Summary
我々は、巨大な小胞(GV)内の細菌の単細胞培養を実証する。細菌細胞を含むGVは液滴転写法により調製し、ガラス基板上の支持膜上に固定化し、細菌増殖を直接観察した。このアプローチは、他の細胞にも適応可能である。
Abstract
我々は、巨大小胞(GV)内の単細胞レベルで細菌細胞を培養する方法を開発した。細菌細胞培養は、自然環境における細菌細胞の機能を理解するために重要である。技術の進歩により、限られた空間内の単細胞レベルで様々な細菌細胞機能が明らかになります。GVは、親和性脂質分子からなる球状の微小サイズのコンパートメントで、細胞を含む様々な材料を保持することができます。本研究では、液滴転写法により10~30μm GVに単一の細菌細胞を封入し、細菌細胞を含むGVをガラス基板上の支持膜上に固定化した。本手法は、GV内の単一細菌のリアルタイム増殖を観察するのに有用である。大腸菌(大腸菌)細胞をGV内のモデルとして培養したが、この方法は他の細胞型に適応できる。微生物学、生物学、バイオテクノロジー、合成生物学の科学・産業分野で活用できます。
Introduction
単細胞レベルでの細菌細胞の培養が注目を集めています。限られた空間内の単細胞レベルで細菌細胞を培養すると、表現型変動性1、2、3、4、細胞挙動5などの細菌機能を解明できる。6,7,8,9、および抗生物質耐性10、11。近年の培養技術の進歩により、単一細菌の培養は、ウェルチップ4、7、8、ゲル液滴12、13などの限られた空間内で達成することができる。、および水中油(W/O)液滴5、11.単一細菌細胞の理解や利用を促進するためには、栽培技術のさらなる技術開発が必要である。
生体細胞膜を模倣する小胞は、両生類分子からなる球状の区画であり、様々な物質を保持することができる。小胞はサイズに応じて分類され、小さな小胞(SV、直径<100 nm)、大きな小胞(NEV、<1 μm)、および巨大な小胞(GV、>1 μm)が含まれます。SVまたはNEVは、生体細胞膜14に対する親和性のために薬物担体として一般的に使用される。GVは、原始電池15または人工細胞16の構築のための原子炉システムとしても使用されている。生体細胞をGVに封入すると17、18、したがってGVは、反応器系と組み合わせると細胞培養システムとしての可能性を示す。
ここでは、実験手順のビデオと共に、GVを新規細胞培養器19として使用する方法について説明する。細菌を含むGVは、液滴転写方法20により作製され、次いでカバーガラス上の支持膜上に固定化した。このシステムを用いて、GV内部の単細胞レベルで細菌の増殖をリアルタイムで観察した。
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
1. 液滴転写法による細菌細胞を含むGVの調製
- 1-パルミトイル-2-オレオイル-sn-グリセロ-3-ホスホコリン(POPC、 10 mM、1 mL)および1,2-ジステアロイル-snグリセロ-3-ホスホエタノールアミン-N-[ビオチニル(ポリエチルネグリコール)-2000](ビオチン-PEG-DSPE、0.1mM、1mL)メタノール溶液(2/1、v/v)を保存し、-20°Cで在庫を保存します。
- 脂質含有油溶液の調製
- POPC溶液の20μLとビオチン-PEG-DSPE溶液の4μLをガラス管に注ぎます(図1b(i)))。
- 空気の流れによって有機溶媒を蒸発させ、脂質フィルムを形成し、フィルムを1時間のデシケータに入れ、有機溶媒を完全に蒸発させる(図1b(ii)))。
注:ヒュームフード内の有機溶媒を蒸発させる必要があります。 - ガラスバイアルに200μLの鉱物油(0.84g/mL、材料の表)をガラスバイアルに加えます(図1b(iii)))。
- ガラスバイアルの開口部をフィルムで包み、超音波浴(120W)で少なくとも1時間(図1b(iii))で超音波処理します。POPCおよびビオチン-PEG-DSPEの最終的な濃度はそれぞれ1 mMおよび0.002 mMである。
- 細菌細胞の前培養
- 大腸菌を1x LB培地(酵母エキス1g、バクテリアトリプトン2g、脱イオン水200mLの塩化ナトリウム2g)に接種し、37°C(一晩)でインキュベートします。
- インキュベーション後、培養液の20μLを回収し、新鮮な1xLB培地の1.98mLに移し、細胞を2時間再培養した。
- プレカルチャ溶液の600nm(OD600)値(ステップ1.3.2で調製)で光学密度を確認してください。OD600 = 1.0-1.5 のプレカルチャ ソリューションを使用する必要があります。
- GVの外側および内側水溶液の調製
- グルコースを1x LB培地に溶解させ、GVの外水溶液を調出し、ストックグルコース溶液(500mM)の20mLを調出す。
- 1x LB培地でストックグルコース溶液を200mMに希釈する(表1)。
- 1x LB培地にスクロースを溶解し、GVの内部水溶液を調出し、ストックショ糖溶液(500mM)の20mLを調剤する。
- プレカルチャ溶液(OD600 = 1.0~1.5)、スクロース溶液(500mM)、および1x LB培地(表1)を混合します。培養液の最終的なOD600値は0.01~0.015で、最終的なスクロース濃度は200mMでなければなりません。
注:浸透圧を避けるように注意してください。内側と外側の水溶液との濃度のバランスをとる必要があります。
- 細菌細胞を含む水中油(W/O)液滴の調製
- 脂質を含む油液(POPCとビオチン-PEG-DSPEを含む鉱物油)を0.6mLの蓋付きプラスチックチューブ(図1b(iv))にGVの内部水溶液の2μLを50μLに加えます。
- チューブを手でタップしてプラスチックチューブ内の2つの成分を乳化します(図1b(v)))。
- 細菌細胞を含むGVの形成
- GVの外側水溶液の50μL(ステップ1.4.2で調製)を1.5mLの蓋付きプラスチックチューブ(図1b(vi)))に加え、脂質を含む油溶液(POPCとビオチン-PEG-DSPEを含むオイル溶液の150 μL)を外側の表面に穏やかに層状に加えます。溶液(図1b(vii)))このサンプルを室温(RT、25°C)で10~15分間インキュベートし、油と水溶液の界面が平らであることを確認してください。
- ピペットを使用して油と水溶液の界面にW/O液液(ステップ1.5.2で調製)の50 μLを追加します(図1b(viii)))。
- デスクトップ遠心分離機のRTで1,600 x gで10分間1.5mLの蓋付きプラスチックチューブ(ステップ1.6.2から)を遠心分離します(図1b(ix))。遠心分離後、ピペットを使用して1.5mL蓋付きプラスチックチューブから油(上層)を吸引し、細菌細胞を含むGVを集めます(図1b(x)))。
2. GV観察システムの調製(細菌細胞培養システム)
-
コンストラクティのための小胞(SV)の調製ng aサポートされる二層膜
- POPC溶液の20μLとビオチン-PEG-DSPE溶液の4μLをガラス管に注ぎます(ステップ1.1でGV調製に使用したのと同じ脂質組成物を使用)。
- 空気の流れで有機溶媒を蒸発させ、脂質膜を形成し、このサンプルを1時間のデシケータに入れ、有機溶媒を完全に蒸発させます。
- ガラスバイアルに1x LB培地(GVの外水溶液)に200mMのブドウ糖の200 μLを加えます。
- ガラスバイアルの開口部をフィルムで包み、超音波浴(120W)で少なくとも1時間超音波で超音波処理します。
- 押出方法21によりSVを100nmの細孔サイズのミニ押出機及びポリカーボネート膜を用いて調製する。
-
手作りの部屋の準備
- 両面シール(10 mm x 10 mm x 1 mm)に中空のパンチで 7 mm の穴を開けます。
- 両面シールをカバーガラス(30 mm x 40 mm、厚さ 0.25~0.35 mm)に貼り付けます。
-
チャンバの穴のカバーガラス上の支持された二層膜の調製
- チャンバーの穴(セクション2.2で調製)にSV溶液の30 μLを追加し、RTで30分間インキュベートします。
- ピペッティングにより200mMのブドウ糖(GVの外水溶液)を含む1x LB培地の20μLで2回静かに洗浄します。
-
上のGVの固定化チャンバーの穴のカバーガラスに支えられた二層膜
- GV(1mg/mL)の外側水溶液を入れた10μLのニュートラビジンを穴に入れ、RTで15分間インキュベートします。
- ピペッティングにより200mMのブドウ糖(GVの外水溶液)を含む1x LB培地の20μLで2回静かに洗浄します。
- GVを含むすべての溶液(ステップ1.6.3で調製)をチャンバーの穴に入れ、カバーガラス(18mm x 18 mm、厚さ0.13~0.17mm)でシールします(図2b)。
-
GV内部の細菌細胞増殖の顕微鏡観察
- 40x/0.6の数値開口(NA)対物レンズを搭載した反転顕微鏡で顕微鏡加熱ステージシステムを設定します(図2b)。
- 顕微鏡加熱ステージシステム(図2b)にチャンバーを置きます。37°Cで6時間の静電気状態でチャンバ内の細菌細胞を含むGVをインキュベートします。
- 科学的な相補的な金属酸化物半導体(sCMOS)カメラを使用して、GV内部の細菌細胞増殖の顕微鏡画像を30分ごとにキャプチャし、記録します。
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
液滴転写法を用いて単一細菌細胞を含むGVを生成する簡単な方法を提示する(図1)。図1aは、細菌を含むGVの沈殿物の概略図を示す。細菌を含むW/O液滴は、遠心分離によって油水(脂質単層)界面を越えてGVを形成する。スクロース(内部水溶液)とブドウ糖(外水溶液)の密度の違いは、W/O液滴の油水界面の交差を助けます。これらの溶液間の濃度のわずかな違いは、GVの変形および崩壊を引き起こす可能性があるため、内側および外側の水溶液中の浸透圧を監視する必要があります。液滴転写法により細菌細胞を含むGVを調製するためのフローチャートを図1bに示す。この手順に従うことにより、単一の細菌細胞を含むGVを容易に得ることができる。
GV内の細菌細胞増殖を観察するために、顕微鏡観察用の独自の培養システムを構築した(図2)。細菌を含むGVをカバーガラスにノイトラビジンで被覆した支持膜表面に固定化した(図2a)。この固定化技術により、GVの長期観測が可能になりました。
単一の細菌細胞を含む異なるサイズのGVの典型的な位相コントラスト顕微鏡画像を図3に示す。本実験では、10μmから30μmまでの大きさの細菌細胞を含むGVも得た。図3は、10.7 μm(図3a)と28μm(図3b)の異なるサイズのGV内部の単細胞レベルでの細菌増殖を示しています。GVの両方のサイズについて、大腸菌細胞は伸びおよび分裂プロセスを経て、1つまたは2つの大腸菌細胞が6時間にわたって非常に多くの細胞に成長した。したがって、大腸菌細胞はGVの中で安定して成長した。
所定の数の細菌細胞を含むGVの相対周波数を図4に示す。実験条件(OD 600=0.01~0.015)では、得られたGVの約10%で細菌細胞を単細胞レベルで封入した(空のGVは約80%)。単細胞レベルでカプセル化されたGVは、図4の発症から推定すると、細菌細胞を含むGVの約50%であった。
図1:細菌を含むGVの実験手順。(a) 液滴転写法により調製した細菌を含むGVのスキーム。細菌を含むW/Oマイクロドロップレットは、遠心力によって脂質単層界面を通過し、その後、脂質二重層膜を形成する。(b) 細菌を含むGVの合成の流れ。(i) 脂質を含有する有機溶媒(POPCおよびビオチン-PEG-DSPE、100:0.2モル比)。(ii)ガラスバイアルの底部に脂質膜。(iii)脂質を含有する油溶液。(iv)50μLの油溶液と2μLの内部水溶液(200mMスクロースおよび1x LB培地)の混合物が細菌細胞を含有する。(v)手タップによる乳化(50回以上)。(vi)外水溶液の50μL(1x LB培地中200mMグルコース)。(vii)外側の水溶液上に150 μLの油溶液を重ねる。(viii) W/O液液の層状化。(ix)チューブの遠心分離。(x)油の吸引後に細菌細胞を含有する沈殿GV。この図のより大きなバージョンを表示するには、ここをクリックしてください。
図 2: oGV内の細菌細胞培養のbservationシステム。(a) GVは、カバーガラス上のビオチン-ノイトラビジン結合を介して支持膜上に固定化される。GVは加熱システムによってインキュベートされる。(b) 手作りのチャンバーを含む観測システムの画像。この図のより大きなバージョンを表示するには、ここをクリックしてください。
図3:単一細菌細胞を含むGVの相対照顕微鏡画像(黒い矢印で示す)。異なるサイズのGVの中の細菌細胞増殖のスナップショット( a) 小胞サイズ = 10.7 μm.(b) 小胞サイズ = 28 μm.この図のより大きなバージョンを表示するには、ここをクリックしてください。
図4:GV当たりの封入細菌細胞数の統計分析GVの相対周波数はヒストグラムとしてプロットされた。インセット:単一細胞から10<細胞までの細菌細胞を含むGVの相対周波数の倍率。合計235GVを分析した。この図のより大きなバージョンを表示するには、ここをクリックしてください。
| 外側の水溶液 | 内部水溶液 | 最終的な | |
| LB媒体が付いている500 mMのブドウ糖 | 200 μL | – | 200 mM |
| LB媒体が付いている500 mMのスクロース | – | 200 μL | 200 mM |
| 1x LB媒体 | 300 μL | 295 μL | – |
| プレカルチャ ソリューション (OD600 = 1.0~1.5) | – | 5 μL | OD600 = 0.01-0.015 |
| 総ボリューム | 500 μL | 500 μL |
表1:GVの外側および内部水溶液の組成及び体積。
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
ここでは、GV内部の単細胞レベルで細菌細胞を培養する方法について述べている。この簡易方法は、液滴転写法を用いて単細胞レベルで細菌細胞を含むGVを形成することを含む。細菌細胞を含むGVを得るための他のアプローチと比較して、この方法には2つの利点があります:(i)開発が容易であり、(ii)GVを調作するためにサンプル溶液の少量(2μL)が必要である。細菌細胞を含むGVを用いた液滴転写方法20は、古典的な水和22およびマイクロ流体法17よりも単純である。例えば、古典的な水和方法22は、GVを調製するための簡単で簡単な方法であるが、GVへの材料の封入効率は非常に低く、サンプルの少なくとも数百マイクロリットルが必要である。最近開発されたセルロース紙アベド水和23およびゲル支援水和24法は、古典的な水和法22と比較して生体分子の封入効率が高い。そのカプセル化効率は液滴転写技術と同じくらい高く、これら2つの方法がGV内の細胞のカプセル化を可能にすることが期待される。さらに、マイクロ流体法17は、GV内部の単一細胞を正確にカプセル化し、材料の非常に高いカプセル化効率をGVに示すが、マイクロデバイスを製造するための複雑な処理と技術を必要とするチューブを流すサンプル容積(少なくとも数ミリリットル)。
このプロトコルでは、細菌細胞を含むGVを得るためには、油水界面の安定性が重要である(図1b(vii)))。多くのGVを得るためには、オイルウォーターインターフェースを平坦化することが不可欠です。そのため、油相の適正な調製が必要である。高出力超音波浴槽(120W)で少なくとも1時間のオイル相を超音波処理し、脂質分子を完全に溶解させた。超音波処理の直後に外側の水溶液に油相を重ねることが重要です(図1b(vii)))。
ここで説明する方法には、2 つの制限があります。まず、GVはしばしば壊れ、細菌細胞は外側の水溶液に漏出する。これは、GV形成中に、一部のW/O液滴がオイルウォーター界面を介して移動できず、破裂するためです。これは、液滴転写方法20を使用する場合には避けられません。また、観測中にGVが破損する場合があります。GV25を安定化させる人工細胞骨格を用いるなど、GVの安定性を向上させる必要があります。第二に、封入された細菌細胞の数を完全に制御することはできません。図4は、多数の細菌細胞がGVに封入されたことを示しており、したがって、液滴転写法を用いてGV中の細菌細胞の数を制御することは困難である。セル数を制御するために、マイクロ流体技術を使用することができます。
GVは、他の材料(ゲル液滴12、13またはW/O液滴5、11)よりも効果的に内部水溶液を制御することができる。例えば、GVの内部および外側溶液の水性条件は、膜細孔16またはトランスポーター27によって促進される自然な膜透過性26または透過性によって変化する。本方法では、油分子(この場合は鉱物油)が膜20に残った。膜に残る油が細菌増殖に対する栄養素や酸素の透過性に及ぼす影響は不明である。栄養素や酸素の自然な膜透過性は分かっていませんが、本研究では、増殖培地中の栄養素や酸素の量が細菌増殖に十分であったと考えています。栄養素や酸素の自然な膜透過性は、細菌細胞の成長のために非常に重要であり、将来の研究のための重要なトピックです。透過性を制御する技術は、ゲル液滴12、13またはW/O液滴5、11を用いて培養方法を用いて行うことができない。GVは、このように限られたスペースで細菌培養アプリケーションのための最初の選択肢になります。
当社の細菌培養法は、微生物学19における潜在的に新しい概念およびツールであり、その代謝産物を得たり分析したりするための未知の環境細菌を培養する。また、当社の細菌細胞含有GVは、人工細胞モデル(GV)と生細胞(細菌細胞)のハイブリッドシステムであり、バイオテクノロジー28およびボトムアップ合成生物学29の新しいツールを作り出す。
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
著者は何も開示していない。
Acknowledgments
この研究は、文部科学省の優秀若手研究者のためのリーディング・イニシアティブ(第16812285号)、若手科学者研究助成金(No.18K18157,16K21034)の支援を受けました。日本学術振興会(JSPS)からM.M.、文部科学省から株式会社への助成金(第17H06417号、17H06413)。
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Bactotryptone | BD Biosciences | 211705 | |
| Chloroform | Wako Pure Chemicals | 032-21921 | |
| Cover glass (18 × 18 mm) | Matsunami Glass Ind. | C018181 | thickness 0.13–0.17 mm |
| Cover glass (30 × 40 mm) | Matsunami Glass Ind. | custom-order | thickness 0.25–0.35 mm |
| Desktop centrifuge | Hi-Tech Co. | ATT101 | swing rotor type |
| Double-faced seal (10 × 10 × 1 mm) | Nitoms | T4613 | |
| Glass vial | AS ONE | 6-306-01 | Durham fermentation tube |
| Glucose | Wako Pure Chemicals | 049-31165 | |
| Inverted microscope | Olympus | IX-73 | |
| Methanol | Wako Pure Chemicals | 133-16771 | |
| Microscopic heating stage system | TOKAI HIT | TP-110R-100 | |
| Mineral oil | Nacalai Tesque | 23334-85 | |
| Mini-extruder | Avanti Polar Lipids | 610000 | |
| Neutravidin | Thermo Fisher Scientific | 31000 | |
| Objective lens | Olympus | LUCPLFLN 40×/0.6 NA | |
| Polycarbonate membranes | Avanti Polar Lipids | 610005 | pore size 100 nm |
| sCMOS camera | Andor | Zyla 4.2 plus | |
| Sodium chloride | Wako Pure Chemicals | 191-01665 | |
| Sucrose | Wako Pure Chemicals | 196-00015 | |
| Ultrasonic bath | AS ONE | ASU-3D | |
| Yeast extract | BD Biosciences | 212750 | |
| 0.6 mL lidded plastic tube | Watson | 130-806C | |
| 1.5 mL lidded plastic tube | Sumitomo Bakelite Co. | MS4265-M | |
| 1-palmitoyl-2-oleoyl-sn-glycero-3-phosphocoline | Avanti Polar Lipids | 850457P | POPC |
| 1,2-distearoyl-snglycero-3-phosphoethanolamine-N-[biotinyl(polyethyleneglycol)-2000] | Avanti Polar Lipids | 880129P | Biotin-PEG-DSPE |
References
- Ozbudak, E. M., Thattai, M., Kurtser, I., Grossman, A. D., van Oudenaarden, A. Regulation of noise in the expression of a single gene. Nature Genetics. 31, 69-73 (2002).
- Rosenfeld, N., Young, J. W., Alon, U., Swain, P. S., Elowitz, M. B. Gene regulation at the single-cell level. Science. 307, 1962-1965 (2005).
- Eldar, A., Elowitz, M. B. Functional roles for noise in genetic circuits. Nature. 467, 167-173 (2010).
- Hashimoto, M., et al. Noise-driven growth rate gain in clonal cellular populations. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 113 (12), 3251-3256 (2016).
- Boedicker, J. Q., Vincent, M. E., Ismagilov, R. F. Microfluidic confinement of single cells of bacteria in small volumes initiates high-density behavior of quorum sensing and growth and reveals its variability. Angewandte Chemie International Edition. 48, 5908-5911 (2009).
- Christopher, M., Waters, B. L. B. Quorum sensing: cell-to-cell communication in bacteria. Annual Review of Cell and Developmental Biology. 21, 319-346 (2005).
- Inoue, I., Wakamoto, Y., Moriguchi, H., Okano, K., Yasuda, K. On-chip culture system for observation of isolated individual cells. Lab on a Chip. 1, 50-55 (2001).
- Wang, P., et al. Robust growth of Escherichia coli. Current Biology. 20, 1099-1103 (2010).
- Reshes, G., Vanounou, S., Fishov, I., Feingold, M. Cell shape dynamics in Escherichia coli. Biophysical Journal. 94, 251-264 (2008).
- Balaban, N. Q., Merrin, J., Chait, R., Kowalik, L., Leibler, S. Bacterial Persistence as a Phenotypic Switch. Science. 305, 1622-1625 (2004).
- Brouzes, E., et al. Droplet microfluidic technology for single-cell high-throughput screening. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 106 (34), 14195-14200 (2009).
- Zengler, K., et al. Cultivating the uncultured. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 99 (24), 15681-15686 (2002).
- Eun, Y., Utada, A. S., Copeland, M. F., Takeuchi, S., Weibel, D. B. Encapsulating bacteria in agarose microparticles using microfluidics for high-throughput cell analysis and isolation. ACS Chemical Biology. 6, 260-266 (2011).
- Allen, T. M., Cullis, P. R. Liposomal drug delivery systems: From concept to clinical applications. Advanced Drug Delivery Reviews. 65, 36-48 (2013).
- Szostak, J. W., Bartel, D. P., Luisi, P. L. Synthesizing life. Nature. 409, 387-390 (2001).
- Noireaux, V., Libchaber, A. A vesicle bioreactor as a step toward an artificial cell assembly. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 101 (51), 17669-17674 (2004).
- Tan, Y. C., Hettiarachchi, K., Siu, M., Pan, Y. R., Lee, A. P. Controlled microfluidic encapsulation of cells, proteins, and microbeads in lipid vesicles. Journal of the American Chemical Society. 128 (17), 5656-5658 (2006).
- Chowdhuri, S., Cole, C. M., Devaraj, N. K. Encapsulation of Living Cells within Giant Phospholipid Liposomes Formed by the Inverse-Emulsion Technique. ChemBioChem. 17, 886-889 (2016).
- Morita, M., Katoh, K., Noda, N. Direct observation of bacterial growth in giant unilamellar vesicles: a novel tool for bacterial cultures. ChemistryOpen. 7, 845-849 (2018).
- Pautot, S., Frisken, B. J., Weitz, D. A. Production of Unilamellar Vesicles Using an Inverted Emulsion. Langmuir. 19 (7), 2870-2879 (2003).
- Hope, M. J., Bally, M. B., Webb, G., Cullis, P. R. Production of large unilamellar vesicles by a rapid extrusion procedure. Characterization of size distribution, trapped volume and ability to maintain a membrane potential. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Biomembranes. 812, 55-65 (1985).
- Tsumoto, K., Matsuo, H., Tomita, M., Yoshimura, T. Efficient formation of giant liposomes through the gentle hydration of phosphatidylcholine films doped with sugar. Colloids and Surfaces B: Biointerfaces. 68, 98-105 (2009).
- Li, A., Pazzi, J., Xu, M., Subramaniam, A. B. Cellulose abetted assembly and temporally decoupled loading of cargo into vesicles synthesized from functionally diverse lamellar phase forming amphiphiles. Biomacromolecules. 19, 849-859 (2018).
- Weinberger, A., et al. Gel-assisted formation of giant unilamellar vesicles. Biophysical Journal. 105, 154-164 (2013).
- Kurokawa, C., et al. DNA cytoskeleton for stabilizing artificial cells. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 114 (28), 7228-7233 (2017).
- Nourian, Z., Roelofsen, W., Danelon, C. Triggered gene expression in fed-vesicle microreactors with a multifunctional membrane. Angewandte Chemie International Edition. 51, 3114-3118 (2012).
- Dezi, M., Di Cicco, A., Bassereau, P., Levy, D. Detergent-mediated incorporation of transmembrane proteins in giant unilamellar vesicles with controlled physiological contents. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 110 (18), 7276-7281 (2013).
- Trantidou, T., Dekker, L., Polizzi, K., Ces, O., Elani, Y. Functionalizing cell-mimetic giant vesicles with encapsulated bacterial biosensors. Interface Focus. 8, 20180024 (2018).
- Elani, Y., et al. Constructing vesicle-based artificial cells with embedded living cells as organelle-like modules. Scientific Reports. 8, 4564 (2018).
