Summary
Nous démontrons la culture unicellulaire des bactéries à l'intérieur des vésicules géantes (GM). Les GV contenant des cellules bactériennes ont été préparés par la méthode de transfert de gouttelettes et ont été immobilisés sur une membrane soutenue sur un substrat en verre pour l'observation directe de la croissance bactérienne. Cette approche peut également être adaptable à d'autres cellules.
Abstract
Nous avons mis au point une méthode de culture des cellules bactériennes au niveau unicellulaire à l'intérieur des vésicules géantes (GV). La culture cellulaire bactérienne est importante pour comprendre la fonction des cellules bactériennes dans l'environnement naturel. En raison des progrès technologiques, diverses fonctions de cellules bactériennes peuvent être révélées au niveau d'une seule cellule à l'intérieur d'un espace confiné. Les VÉHICULES sont des compartiments sphériques de microtaille composée de molécules lipidiques amphiphiles et peuvent contenir divers matériaux, y compris des cellules. Dans cette étude, une seule cellule bactérienne a été encapsulée en 10 à 30 millions de véhicules par la méthode de transfert de gouttelettes et les GV contenant des cellules bactériennes ont été immobilisés sur une membrane supportée sur un substrat de verre. Notre méthode est utile pour observer la croissance en temps réel des bactéries simples à l'intérieur des VÉHICULES lourds. Nous avons cultivé des cellules Escherichia coli (E. coli) comme modèle à l'intérieur des GV, mais cette méthode peut être adaptée à d'autres types de cellules. Notre méthode peut être utilisée dans les domaines scientifiques et industriels de la microbiologie, de la biologie, de la biotechnologie et de la biologie synthétique.
Introduction
La culture des cellules bactériennes au niveau unicellulaire a reçu une attention croissante. Cultiver des cellules bactériennes au niveau unicellulaire à l'intérieur d'un espace confiné peut élucider des fonctions bactériennes telles que la variabilité phénotypique1,2,3,4, comportement cellulaire5, 6 Annonces , 7 Annonces , 8 Annonces , 9, et résistance aux antibiotiques10,11. En raison des progrès récents dans les techniques de culture, la culture des bactéries simples peut être réalisée à l'intérieur d'un espace confiné, comme dans un puits-puce4,7,8, gouttelette de gel12,13 , et gouttelette d'eau dans l'huile (W/O)5,11. Pour promouvoir la compréhension ou l'utilisation de cellules bactériennes uniques, d'autres développements techniques des techniques de culture sont nécessaires.
Les vésicules qui imitent la membrane cellulaire biologique sont des compartiments sphériques composés de molécules amphiphiles et peuvent contenir divers matériaux. Les vésicules sont classées en fonction de leur taille et comprennent les petites vésicules (SVs, diamètre et 100 nm), les grandes vésicules (LV, 'lt;1 'm) et les vésicules géantes (GV, 'gt;1 'm). Les SV ou LVs sont couramment utilisés comme porteurs de médicaments en raison de leur affinité avec la membrane cellulaire biologique14. Les GV ont également été utilisés comme système de réacteur pour la construction de protocellules15 ou de cellules artificielles16. L'encapsulation des cellules biologiques dans les GV a été rapportée17,18, et donc les GV montrent le potentiel comme un système de culture cellulaire lorsqu'il est combiné avec le système de réacteur.
Ici, avec une vidéo des procédures expérimentales, nous décrivons comment les GV peuvent être utilisés comme nouveaux navires de culture cellulaire19. Les GV contenant des bactéries ont été fabriqués par la méthode de transfert de gouttelettes20 et ont ensuite été immobilisés sur une membrane supportée sur un verre de couverture. Nous avons utilisé ce système pour observer la croissance bactérienne au niveau unicellulaire à l'intérieur des VÉHICULES électriques en temps réel.
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Protocol
1. Préparation de véhicules uvraux contenant des cellules bactériennes par la méthode de transfert de gouttelettes
- Préparer des solutions de stock lipidique de 1-palmitoyl-2-oleoyl-sn-glycero-3-phosphocholine (POPC, 10 mM, 1 mL) et 1,2-distearoyl-sn-glycero-3-phosphoethanolamine-N-[biotinyl(polyethyleneglycol)-2000] (biotine-PEG-DSPE, 0,1 mM, 1 mL) en chloroforme/ solution de méthanol (2/1, v/v) et stocker le bouillon à -20 oC.
- Préparation d'une solution d'huile contenant des lipides
- Verser 20 l de la solution POPC et 4 l de la solution biotine-PEG-DSPE dans un tube en verre (figure1b (i)).
- Évaporer le solvant organique par le flux d'air pour former un film lipidique et placer le film dans un dessiccateur pendant 1 h pour évaporer complètement le solvant organique (Figure 1b (ii)).
REMARQUE: Il est nécessaire d'évaporer le solvant organique dans une hotte de fumée. - Ajouter 200 l d'huile minérale (0,84 g/mL, Table of Materials) au flacon de verre ( figure1b (iii)).
- Enveloppez la partie d'ouverture du flacon de verre avec du film et sonicatez-la dans un bain à ultrasons (120 W) pendant au moins 1 h (Figure 1b (iii)). Les concentrations finales de POPC et de biotine-PEG-DSPE sont respectivement de 1 mM et 0,002 mM.
- Pré-culture des cellules bactériennes
- Inoculer E. coli dans 1x LB moyen (1 g d'extrait de levure, 2 g de bacto tryptone, et 2 g de chlorure de sodium dans 200 ml d'eau déionisée) à partir d'une plaque LB et incuber à 37 oC pendant 12 à 14 h (nuit).
- Après l'incubation, recueillir 20 L de la solution de culture et transférer à 1,98 ml de milieu frais de 1x LB, et la culture des cellules à nouveau pendant 2 h.
- Vérifiez la densité optique à 600 nm (OD600) valeur de la solution pré-culture (préparée à l'étape 1.3.2). Une solution pré-culture de l'OD600 à 1,0 à 1,5 doit être utilisée.
- Préparation des solutions aqueuses extérieures et intérieures des GV
- Dissoudre le glucose dans un milieu de 1x LB pour préparer une solution aqueuse externe de VS. Préparer 20 ml d'une solution de glucose de stock (500 mM).
- Diluer la solution de glucose de stock avec 1x LB moyen à 200 mm (tableau 1).
- Dissoudre le saccharose dans un milieu de 1x LB pour préparer une solution intérieure aqueuse de GV. Préparer 20 mL d'une solution de saccharose en stock (500 mM).
- Mélanger la solution pré-culture (OD600 à 1,0 à 1,5), la solution de saccharose (500 mM) et le milieu 1x LB (tableau1). La valeur finale OD600 de la solution de culture devrait être 0.01-0.015 et la concentration finale de saccharose devrait être 200 mM.
REMARQUE: Prenez soin d'éviter la pression osmotique. Il est nécessaire d'équilibrer la concentration entre la solution intérieure et extérieure aqueuse.
- Préparation de gouttelettes d'eau dans l'huile (W/O) contenant des cellules bactériennes
- Ajouter 2 ll de la solution aqueuse intérieure des GV (préparéeà l'étape 1,4,4) à 50 oL de la solution d'huile contenant des lipides (huile minérale contenant du POPC et de la biotine-PEG-DSPE) dans un tube en plastique couvercle de 0,6 mL (figure1b (iv)).
- Émulsionner les deux composants du tube en plastique en tapant le tube à la main (Figure 1b (v)).
- Formation de VÉHICULES uvraux contenant des cellules bactériennes
- Ajouter 50 l de la solution extérieure aqueuse des GV (préparée à l'étape 1.4.2) dans un tube en plastique couvercle de 1,5 ml (figure1b (vi)) et superposer doucement 150 'L de la solution d'huile contenant des lipides (huile minérale avec POPC et biotine-PEG-DSPE) à la surface de l'aquous extérieur solution(figure 1b (vii)). Incuber cet échantillon à température ambiante (RT, 25 oC) pendant 10 à 15 min. Vérifiez que l'interface de l'huile et des solutions aqueuses est plate.
- Ajouter 50 oL de la solution de gouttelettes W/O (préparée à l'étape 1.5.2) sur l'interface de l'huile et de la solution aqueuse à l'aide d'une pipette (Figure 1b (viii)).
- Centrifugelement du tube en plastique couvercle de 1,5 mL (à partir de l'étape 1.6.2) pendant 10 min à 1600 x g à RT dans une centrifugeuse de bureau (Figure 1b (ix)). Après centrifugation, aspirez l'huile (couche supérieure) du tube en plastique à couvercle de 1,5 mL à l'aide d'une pipette, et collectez les GV contenant des cellules bactériennes (Figure 1b (x)).
2. Préparation d'un système d'observation GV (Système de culture cellulaire bactérienne)
-
Préparation de petites vésicules (SVs) pour constructi ng a membrane bicouche soutenue
- Verser 20 l l de la solution POPC et 4 l de la solution biotine-PEG-DSPE dans un tube en verre (en utilisant la même composition lipidique que pour la préparation du GV à l'étape 1.1).
- Évaporez le solvant organique par flux d'air pour former un film lipidique et placez cet échantillon dans un dessiccateur pendant 1 h pour évaporer complètement le solvant organique.
- Ajouter 200 l de glucose de 200 ml dans un milieu de 1 x LB (la solution aqueuse extérieure des GV) au flacon de verre.
- Enveloppez la partie d'ouverture du flacon de verre avec du film et sonicatez-la dans un bain à ultrasons (120 W) pendant au moins 1 h.
- Préparer les SVs par la méthode d'extrusion21 à l'aide d'un mini-extrudeur et d'une membrane en polycarbonate de taille de 100 nm.
-
Préparation d'une chambre faite à la main
- Percer un trou de 7 mm avec un poinçon creux sur un joint à double face (10 mm x 10 mm x 1 mm).
- Coller le joint à double face avec le trou sur un verre de couverture (30 mm x 40 mm, épaisseur 0,25 à 0,35 mm).
-
Préparation d'une membrane bicouche soutenue sur le verre de couverture dans le trou de la chambre
- Ajouter 30 l de la solution SV au trou de la chambre (préparé à la section 2.2) et incuber à RT pendant 30 min.
- Lavez doucement le trou deux fois avec 20 l de 1x LB moyen contenant 200 mM de glucose (la solution aqueuse externe des GV) par pipetting.
-
L'immobilisation des GV sur le membrane bicouche soutenue sur le verre de couverture dans le trou de la chambre
- Introduire 10 L de neutravidin avec la solution aqueuse extérieure de GV (1 mg/mL) dans le trou et couver à RT pendant 15 min.
- Lavez doucement le trou deux fois avec 20 l de 1x LB moyen contenant 200 mM de glucose (la solution aqueuse externe des GV) par pipetting.
- Ajouter toutes les solutions contenant des GV (préparés à l'étape 1.6.3) dans le trou de la chambre et sceller avec un verre de couverture (18 mm x 18 mm, épaisseur 0,13 à 0,17 mm) (Figure 2b).
-
Observation microscopique de la croissance des cellules bactériennes à l'intérieur des UV
- Définir un système de phase de chauffage microscopique avec un microscope inversé équipé d'une lentille objective d'ouverture numérique (NA) 40x/0.6 avec une longue distance de travail (figure 2b).
- Placez la chambre sur le système microscopique de phase de chauffage (figure 2b). Incuber les GV contenant des cellules bactériennes dans la chambre à un état statique de 6 h à 37 oC.
- Capturez et enregistrez des images au microscope de la croissance des cellules bactériennes à l'intérieur des véhicules uvraux toutes les 30 min à l'aide d'une caméra scientifique complémentaire de semi-conducteur d'oxyde métallique (sCMOS).
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Representative Results
Nous présentons une méthode simple pour générer des GV contenant des cellules bactériennes uniques en utilisant la méthode de transfert de gouttelettes (Figure 1). La figure 1a montre une image schématique des précipitations des VÉHICULES uvraux contenant des bactéries. Les gouttelettes W/O contenant des bactéries sont transférées à travers l'interface eau-huile (monocouche lipidique) par centrifugation pour former des GV. La différence de densité entre le saccharose (solution aqueuse intérieure) et le glucose (solution aqueuse extérieure) aide également à traverser l'interface huile-eau des gouttelettes W/O. Il est nécessaire de surveiller la pression osmotique dans la solution aqueuse intérieure et externe parce qu'une légère différence de concentration entre ces solutions peut induire la déformation et l'effondrement des GV. Un diagramme d'écoulement pour la préparation des GV contenant des cellules bactériennes par la méthode de transfert de gouttelettes est montré dans la figure 1b. En suivant cette procédure, les GV contenant des cellules bactériennes uniques peuvent être facilement obtenus.
Pour observer la croissance des cellules bactériennes dans les VÉHICULES uvins, un système de culture original a été construit pour l'observation microscopique (figure 2). Les VÉHICULES contenant des bactéries ont été immobilisés sur une surface de membrane supportée recouverte de néoravidine sur un verre de couverture (Figure 2a). Cette technique d'immobilisation a permis une observation prolongée des GV.
Les images typiques de microscopie à contraste de phase des différents GV de taille s'inquiétaient de cellules bactériennes uniques à la figure 3. Dans cette expérience, nous avons également obtenu des GV contenant des cellules bactériennes d'une taille allant de 10 à 30 m. La figure 3 montre la croissance bactérienne au niveau unicellulaire à l'intérieur des véhicules électriques dont la taille est de 10,7 m (figure3a) et de 28 millions d'euros (figure3b). Pour les deux tailles de véhicules uvrologiques, les cellules E. coli ont subi des processus d'allongement et de division, avec une ou deux cellules E. coli qui ont augmenté jusqu'à un très grand nombre de cellules de plus de 6 h. Ainsi, les cellules E. coli se sont développées de façon stable à l'intérieur des véhicules uvraux.
La fréquence relative des VÉHICULES uvraux contenant un nombre donné de cellules bactériennes est indiquée à la figure 4. Dans notre état expérimental (OD600 - 0,01 à 0,015), les cellules bactériennes ont été encapsulées au niveau des cellules individuelles dans environ 10 % des véhicules uvrés obtenus (les véhicules uvrés vides étaient d'environ 80 %). Les GV encapsulés au niveau des cellules individuelles étaient environ 50 % des véhicules à niveau contenant des cellules bactériennes, selon les estimations de l'enset de la figure 4.
Figure 1 : Procédures expérimentales des véhicules uvraux contenant des bactéries. (a) Schéma de VÉHICULES uvriciaux contenant des bactéries préparés par une méthode de transfert de gouttelettes. Les microgouttelettes W/O contenant des bactéries passent par une interface monocouche lipidique par force centrifuge, puis forment une membrane bicouche lipidique. (b) Flux de la synthèse des VÉHICULES uvraux contenant des bactéries. (i) Solvant organique contenant des lipides (POPC et biotine-PEG-DSPE, 100:0.2 ratio molaire). (ii) Film lipidique au fond de la fiole de verre. (iii) Solution d'huile contenant des lipides. (iv) Mélange de 50 l de solution d'huile et de 2 l de solution aqueuse intérieure (200 mM de saccharose et 1x LB moyen) contenant des cellules bactériennes. (v) Émulsification par tapant à la main (plus de 50 fois). (vi) 50 L de la solution aqueuse externe (200 mM de glucose dans un milieu de 1x LB). (vii) Superposition de 150 l de solution d'huile sur la solution aqueuse extérieure. (viii) Superposition de la solution de gouttelettes W/O. (ix) Centrifugation du tube. (x) Les VÉHICULES lourds précipités contenant des cellules bactériennes après aspiration de l'huile. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.
Figure 2 : L'o système de bservation de la culture cellulaire bactérienne à l'intérieur des VÉHICULES lourds. (a) Les VÉHICULES sont immobilisés sur une membrane supportée par la liaison biotine-neutravidin sur le verre de couverture. Les VÉHICULES sont incubés par un système de chauffage. (b) Image du système d'observation comprenant une chambre faite à la main. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.
Figure 3 : Images au microscope à contraste séminaux d'UN g contenant des cellules bactériennes uniques (indiquées par les flèches noires). Snap-shots de la croissance des cellules bactériennes à l'intérieur de différents TYPES de taille. (a) Taille de la vésicule - 10,7 m. (b) Taille de la vésicule à 28 m. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.
Figure 4 : Analyse statistique du nombre de cellules bactériennes encapsulées par GV. Les fréquences relatives des GV ont été tracées comme histogrammes. Enset: Grossissement des fréquences relatives des GV contenant des cellules bactériennes de 1à1 lt; cellules. Au total, 235 véhicules récréatifs ont été analysés. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.
| Solution aqueuse extérieure | Solution intérieure aqueuse | finale | |
| 500 mM de glucose avec milieu LB | 200 l | – | 200 mm |
| 500 mM Sucrose avec support LB | – | 200 l | 200 mm |
| 1x moyen LB | 300 l | 295 l | – |
| Solution pré-culture (OD600 1,0 à 1,5) | – | 5 ll | OD600 - 0,01 à 0,015 |
| Volume total | 500 l | 500 l |
Tableau 1 : Composition et volumes des solutions aqueuses extérieures et intérieures des GV.
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Discussion
Ici, nous décrivons une méthode pour cultiver des cellules bactériennes au niveau unicellulaire à l'intérieur des VÉHICULES lourds. Cette méthode simple consiste à former des GV contenant des cellules bactériennes au niveau unicellulaire en utilisant la méthode de transfert de gouttelettes. Par rapport à d'autres approches pour l'obtention de VÉHICULES uvrifs contenant des cellules bactériennes, cette méthode présente deux avantages : (i) elle est facile à développer, et (ii) un petit volume (2 l) de la solution d'échantillon est nécessaire pour préparer les GV. La méthode de transfert de gouttelettes20 pour la préparation des GV contenant des cellules bactériennes est plus simple que les méthodes classiques d'hydratation22 et microfluidique17. Par exemple, la méthode d'hydratation classique22 est une méthode simple et facile pour la préparation des GV, mais l'efficacité d'encapsulation des matériaux dans les GV est assez faible et au moins quelques centaines de microlitres d'échantillon est nécessaire. Les méthodes d'hydratation23, récemment mises au point, en papier cellulose et 24 méthodes d'hydratation assistée par gel24 pour fabriquer des GV ont une forte efficacité d'encapsulation des biomolécules par rapport à la méthode d'hydratation classique22. Leur efficacité d'encapsulation est aussi élevée que celle de la technique de transfert de gouttelettes, et on s'attend à ce que ces deux méthodes puissent permettre l'encapsulation des cellules à l'intérieur des GV. En outre, la méthode microfluidique17 encapsule avec précision les cellules individuelles à l'intérieur des GV et montre une très forte efficacité d'encapsulation des matériaux dans les VÉHICULES, mais nécessite une manipulation compliquée et des techniques pour la fabrication de microdispositifs et une grande volume d'échantillon (au moins quelques millilitres) pour faire circuler le tube.
Dans ce protocole, la stabilité de l'interface huile-eau est importante pour l'obtention de VÉHICULES uvraux contenant des cellules bactériennes (figure 1b (vii)). Pour obtenir de nombreux GV, il est essentiel d'aplatir l'interface huile-eau. Par conséquent, une bonne préparation de la phase d'huile est nécessaire. Nous avons sonicated la phase d'huile pendant au moins 1 h dans un bain ultrasonique de haute puissance (120 W) pour dissoudre complètement les molécules lipidiques. Il est important de superposer la phase d'huile sur la solution aqueuse extérieure immédiatement après la sonication (Figure 1b (vii)).
La méthode décrite ici a deux limites. Tout d'abord, les véhicules uvraux se cassent souvent et les cellules bactériennes fuient dans la solution aqueuse externe. C'est parce que pendant la formation de GV, quelques gouttelettes de W/O ne peuvent pas se transférer par l'interface huile-eau et se sont rompues. Ceci est inévitable lors de l'utilisation de la méthode de transfert de gouttelettes20. En outre, les GV peuvent se briser pendant l'observation. La stabilité des GV doit être améliorée, par exemple en utilisant un cytosquelette artificiel qui stabilise les GV25. Deuxièmement, le nombre de cellules bactériennes encapsulées ne peut pas être parfaitement contrôlé. La figure 4 montre qu'un grand nombre de cellules bactériennes ont été encapsulées dans les VÉHICULES uvrés et qu'il est donc difficile de contrôler le nombre de cellules bactériennes dans les véhicules uvraux à l'aide de la méthode de transfert des gouttelettes. Pour contrôler le numéro de cellule, la technologie microfluidique peut être utilisée.
Les GV peuvent contrôler leur solution intérieure aqueuse plus efficacement que les autres matériaux (gouttelettes de gel12,13 ou W/O gouttelettes5,11). Par exemple, les conditions aqueuses des solutions intérieures et extérieures des GV sont altérées par la perméabilité naturelle de la membrane26 ou la perméabilité facilitée par un porre membranaire16 ou un transporteur27. Dans la méthode actuelle, les molécules d'huile (huile minérale dans ce cas) sont restées dans la membrane20. L'influence de l'huile restante dans la membrane sur la perméabilité des nutriments ou de l'oxygène pour la croissance bactérienne est inconnue. Bien que nous ne connaissions pas la perméabilité naturelle de la membrane des nutriments ou de l'oxygène, nous considérons que la quantité de nutriments ou d'oxygène dans le milieu de croissance était suffisante pour la croissance bactérienne dans la présente étude. La perméabilité naturelle de membrane des éléments nutritifs ou de l'oxygène est très importante pour la croissance des cellules bactériennes et est un sujet important pour l'étude future. La technique de contrôle de la perméabilité ne peut pas être effectuée en utilisant la méthode de culture avec des gouttelettes de gel12,13 ou W/ O gouttelettes5,11. Les GV deviendront ainsi le premier choix pour les applications de culture bactérienne dans un espace confiné.
Notre méthode de culture bactérienne est un concept et un outil potentiellement nouveaux en microbiologie19 pour la culture des bactéries environnementales inconnues pour l'obtention ou l'analyse de leurs produits métaboliques. En outre, nos véhicules uvraux contenant des cellules sont un système hybride d'un modèle de cellules artificielles (VG) et une cellule vivante (cellules bactériennes) pour faire un nouvel outil pour la biotechnologie28 et la biologie synthétique ascendante29.
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Disclosures
Les auteurs n'ont rien à révéler.
Acknowledgments
Ce travail a été soutenu par une initiative de premier plan pour d'excellents jeunes chercheurs (LEADER, no 16812285) du ministère de l'Éducation, de la Culture, des Sports, des Sports et de la Technologie (MEXT) du Japon, une subvention d'aide pour la recherche sur les jeunes scientifiques (No. 18K18157, 16K21034) de la Japan Society for the Promotion of Science (JSPS) à M.M., et Grant-in-Aid de MEXT à K.K. (No. 17H06417, 17H06413).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Bactotryptone | BD Biosciences | 211705 | |
| Chloroform | Wako Pure Chemicals | 032-21921 | |
| Cover glass (18 × 18 mm) | Matsunami Glass Ind. | C018181 | thickness 0.13–0.17 mm |
| Cover glass (30 × 40 mm) | Matsunami Glass Ind. | custom-order | thickness 0.25–0.35 mm |
| Desktop centrifuge | Hi-Tech Co. | ATT101 | swing rotor type |
| Double-faced seal (10 × 10 × 1 mm) | Nitoms | T4613 | |
| Glass vial | AS ONE | 6-306-01 | Durham fermentation tube |
| Glucose | Wako Pure Chemicals | 049-31165 | |
| Inverted microscope | Olympus | IX-73 | |
| Methanol | Wako Pure Chemicals | 133-16771 | |
| Microscopic heating stage system | TOKAI HIT | TP-110R-100 | |
| Mineral oil | Nacalai Tesque | 23334-85 | |
| Mini-extruder | Avanti Polar Lipids | 610000 | |
| Neutravidin | Thermo Fisher Scientific | 31000 | |
| Objective lens | Olympus | LUCPLFLN 40×/0.6 NA | |
| Polycarbonate membranes | Avanti Polar Lipids | 610005 | pore size 100 nm |
| sCMOS camera | Andor | Zyla 4.2 plus | |
| Sodium chloride | Wako Pure Chemicals | 191-01665 | |
| Sucrose | Wako Pure Chemicals | 196-00015 | |
| Ultrasonic bath | AS ONE | ASU-3D | |
| Yeast extract | BD Biosciences | 212750 | |
| 0.6 mL lidded plastic tube | Watson | 130-806C | |
| 1.5 mL lidded plastic tube | Sumitomo Bakelite Co. | MS4265-M | |
| 1-palmitoyl-2-oleoyl-sn-glycero-3-phosphocoline | Avanti Polar Lipids | 850457P | POPC |
| 1,2-distearoyl-snglycero-3-phosphoethanolamine-N-[biotinyl(polyethyleneglycol)-2000] | Avanti Polar Lipids | 880129P | Biotin-PEG-DSPE |
References
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