | |
| Micro spring sciccor 1 | ROBOZ | RS-5620 | |
| Micro spring sciccor 2 | F.S.T. | 91501-09 | |
| Micro spring sciccor 3 | Zhenbang, China | 8.5cm Vannas,curved | |
| Prograf (Tacrolimus/FK506) | Astellas | ||
| Rats | Charles River & Taconic Biosciences | LEW/Crl & DA-M | |
| Shaver | Wahl | 79600-2101 | |
| Suture 4-0 | Ethicon | J304H | |
| Suture, 4-0 | Ethicon | 683G | |
| Suture, 10-0 | Ethicon | 2820G | |
| Syringes & Needles | BD | ||
| Thread, 8-0 | Ashaway | 75290 | |
| Ureteral cuff | Microlumen | 160-1 | Polymide Tubing, Diameter 0.41 mm |
| Venous cuff | Intramedic BD | 7441 | PE-200 Non-radiopaque polyethylene tubing ID: 1.4 mm, OD: 1.9 mm |
References
- Billingham, R. E., Brent, L., Medawar, P. B. Actively acquired tolerance of foreign cells. Nature. 172 (4379), 603-606 (1953).
- Murray, J. E. Organ transplantation (skin, kidney, heart) and the plastic surgeon. Plastic and Reconstructive Surgery. 47 (5), 425-431 (1971).
- Liu, F., Kang, S. M.
- Ruzza, A., et al. Heterotopic heart transplantation in rats: improved anesthetic and surgical technique. Transplant Proceedings. 42 (9), 3828-3832 (2010).
- Oldani, G., Lacotte, S., Morel, P., Mentha, G., Toso, C.
- Lang, K. S., et al. Immunoprivileged status of the liver is controlled by Toll-like receptor 3 signaling. Journal of Clinical Investigation. 116 (9), 2456-2463 (2006).
- Sun, Z., et al. Recruitment of host progenitor cells in rat liver transplants. Hepatology. 49 (2), 587-597 (2009).
- Orlando, G., Soker, S., Wood, K. Operational tolerance after liver transplantation. Journal of Hepatolgy. 50 (6), 1247-1257 (2009).
- Lodhi, S. A., Lamb, K. E., Meier-Kriesche, H. U. Solid organ allograft survival improvement in the United States: the long-term does not mirror the dramatic short-term success. American Journal of Transplantation. 11 (6), 1226-1235 (2011).
- Engels, E. A., et al. Spectrum of cancer risk among US solid organ transplant recipients. Journal of the American Medical Association. 306 (17), 1891-1901 (2011).
- Kasiske, B. L., Snyder, J. J., Gilbertson, D., Matas, A. J. Diabetes mellitus after kidney transplantation in the United States. American Journal of Transplantation. 3 (2), 178-185 (2003).
- de Mattos, A. M., Olyaei, A. J., Bennett, W. M. Nephrotoxicity of immunosuppressive drugs: long-term consequences and challenges for the future. American Journal of Kidney Diseases. 35 (2), 333-346 (2000).
- Hu, X., et al. Chimeric Allografts Induced by Short-Term Treatment With Stem Cell-Mobilizing Agents Result in Long-Term Kidney Transplant Survival Without Immunosuppression: A Study in Rats. American Journal of Transplantation. 16 (7), 2055-2065 (2016).
- Shrestha, B., Haylor, J. Experimental rat models of chronic allograft nephropathy: a review. International Journal of Nephrology and Renovascular Disease. 7, 315-322 (2014).
- Fu, Y., et al. Successful transplantation of kidney allografts in sensitized rats after syngeneic hematopoietic stem cell transplantation and fludarabine. American Journal of Transplantation. 14 (10), 2375-2383 (2014).
- Grau, V., et al. Immune Complex-Type Deposits in the Fischer-344 to Lewis Rat Model of Renal Transplantation and a Subset of Human Transplant Glomerulopathy. Transplantation. 100 (5), 1004-1014 (2016).
- Vogelbacher, R., et al. Bortezomib and sirolimus inhibit the chronic active antibody-mediated rejection in experimental renal transplantation in the rat. Nephrology Dialysis Transplantation. 25 (11), 3764-3773 (2010).
- Fisher, B., Lee, S. Microvascular surgical techniques in research, with special reference to renal transplantation in the rat. Surgery. 58 (5), 904-914 (1965).
- Mahabir, R. N., Guttmann, R. D., Lindquist, R. R. Renal transplantation in the inbred rat. X. A model of "weak histoincompatibility" by major locus matching. Transplantation. 8 (4), 369-378 (1969).
- Wang, J. J., Hockenheimer, S., Bickerstaff, A. A., Hadley, G. A.
- Bickerstaff, A. A., Wang, J. J., Pelletier, R. P., Orosz, C. G. Murine renal allografts: spontaneous acceptance is associated with regulated T cell-mediated immunity. Journal of Immunology. 167 (9), 4821-4827 (2001).
- Silber, S. J., Crudop, J.
- D'Silva, M., et al. Rat kidney transplantation update with special reference to vesical calculi. Microsurgery. 11 (2), 169-176 (1990).
- Yin, M., Booster, M. H., Bogaard, A. E. J. M., Kootstra, G. A simple technique to harvest two kidneys from one donor rat for transplantation. Lab Animal. 28 (4), 387-390 (1994).
- Lopez-Neblina, F., Toledo-Pereyra, L. H., Suzuki, S. Ultrarapid orthotopic technique for renal transplantation in the rat. Microsurgery. 15 (4), 274-278 (1994).
- Blom, D., Orloff, M. S. A more versatile and reliable method for renal transplantation in the rat. Microsurgery. 18 (4), 267-269 (1998).
- Engelbrecht, G., Kahn, D., Duminy, F., Hickman, R. New rapid technique for renal transplantation in the rat. Microsurgery. 13 (6), 340-344 (1992).
- Kline, R., Churchill, M., Churchill, P., Bidani, A., Schwartz, M. High osmolality-low pH flush solutions improve renal transplant function in rats. Urology Research. 19 (2), 81-86 (1991).
- Fray, J. C. Mechanism by which renin secretion from perfused rat kidneys is stimulated by isoprenaline and inhibited by high perfusion pressure. The Journal of Physiology. 308, 1-13 (1980).
- Fry, D. L. Acute vascular endothelial changes associated with increased blood velocity gradients. Circulation Research. 22 (2), 165-197 (1968).
- Pahlavan, P. S., Smallegange, C., Adams, M. A., Schumacher, M. Kidney transplantation procedures in rats: assessments, complications, and management. Microsurgery. 26 (5), 404-411 (2006).
- Savas, C. P., et al. Renal transplantation in the rat--a new simple, non-suture technique. Urology Research. 13 (2), 91-93 (1985).
- Fabre, J., Lim, S. H., Morris, P. J. Renal transplantation in the rat: details of a technique. The Austalian and New Zealand Journal of Surgery. 41 (1), 69-75 (1971).
- Cameron, A. M., et al. Chimeric Allografts Induced by Short-Term Treatment With Stem Cell Mobilizing Agents Result in Long-Term Kidney Transplant Survival Without Immunosuppression: II, Study in Miniature Swine. American Journal of Transplantation. 16 (7), 2066-2076 (2016).
