Summary
O método de congelamento-descongelamento é usado para produzir hidrogéis quitosan-poli (álcool de vinil) sem agentes de crosslinking. Para este método, é importante considerar as condições de congelamento (temperatura, número de ciclos) e razão de polímero, que podem afetar as propriedades e aplicações dos hidrogéis obtidos.
Abstract
Os hidrogéis chitosan-poly (álcool de vinil) podem ser produzidos pelo método de congelamento de descongelamento sem o uso de agentes tóxicos de crosslinking. As aplicações desses sistemas são limitadas por suas características (por exemplo, porosidade, flexibilidade, capacidade de inchaço, carregamento de drogas e capacidade de liberação de medicamentos), que dependem das condições de congelamento e do tipo e proporção de polímeros. Este protocolo descreve como preparar hidrogéis a partir de quitosana e poli (álcool de vinil) em 50/50 w/w % da composição do polímero e variando a temperatura de congelamento (-4 °C, -20 °C, -80 °C) e ciclos de congelamento-descongelamento (4, 5, 6 ciclos de congelamento). Foram obtidos espectraFT-IR, micrografia SEM e dados de porosimetria de hidrogéis. Além disso, a capacidade de inchaço e carregamento de drogas e liberação de diflunisal foram avaliados. Os resultados das micrografias sem e porosimetry mostram que o tamanho dos poros diminui, enquanto a porosidade aumenta em temperaturas mais baixas. A porcentagem de inchaço foi maior na temperatura de congelamento menor. A liberação do diflunisal dos hidrogéis foi estudada. Todas as redes mantêm a liberação de drogas por 30 h e observou-se que um mecanismo simples de difusão regula a liberação diflunisal de acordo com os modelos Korsmeyer-Peppas e Higuchi.
Introduction
Recentemente, os hidrogéis têm atraído grande interesse no campo biomédico, porque eles são redes tridimensionais com alto teor de água e são macios e flexíveis, para que eles possam imitar os tecidos naturais facilmente1. Além disso, eles não se dissolvem em meio aquoso a temperatura fisiológica e pH, mas apresentam um grande inchaço2. Hidrogéis podem atuar como andaimes de engenharia de tecidos, produtos de higiene, lentes de contato e curativos; porque eles podem prender e liberar compostos ativos e drogas, eles são usados como sistemas de entrega de drogas3. Dependendo de sua aplicação, hidrogéis podem ser feitos de polímeros naturais ou sintéticos, ou uma combinação de ambos, a fim de obter as melhores características4.
As propriedades dos hidrogéis são uma conseqüência de muitos fatores físicos e químicos. No nível físico, sua estrutura e morfologia dependem de sua porosidade, tamanho dos poros e distribuição de poros5. No nível químico e molecular, o tipo de polímero, o conteúdo do grupo hidrofílico na cadeia de polímeros, o tipo de ponto transversal e a densidade cruzada são os fatores que determinam a capacidade de inchaço e as propriedades mecânicas6,7.
De acordo com o tipo de agente crosslinking usado para formar a rede, os hidrogéis são classificados como hidrogéis químicos ou hidrogéis físicos. Hidrogéis químicos são unidos por interações covalentes entre suas cadeias, que são formadas através de irradiação UV e gama ou usando um agente crosslinking7,8. Hidrogéis químicos geralmente são fortes e resistentes, mas, geralmente, o agente crosslinking é tóxico para as células e sua remoção é difícil, por isso a sua aplicação é limitada. Por outro lado, hidrogéis físicos se formam pela conexão das cadeias de polímeros através de interações não covalentes, evitando o uso de agentes crosslinking4,9. As principais interações não covalentes na rede são interações hidrofóbicas, forças eletrostáticas, limites complementares e de hidrogênio7.
Poly (álcool de vinil) (PVA, Figura 1a)é um polímero sintético e solúvel em água com excelente desempenho mecânico e biocompatibilidade que pode de hidrogéis livres de agentes crosslink através do método de congelamento-descongelamento10,11. Este polímero tem a capacidade de formar zonas concentradas de ligações de hidrogênio entre grupos -OH de suas cadeias (zonas cristalinas) quando eles estão congelando12. Estas zonas cristalinas atuam como pontos de cruzamento na rede, e são promovidas por dois eventos: a aproximação das cadeias de polímeros quando a água cristalina se expande e as mudanças conformais pva de isotática para pva sindicotático durante o congelamento13. Por causa da liofilagem, os cristais de água são sublimados, deixando espaços vazios que são os poros no hidrogel14. Para obter hidrogéis com melhores propriedades, pva pode ser facilmente combinado com outros polímeros.
Nesse sentido, a quitosana constitui uma opção, pois é o único biopolímero de fontes naturais com cargas positivas. É obtido pela deacetilação da citona e é composto por combinações aleatórias de β-1,4 ligada saciedade D (unidade deacetilada) e N-acetil-D-glucosamina (unidade acetilada)15,16 (Figura 1b). Quitosana é biodegradável por enzimas humanas e é biocompatível. Além disso, por sua natureza cationic, pode interagir com a carga negativa da superfície celular, e esta propriedade tem sido associada com sua atividade antimicrobiana17. Este polímero é fácil de processar; no entanto, suas propriedades mecânicas não são suficientes e alguns materiais foram adicionados para formar complexos com melhores características.
Considerando características específicas da quitosa na quitarina e da PVA, a fabricação bem-sucedida de hidrogéis foi atingida pelo métododecongelamento-descongelamento2,18 para evitar o uso de agentes tóxicos de crosslinking. Em hidrogéis chitosan-PVA, as zonas cristalinas do PVA também são formadas, e as cadeias de quitosana são interpenetradas e formam ligações simples de hidrogênio com grupos -NH2 e grupos -OH no PVA. O hidrogel quitosan-PVA final é mecanicamente estável, com altas taxas de inchaço e baixa toxicidade, e com efeito antibacteriano18. No entanto, dependendo das condições de congelamento utilizadas na preparação (temperatura, tempo e número de ciclos), as características finais podem mudar. Alguns estudos relatam que aumentar o número de ciclos de congelamento diminui o grau de inchaço e aumenta a força de tração19,20. A fim de fortalecer a rede, outros agentes, como a radiação gama e UV e crosslinkers químicos têm sido utilizados adicionalmente após a preparação congelado21,22,23. Hidrogéis com maior proporção de quitosana têm uma rede mais porosa e alta capacidade de inchaço, mas menos força e estabilidade térmica. Neste contexto, é importante considerar as condições de preparação para obter hidrogéis adequados para a sua aplicação alvo.
O objetivo deste trabalho é apresentar em detalhes como as condições de congelamento (temperatura de congelamento e número de ciclos) afetam as características finais dos hidrogéis CS-PVA. Foram avaliadas características de espectros FT-IR, morfológicas e porosidades e capacidade de inchaço, bem como capacidade de carregamento e liberação de medicamentos. Nos estudos de liberação, diflunisal (Figura 1c)foi usado como droga modelo, devido ao seu tamanho adequado à estrutura hidrogel.
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Protocol
1. Preparação de hidrogéis chitosan-PVA
- Prepare 2% (w/w) chitosan e 10% (w/w) soluções PVA. Dissolva 0,2 g de quitosana em 10 mL de 0,1 M CH3COOH solução (previamente filtrada) à temperatura ambiente e manter agitação mecânica contínua durante a noite. Dissolva 1 g de PVA em 10 mL de água destilada e mexa a 80 °C por 1 h.
- Misture ambas as soluções 1:1 usando um agitador magnético até que sejam homogêneas à temperatura ambiente, e despeje as misturas em placas de Petri. Deixe as amostras para 2 h na pressão atmosférica para degas.
- Congele os hidrogéis em -4 °C, -20 °C ou -80 °C para 20 h e 4 ciclos (amostras CP4-4, CP4-20 e CP4-80, respectivamente). Congele outro hidrogel a -80 °C por 20 h usando 5 ou 6 ciclos de congelamento (amostras CP5-80 e CP6-80). Após o terceiro ciclo de congelamento, lave os hidrogéis com água desionizada. No final, congele os hidrogéis a -46 °C por 48 h e guarde para maior caracterização (metodologia adaptada a partir de2).
2. Caracterização FT-IR
- Coloque um pequeno pedaço (1 mm x 2 mm) de hidrogel no espectrômetro FT-IR no modo ATR. Pegue os espectros FT-IR de 4000 a 600 cm-1 (2 cm-1 de resolução e média de 32 exames).
3. Ensaios inchaço
- Corte discos (13 mm de diâmetro e 10 mm de altura) do hidrogel e pesem-nos. Incubar os discos em 50 mL de água desionizada com agitação a 25 °C. Repita três vezes.
- Cada 30 min remover a amostra do meio, mancha para eliminar o excesso de água, e pesar. Calcule o grau de inchaço usando a equação
1 e calcule o estado de equilíbrio do inchaço, às 24 h usando a equação 2.
)
Onde
está o peso do 
hidrogel seco e é o peso do hidrogel molhado.
1 e calcule o estado de equilíbrio do inchaço, às 24 h usando a equação 2.
)
está o peso do 
hidrogel seco e é o peso do hidrogel molhado.
4. Microscopia Eletrônica
- Cubra um pequeno pedaço de hidrogel com uma fina camada de ouro (30 s e 10 mA) em um coater sputter.
- Coloque a amostra em um microscópio eletrônico de varredura (SEM). Analise as amostras vácuo a 20 kV e tire as imagens com uma ampliação de 500x e 1500x.
5. Porosimetry 5. Porosimetry
- Coloque discos de 15 mm de diâmetro pesando cerca de 0,26 g no penetrômetro (um penetrômetro sólido, com um volume maior de 0,3660 mL e 5,7831 mL de volume de caule). Analise o tamanho da porosidade e dos poros por Porosimetry de intrusão de mercúrio (MIP).
- Conduzir o experimento no modo histerese (intrusão-extrusão). Medir o volume total de intrusão (mL/g), área total de poros (m2/g),diâmetro dos poros (μm), porosidade (%), permeabilidade (mDarcy) e tortuosidade. Repita duas vezes.
6. Carregamento e liberação da droga
- Antes de carregar, prepare 4 L de 15 mg/L solução diflunisal e mexa durante a noite. Confirme a concentração da solução pela espectroscopia UV-Vis (concentração inicial). Na verdade, inchar 400 mg de amostras liofilizadas de hidrogel em 6 mL de água destilada para 24 h.
- Para carregar, encha um frasco com 50 mL de solução diflunisal e mantenha a 25 °C com agitação constante. Submergir cada hidrogel inchado no frasco.
- Tome alíquotas de solução diflunisal restante (2 mL) em momentos diferentes, a fim de determinar a região do planalto da curva, por exemplo: 3, 6, 24, 27, 30 e 48 h. Após 24 h substituir a solução com um fresco.
- Medir a absorção em 252 nm de cada alibado, e determinar a concentração de diflunisal presente na solução, usando uma curva de calibração de diflunisal. Calcule a quantidade de diflunisal retida no hidrogel às 24 e 48 h, como a diferença de concentrações iniciais e finais, levando em conta o volume total (56 mL).
- Determine a eficiência de encapsulamento (EE) usando a equação 3.
- Congele os hidrogéis carregados a -80 °C e liofilize-os a -50 °C.
- Determine a eficiência de encapsulamento (EE) usando a equação 3.
- Para a liberação de drogas, submergir 300 mg de hidrogéis liofilizados diflunisal carregado em 50 mL de tampão de fosfato (pH 7,4) a 25 °C. Mantenha a agitação constante. Retire alíquotas de 2 mL em momentos diferentes e substituir por meio fresco para manter um volume constante.
- Determinou o diflunisal liberado espectrophotometricamente em 252 nm, de acordo com uma curva de calibração.
- Deduza o mecanismo predominante de liberação de drogas nos hidrogéis ajustando os dados de liberação de drogas correspondentes aos primeiros 60%, ao modelo Korsmeyer-Peppas (Equação 4), para obter as constantes cinéticas(k)e a difusão(n). Os valores n indicam o mecanismo de liberação de drogas24,25. Em seguida, os valores próximos a 0,5 estão relacionados à difusão fickiana, enquanto os valores de 0,5-1,0 para o transporte anômalo, onde estão envolvidos difusão e cadeias de relaxamento, e, finalmente, os valores de 1,0 estão relacionados ao transporte caso II.
- Para confirmar os resultados, use os modelos matemáticos de Higuchi, Primeira ordem e Ordem Zero (Equações 5 a 7) e selecione o melhor ajuste.
-
onde t representa o tempo de liberação, Mt a quantidade de droga entregue em um determinado momento, e Ma quantidade total de drogas entregues no final do processo.
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Representative Results
Preparação de hidrogéis
Hidrogéis Chitosan-PVA foram obtidos a -4 °C, -20 °C e -80 °C com 4 ciclos de congelamento e a -80 °C com 5 e 6 ciclos de congelamento pelo método de congelamento-descongelamento relatado anteriormente2. Todos os hidrogéis eram homogêneos, semitransparentes, flexíveis e resistentes à manipulação.
Caracterização FT-IR
Os espectros FT-IR são mostrados na Figura 2. Foram detectados sete sinais de características dos polímeros quitosane e PVA: a 3286 cm-1 o modo de vibração de alongamento do grupo de hidroxil PVA (-OH) e a 2918 cm-1 o modo de vibração de alongamento do grupo -CH26,27. Os sinais de grupos de amido, representativos da estrutura quitosana, foram encontrados em 1652 cm-1 para o modo de vibração de alongamento de C=O (amido I), a 1560 cm-1 para o modo de vibração de flection de N-H (amido II) e 1325 cm-1 para a vibração de amido III28,29,30. Outros sinais, a 1418 cm-1 para o modo de vibração de flection de C-H e em 1086 cm-1 para o modo de vibração de alongamento dos grupos C-O, ambos de PVA, foram detectados27,31,32.
Microscopia Eletrônica
Todos os hidrogéis CS-PVA apresentaram uma superfície altamente porosa(Figura 3,da esquerda para a direita) e mudanças distintivas foram observadas de acordo com as condições de preparação. Os hidrogéis preparados a -4 °C (CP4-4) apresentavam poros maiores do que os hidrogéis preparados a -80 °C (CP4-80). Além disso, este último parece ter uma rede mais porosa. Este efeito pode ser devido ao fato de que, em uma temperatura mais baixa, a formação do cristal de água era mais rápida e muitos cristais pequenos emergiram e foram sublimated durante o processo da congelação-secagem, deixando poros vazios14,33. Enquanto isso, o efeito do número de ciclos de congelamento parece promover poros mais definidos e circulares em hidrogéis CP6-80 (Figura 3, de cima para baixo).
Porosimetry
As amostras CP4-4, CP4-80 e CP6-80 apresentaram alterações mais pronunciadas; Para complementar as informações sobre morfologia, foram analisadas pelo MIP(Tabela 1). A comparação entre hidrogéis CP4-4 e CP4-80(Figura 3a)mostrou que, a uma temperatura mais baixa de congelamento, os hidrogéis desenvolveram uma rede mais porosa, que apresentou um grande volume total de intrusão e maior área total de poros. No entanto, os hidrogéis CP6-80 apresentaram menos permeabilidade do que o CP4-80(Figura 3b),provavelmente devido à sua alta tortuosidade, que também se refletiu em um menor volume total de intrusão. A figura 3 apresenta os diferentes tamanhos de poros desses hidrogéis. Dois tamanhos de poros foram distinguidos, um entre 0,3-5,0 μm e outro entre 5,0-30 μm. Nos hidrogéis CP4-80 e CP6-80, a rede porosa teve um número maior de poros pequenos do que os grandes, em comparação com o hidrogel CP4-4. Esses resultados foram semelhantes aos observados pelas micrografias SEM e sugeriram que, em menor temperatura, maiores interações entre as cadeias DE PVA foram favorecidas e mais zonas cristalinas foram formadas. Dessa forma, a formação de zonas cristalinas pelas cadeias PVA, foi estimulada a baixa temperatura.
Ensaios de inchaço
O comportamento de inchaço dos hidrogéis CS-PVA pode ser visto na Figura 4. Absorveram rapidamente grandes quantidades de água; para as primeiras 5 horas eles mantiveram 10x seu peso, e depois de 20 horas eles retêm até 15x seu peso (ponto de equilíbrio). No entanto, em relação aos hidrogéis preparados no mesmo número de ciclos de congelamento, o hidrogel CP4-80 apresentou menos capacidade de inchaço nas primeiras 5 horas como consequência da temperatura utilizada para a sua preparação (-80 °C). No caso de hidrogéis preparados em diferentes números de ciclos de congelamento (CP4-80, CP5-80 e CP6-80) não foram encontradas diferenças a qualquer momento. Provavelmente, a diminuição da capacidade de inchaço observada em hidrogéis preparados a -80 °C foi causada pelo pequeno tamanho dos poros da rede de hidrogel.
Carregamento e liberação de drogas
Para avaliar a capacidade dos hidrogéis CS-PVA como sistemas de entrega de medicamentos, o diflunisal anti-inflamatório foi carregado na rede e posteriormente liberado. A eficiência de encapsulamento (EE) em todos esses sistemas foi de cerca de 70%; no entanto, o hidrogel CP4-80 apresentou mais ligeiramente EE em 73%(Tabela 2). Enquanto isso, a cinética libertadora do diflunisal dos hidrogéis CS-PVA foi mantida por cerca de 30 h em todos os casos. O hidrogel CP4-80 liberou a maior quantidade de diflunisal (Figura 5). Isto pode ser devido ao fato deste hidrogel mostrou uma estrutura mais porosa em comparação com os outros dois tipos de hidrogel. Esta característica permitiu que a pequena molécula de droga entrasse facilmente na rede de hidrogel e, em seguida, fosse liberada. Entre cp4-80 e cp6-80 hidrogéis não foram observadas diferenças durante os tempos de lançamento (Figura 6). Nenhum efeito de explosão foi observado em nenhum dos hidrogéis CS-PVA, o que é promissor para aplicações farmacêuticas. Modelos matemáticos foram usados para determinar o principal mecanismo de liberação em hidrogéis CS-PVA. Os resultados foram ajustados a diferentes modelos matemáticos(Tabela 3)e de acordo com os valores n, verificou-se que a difusão fick domina o processo de liberação de drogas.
Figura 1: Estrutura química do PVA(a),chitosan (b)e diflunisal (c). Clique aqui para ver uma versão maior deste número.
Figura 2: Ft-IR espectros de quitosana pura e PVA e, chitosan-PVA hidrogéis preparados em diferentes condições de congelamento. Clique aqui para ver uma versão maior deste número.
Figura 3: Micrografias SEM de hidrogéis quitosan-PVA a ampliação de 1500x. Distribuições de tamanho de poros de hidrogéis quitosan-PVA: a)hidrogéis preparados com 4 ciclos de congelamento e a -4 °C e -80 °C. b) Hidrogéis preparados a -80 °C e, 4 e 6 ciclos. Clique aqui para ver uma versão maior deste número.
Figura 4: Inchaço cinética de hidrogéis chitosan-PVA: a)hidrogéis com 4 ciclos de congelamento e b) hidrogéis preparados a -80 °C. Clique aqui para ver uma versão maior deste número.
Figura 5: Perfis de liberação diflunisal em mg
(a)e Mt/ (b) para hidrogéis CP4-4 e CP4-80. Clique aqui para ver uma versão maior deste número.
Figura 6: Perfis de liberação diflunisal em mg (a)e Mt/ (b) para hidrogéis CP4-80 e CP6-80. Clique aqui para ver uma versão maior deste número.
| Hidrogel | Volume total de intrusão (mL/g) | Área total deporos (m 2/g) | Porosity (%) | Permeabilidade (mdarcy) | Tortuosidade |
| CP4-4 CP4-4 | 5.16 | 10.19 | 67.13 | 132.43 | 10.46 |
| CP4-80 CP4-80 | 7.36 | 15.14 | 85.95 | 151.16 | 5.83 |
| CP6-80 CP6-80 | 6.69 | 12.86 | 84.82 | 129.28 | 12.2 |
Tabela 1: Parâmetros de porosimetria da estrutura porosa dos hidrogéis chitosan-PVA.
| Amostra | Diflunisal carregado | Diflunisal liberado | |
| mg/g hidrogel | Eficiência de encapsulamento (%) | % liberado respeito ao carregado | |
| CP4-4 CP4-4 | 3,05± 0,09 | 71 | 79 ± 3,33 |
| CP4-80 CP4-80 | 3,22 ± 0,47 | 73 | 86 ± 0,4 |
| CP6-80 CP6-80 | 3,19 ± 0,05 | 68 | 80 ± 3,9 |
Tabela 2: Eficiências de encapsulamento e liberação para hidrogéis quitosan-PVA.
| Amostra | Korsmeyer-Peppas Korsmeyer-Peppas | Higuchi | Primeira ordem | Ordem Zero | |||||
| k KP x 10 2 kKP x 102 | N | R 2 R2 | k H x 10 2 KH x 102 | R 2 R2 | k1 x 102 | R 2 R2 | k0 x 102 | R 2 R2 | |
| (min-n) | (min-0,5) | (min-1) | (min-1) | ||||||
| CP4-4 CP4-4 | 4,3 ± 0,39 | 0,44 ± 0,02 | 0.99 | 3,1 ± 0,1 | 0.98 | 0,29 ± 0,03 | 0.803 | 0,18 ± 0,02 | 0.54 |
| CP4-80 CP4-80 | 3,6 ± 0,33 | 0,50 ± 0,02 | 0.99 | 3,7 ± 0,1 | 0.99 | 0,42 ± 0,03 | 0.894 | 0,27 ± 0,02 | 0.7 |
| CP6-80 CP6-80 | 2,3 ± 0,24 | 0,54 ± 0,02 | 0.99 | 2,9 ± 0,1 | 0.99 | 0,27 ± 0,02 | 0.925 | 0,17 ± 0,01 | 0.77 |
| k= constanto cinético; n= constante de difusão. | |||||||||
Tabela 3: Parâmetros cinéticos de liberação diflunisal de hidrogéis quitosan-PVA.
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Discussion
O método de congelamento-descongelamento é um processo adequado para preparar hidrogéis biocompatíveis focados em aplicações biomédicas, farmacêuticas ou cosméticas34,35,36. A vantagem mais importante deste método, em comparação com outros métodos bem conhecidos para preparar hidrogéis, é que o uso de agentes crosslinking é evitado, o que poderia causar uma resposta inflamatória ou efeitos adversos no corpo humano34. Este é um método versátil porque oferece a possibilidade de preparar hidrogéis do PVA ou suas misturas com diferentes polímeros11,37 de tal forma que novas características dos outros polímeros podem ser obtidas no novo material (por exemplo, grande capacidade para absorver propriedades de água, antimicrobianas ou antioxidantes2,18,35). No entanto, é importante considerar que a incorporação de outros polímeros poderia diminuir a força dos hidrogéis19,37.
Os principais parâmetros a serem considerados no método de congelamento-descongelamento são a temperatura de congelamento, o tempo e o número de ciclos de congelamento, e também, a relação de polímero (em caso de misturas de polímero)2,19,20. Uma ampla gama de inchaço, morfológica e mecânica propriedades podem ser obtidas com este método quando as condições de congelamento são controladas. Esses parâmetros afetam diretamente a configuração tridimensional da rede em hidrogéis chitosan-PVA porque as condições de congelamento promovem os arranjos nas cadeias PVA, que são unidas por interações físicas, chamadas zonas cristalinas12,38. Estas zonas cristalinas são regiões concentradas de ligações de hidrogênio que atuam como pontos de cruzamento nos hidrogéis, que mantêm e formam a rede tridimensional e é uma força de rrefoficação quando os hidrogéis estão no estado de inchaço2,39,40.
Neste estudo, avaliamos o efeito de uma nova gama de temperaturas de congelamento de descongelamento (-4 °C, -20 °C e -80 °C) combinada com um número diferente de ciclos de congelamento (4, 5 e 6), mas ao mesmo tempo de congelamento (20 h), para preparar 1:1 chitosan-pva hidrogels. A menor capacidade de inchaço foi observada na temperatura mais baixa (-80 °C). De fato, os hidrogéis a essa temperatura mais baixa obtiveram os poros menores e as redes mais porosas. Essas diferenças nos hidrogéis chitosan-PVA são úteis para diferentes aplicações, como sistemas de entrega de medicamentos ou andaimes. Em geral, os hidrogéis quitosan-PVA apresentam altas taxas de inchaço, devido a grupos hidrofílicos quitosanos (-NH2)41,42,e são macios, flexíveis, fáceis de manusear e resistir à manipulação por causa das características da PVA. Nesse sentido, o método de congelamento-descongelamento é fácil, barato e rápido para produzir hidrogéis quitosan-PVA com propriedades diferentes, evitando cruzamentos tóxicos.
Embora o congelamento-descongelamento é um método fácil e amigável, tem algumas desvantagens. Uma homogeneização completa do chitosan, neste caso, e das misturas do polímero é muito importante. Hidrogéis podem apresentar zonas mais frágeis e uma estrutura porosa irregular. Além disso, é necessário fazer uma dissolução correta do PVA na água aquecendo a 70-80 °C42,43 para 1 h agitação magnética. O resfriamento desta solução PVA deve ser lento com agitação constante para evitar a formação de uma camada sólida de PVA.
Uma limitação desse método, para ensaios de cultura celular, é a formação de hidrogéis esbranquiçados ou semitransparentes. Neste caso, a aplicação de glicerol ou DMSO (composto tóxico à temperatura ambiente) poderia ser usada para melhorar o aparecimento de hidrogel23,44. O passo de congelamento do método de congelamento-descongelamento para preparar hidrogéis CS-PVA é um passo crítico, pois os hidrogéis podem apresentar uma constrição na zona média, o que complica o trabalho e a caracterização. Para evitar isso, a amostra deve ser mantida completamente congelada antes da lyofiliação. No que diz respeito aos estudos de carregamento e liberação de medicamentos, é muito importante garantir que não haja interferência com os sinais dos componentes do hidrogel e da droga a ser quantificada.
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Disclosures
Os autores não têm nada a divulgar.
Acknowledgments
Os autores são gratos a C. Luzuriaga pelo apoio nas medições porosimetry. Autores também graças ao Ministerio de Economía y Competitividad da Espanha para apoio financeiro (Projeto MAT2014-59116-C2-2-R) e PIUNA (ref. 2018-15). Os autores também gostariam de reconhecer o Dr. Amir Maldonado do Departamento de Física-UNISON para apoio e comentários úteis e Dr. SE Burruel-Ibarra de DIPM-UNISON para imagens SEM e Rubio Pharma y Asociados S. A. de C. V. para apoio financeiro. Me Martínez-Barbosa gostaria de agradecer aos projetos da CONACyT (México) nº 104931 e Nº 256753, além do apoio financeiro da Red Temática de Nanociencias y Nanotecnología del programa de Redes Temáticas del CONACyT. E, também projeto USO316001081. MD Figueroa-Pizano gostaria de reconhecer CONACyT para apoio financeiro (bolsa 373321).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Materials: | |||
| Chitosan medium molecular weight | Sigma-Aldrich | 448877 | Mw determined by capillary viscometry (637,000 Da) and deacetylation degree of 70% |
| Diflunisal (2'-4'-difluoro-4-hydroxy-3-biphenyl-carboxylicacid) | Merck | ||
| Glacial acetic acid | Sigma-Aldrich | 1005706 | |
| Poly(vinyl alcohol) | Sigma-Aldrich | 341584 | Mw 89,000-98,000, 99+% hydrolyzed |
| Equipment: | |||
| Cressington Sputter Coater 108 auto | TED PELLA INC | ||
| Cryodos Lyophilizator | Telstar | ||
| Falcon tubes | Thermo Fisher Company | ||
| FT-IR spectroscopy | Nicolet iS50 | in ATR mode | |
| Lyophilizator | LABCONCO | ||
| Micromeritics Autopore IV 9500 | Micromeritics | ||
| Scanning electron microscope | Pemtron SS-300LV | ||
| UV-visible spectrophotometer | Agilent 8453 |
References
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