Summary
Nous décrivons une nouvelle approche technique pour étudier les réponses photosynthétiques dans les plantes supérieures impliquant des mesures simultanées de la chlorophylle une fluorescence et une réflectoflace de feuille utilisant un PAM et un radiomètre spectral pour la détection des signaux de la même zone de feuilles en Arabidopsis.
Abstract
Chlorophylle une analyse de fluorescence est largement utilisé pour mesurer les comportements photosynthétiques dans les plantes intactes, et a abouti à la mise au point de nombreux paramètres qui mesurent efficacement la photosynthèse. L'analyse de la réflectoflage des feuilles fournit plusieurs indices de végétation en écologie et en agriculture, y compris l'indice de réflectation photochimique (PRI), qui peut être utilisé comme indicateur de la dissipation de l'énergie thermique pendant la photosynthèse parce qu'il est en corrélation avec non-photochimique (NPQ). Toutefois, puisque le NPQ est un paramètre composite, sa validation est nécessaire pour comprendre la nature du paramètre PRI. Pour obtenir des preuves physiologiques pour l'évaluation du paramètre PRI, nous avons simultanément mesuré la fluorescence de chlorophylle et la réflectance de feuille dans le mutant défectueux de cycle de xanthophyll (npq1) et les usines sauvages-type d'Arabidopsis. En outre, le paramètre qZ, qui reflète probablement le cycle de xanthophyll, a été extrait des résultats de l'analyse de fluorescence de chlorophylle en surveillant la cinétique de relaxation du NPQ après l'arrêt de la lumière. Ces mesures simultanées ont été effectuées à l'aide d'un fluoromètre chlorophylle de modulation d'amplitude d'impulsion (PAM) et d'un radiomètre spectral. Les sondes de fibres des deux instruments ont été placées près l'une de l'autre pour détecter les signaux de la même position de feuille. Une source de lumière externe a été utilisée pour activer la photosynthèse, et les lumières de mesure et la lumière saturée ont été fournies à partir de l'instrument PAM. Ce système expérimental nous a permis de surveiller le PRI dépendant de la lumière dans la plante intacte et a révélé que les changements dépendants de la lumière dans PRI diffèrent considérablement entre le type sauvage et le mutant npq1. En outre, PRI a été fortement corrélé avec qZ, signifiant que qZ reflète le cycle de xanthophyll. Ensemble, ces mesures ont démontré que la mesure simultanée de la réflectation des feuilles et de la fluorescence de la chlorophylle est une approche valide pour l'évaluation des paramètres.
Introduction
La réflectofloire des feuilles est utilisée pour détecter à distance les indices de végétation qui reflètent la photosynthèse ou les traits des plantes1,2. L'indice de végétation de différence normalisé (NDVI), qui est basé sur les signaux de réflexion infrarouge, est l'un des indices de végétation les plus connus pour la détection des propriétés liées à la chlorophylle, et il est utilisé dans l'écologie et les sciences agricoles comme un indicateur des réponses environnementales dans les arbres ou les cultures3. Dans les études sur le terrain, bien que de nombreux paramètres (p. ex. indice de chlorophylle (IC), indice de l'eau (WI), etc.) aient été élaborés et utilisés, peu de vérifications détaillées de ce que ces paramètres détectent directement (ou indirectement) ont été effectuées à l'aide de mutants.
L'analyse de la modulation de la chlorophylle par impulsions (PAM) est une méthode efficace pour mesurer les réactions et les processus photosynthétiques impliqués dans le photosystème II (PSII)4. La fluorescence de la chlorophylle peut être détectée avec un appareil photo et utilisée pour le dépistage des mutants de photosynthèse5. Cependant, la détection par caméra de la fluorescence de la chlorophylle nécessite des protocoles complexes tels que le traitement sombre ou les impulsions de saturation de la lumière, qui sont difficiles à mettre en œuvre dans les études sur le terrain.
L'énergie solaire absorbée par les feuilles est principalement consommée par des réactions photosynthétiques. En revanche, l'absorption de l'énergie lumineuse excédentaire peut générer des espèces réactives d'oxygène, ce qui cause des dommages aux molécules photosynthétiques. L'excès d'énergie lumineuse doit être dissipé sous forme de chaleur par des mécanismes d'étanchéité non photochimique (NPQ)6. L'indice de réflectance photochimique (PRI), qui reflète les changements dépendants de la lumière dans les paramètres de réflectance des feuilles, est dérivé de la réflectance à bande étroite à 531 et 570 nm (longueur d'onde de référence)7,8. Il est rapporté pour corrélé avec NPQ dans l'analyse de fluorescence de chlorophylle9. Cependant, puisque nPQ est un paramètre composite qui inclut le cycle de xanthophyll, la tradition d'état, et la photoinhibition, la validation détaillée est exigée pour comprendre ce que le paramètre de PRI mesure. Nous nous sommes concentrés sur le cycle xanthophyll, un système de dissipation thermique impliquant la désépoxidation des pigments xanthophyll (altoxanthine à l'anthéraxanthine et à la zéaxanthine) et un composant principal du NPQ parce que les corrélations entre PRI et la conversion de ces pigments a été rapporté dans les études précédentes8.
De nombreux mutants liés à la photosynthèse ont été isolés et identifiés dans L'Arabidopsis. Le mutant npq1 n'accumule pas de zéaxanthine parce qu'il porte une mutation en alpoxidase altoxidase (VDE), qui catalyse la conversion de la violaxanthine en zéaxanthine10. Pour établir si PRI ne détecte que les changements dans les pigments xanthophyll, nous avons simultanément mesuré pri et fluorescence de chlorophylle dans la même zone de feuille dans npq1 et le type sauvage et puis disséqué NPQ à différentes échelles de temps de relaxation foncée pour extraire la composante xanthophyll-connexe11. Ces mesures simultanées fournissent une technique précieuse pour l'attribution d'indices de végétation. En outre, puisque pri est en corrélation avec la productivité primaire brute (GPP), la capacité d'attribuer PRI précisément à un composant a des applications importantes dans l'écologie12.
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Protocol
1. Cultivation de plantes Arabidopsis
- Tremper les graines d'Arabidopsis thaliana dans de l'eau déionisée stérilisée dans un microtube, et couver pendant 2 jours à 4 oC dans l'obscurité.
- Placer environ quatre des graines imbibées et traitées à froid sur la surface du sol à l'aide d'une micropipette. Incuber les pots plantés dans une chambre de croissance avec une lumière de 16 h (120 photons de mol m-2 s1) et 8 h de période sombre à 22 oC et 20 oC, respectivement.
- Cultivez une plante par pot en amincissant d'autres semis après la germination. Préparer au moins cinq pots. Incuber les plantes dans la chambre de croissance pendant 4 semaines supplémentaires. Trois plantes sont utilisées pour les expériences.
- Utilisez la feuille mature la plus jeune et entièrement ouverte pour les mesures de photosynthèse.
2. Configuration de l'étape de l'échantillon, des instruments photosynthétiques et de la source de lumière
REMARQUE : Pour ce protocole, un échantillon construit sur mesure a été utilisé pour fixer les feuilles et les sondes de détection (figure 1).
- Fixez une plaque d'acier de 10 cm2 avec un trou de 1 cm de diamètre sur l'étage de l'échantillon sur mesure. La taille du trou dans cette plaque peut être modifiée pour accueillir différents échantillons de feuilles ou d'espèces végétales. La scène dispose d'un clip pour fixer les sondes de détection et d'un ajusteur pour ajuster la distance entre les sondes et l'échantillon de feuilles.
- Préparer des sondes minces pour mesurer la fluorescence de la chlorophylle et la réflectoflace des feuilles. Ces sondes minces de fibre seront placées étroitement de sorte qu'elles mesurent des signaux de la même position de feuille.
REMARQUE : Un fluoromètre de chlorophylle de PAM et un radiomètre spectral ont été adaptés pour la détection de signal de la chlorophylle une fluorescence et une réflectorque de feuille, respectivement. Les deux instruments utilisent des sondes en fibres minces avec des diamètres de 1 mm et 2 mm, respectivement. - Adiez ces deux sondes bien ensemble et enveloppez-les avec du ruban adhésif en plastique.
- Clip les sondes scotchées sur l'étape de l'échantillon à l'aide d'un support de lentille coaxiale (voir Figure 1), et les positionner verticalement à la surface de la feuille.
REMARQUE : Le champ de vision du câble de fibre optique dans le radiomètre spectral est de 25 euros. Dans cette méthode, la distance entre les extrémités de la sonde de fibre et la surface des feuilles est inférieure à 1 cm. Par conséquent, la zone de la feuille de mesure est presque la même que celle de la fibre. - Fixez un guide de lumière biforked fait de fibres de verre à la source de lumière halogène et irradiez l'étape de l'échantillon des deux directions à des angles d'environ 45 degrés.
REMARQUE : Une lampe halogène, qui est proche de la distribution de longueur d'onde de la lumière naturelle du soleil, est employée comme lumière actinique pour induire la photosynthèse. La source de lumière halogène a été adaptée à l'aide d'un filtre à froid intégré, qui élimine les longues longueurs d'onde de l'infrarouge proche, afin d'éviter l'augmentation de la température de surface des feuilles (400 à 800 nm). - Ajustez la source de lumière de façon à ce que la lumière illumine uniformément la scène de l'échantillon sans projeter d'ombres.
3. Mise en place simultanée de mesures de la réflectoflant des feuilles et de la fluorescence de la chlorophylle
REMARQUE : Toutes les étapes sont effectuées dans la pièce sombre pour éviter la détection de la lumière autre que la lumière actinique. Une lumière vert faible (p. ex., lumière verte-cellophaned) doit être éteinte avant les mesures réelles.
- Mesurer la distance entre l'échantillon de feuilles et les sondes sur l'étape de l'échantillon.
- Placez une feuille d'essai sur le porte-feuilles de l'étape de l'échantillon dans l'obscurité. Appuyez sur la feuille contre une plaque d'acier sur la scène (carré noir dans la figure 1).
- Allumez le PAM et irradiez l'échantillon de feuilles à l'œil d'une lumière mesurante. Les valeurs des intensités de fluorescence de la chlorophylle sont confirmées à l'aide du logiciel de contrôle PAM (voir Tableau des matériaux).
- Déplacez l'ajusteur de sorte que l'intensité de fluorescence mesure environ 100. Mesurer la distance entre la sonde et la feuille. Fixez l'ajusteur et enregistrez la valeur de la distance sur l'ajusteur.
- Éteignez la lumière de mesure. Retirer la feuille d'essai.
-
Mesurer l'intensité de l'irradiation de la lumière actinique
REMARQUE : Pour observer les comportements photosynthétiques dépendants de la lumière, la lumière actinique d'intensité variable est utilisée pour irradier l'échantillon de feuilles.- Placez un compteur quantique léger à l'endroit où la feuille d'échantillon serait placée.
- Irradier la lumière de la source de lumière halogène et mesurer l'intensité.
- Déterminer quelles positions du cadran de la source de lumière générerait des intensités de 30, 60, 120, 240 et 480 photons de mol m2 s1.
REMARQUE : Les plantes d'Arabidopsis sont cultivées sous 120 photons de mol m2 s1; par conséquent, les intensités d'irradiation de la lumière actinique sont choisies pour fournir une gamme de petites et grandes intensités. - Marquez chaque intensité d'irradiation sur le cadran.
- Mesurer une norme de réflexion.
REMARQUE : Une norme de réflexion est requise pour calculer le rapport de réflectation des feuilles à chaque intensité d'irradiation.- Placez une plaque blanche comme norme de réflectoflante à la position de l'échantillon de feuilles.
- Allumez un radiomètre spectral. Le signal de réflecson est indiqué par le logiciel de contrôle du radiomètre spectral. À l'heure actuelle, il n'y a pas de données spectrales parce qu'il n'y a pas de lumière irradiante.
- Allumez la lampe halogène pour l'irradier avec 480 photons de mol m2 s1, la plus haute intensité d'irradiation dans ce test.
- Ajuster la force de détection du radiomètre pour éviter la saturation.
- Enregistrez la réflectance spectrale entre 450 et 850 nm à intervalles de 1 nm sous l'éclairage avec 30, 60, 120, 240 et 480 photons de mol m2 s1.
REMARQUE : Un signal électrique de base (courant sombre) est corrigé et soustrait à chaque mesure spectrale.
4. Mesures simultanées de la réflectation des feuilles et de la chlorophylle d'une fluorescence, et calcul des paramètres photosynthétiques
- Placez une plante à la position de l'échantillon de feuilles.
- Transférer la plante Arabidopsis de la chambre cultivée à la pièce sombre contrôlée avec la même température et l'humidité que celle de la chambre de croissance.
- Incuber la plante pendant 1 h dans l'obscurité à 22 oC pour dissiper les électrons du centre de réaction PSII et pour se détendre de l'étanchéité non photochimique.
- Placez l'usine entière adaptée à l'obscurité sur une prise de laboratoire sous l'étape de l'échantillon (figure 1).
- Fixez la feuille d'échantillon au support de feuille de sorte que la surface de feuille soit perpendiculaire aux sondes de détection.
- Mesure du rendement quantique maximal de PSII.
- Allumez le PAM et commencez à enregistrer la courbe. Cette valeur est appelée 0.
- Allumez la lumière de mesure et attendez environ 30 s pour que la courbe réponde. Cette valeur est appelée F0.
- Donnez une impulsion saturée de 4000 photons de mol m2 s1 pour 0,8 s du PAM.
- Obtenir la valeur la plus élevée de la pointe de la courbe avec une intensité de fluorescence accrue. Cette valeur est appelée FM.
- Calculer le rendement quantique maximum de PSII dans l'obscurité (FV/FM), en utilisant l'équation suivante.
FV/FM (FM - F0) / FM
- Mesure des comportements photosynthétiques à l'état stable.
- Allumez la lampe halogène comme source de lumière externe avec la lumière de mesure allumée après l'enregistrement de FM (voir 4.2.4). Tout d'abord, irradier l'échantillon de feuilles avec la lumière la plus faible (30 photons de mol m2 s1).
- Allumez le radiomètre spectral en même temps pour surveiller la réflectoflance des feuilles.
- Attendez 20 min ou plus pour que la réaction photosynthétique atteigne un état stable dans les conditions de lumière. L'intensité de fluorescence de l'état stable est appelée Fs.
- Fournir une impulsion saturante à des intervalles de 1 min pendant l'éclairage avec la lumière actinique. La valeur maximale de fluorescence obtenue sous la lumière pulsée est appelée FM.
- Enregistrez les données de FMà 20 min après avoir allumé la lumière actinique.
- Prenez les données de réflectation des feuilles en faisant une moyenne de 10 scans à un temps d'intégration optimisé, avec une soustraction de courant sombre.
- Calcul des paramètres photosynthétiques à l'état stable.
- Calculer les rendements quantiques dela photochimie PSII (PSII), qui peut être estimé en irradiant avec des impulsions saturées sous la lumière actinique, en utilisant l'équation suivante.
PSII (FM- F S) / FM - Estimer le flux d'électrons linéaires (LEF) du centre de réaction PSII comme suit 4.
LEF - L'intensité de l'irradiation de la lumière actinique -PSII 0,5 à 0,84 - Calculer le NPQ, qui peut être exprimé la dissipation thermique, en utilisant l'équation suivante.
NPQ (FM - FM)/ FM
REMARQUE : L'énergie lumineuse est principalement consommée par les réactions de photosynthèse. Cependant, lorsque les plantes absorbent plus d'énergie lumineuse que l'énergie consommée par la photosynthèse, les mécanismes de dissipation thermique sont induits pour éviter l'excès d'énergie. - À l'aide des données spectrales acquises avec le radiomètre dans les mêmes conditions de lumière, calculez le rapport de réflectation des feuilles comme suit.
Ratio de réflectance -Feuille R /Norme R - Calculez PRI à partir de 531 nm et 570 nm comme suit. Ces deux longueurs d'onde sont extraites du rapport de réflection.
PRI (R531et R570) / (R531'R570)
REMARQUE: R est une réflectrance.
- Calculer les rendements quantiques dela photochimie PSII (PSII), qui peut être estimé en irradiant avec des impulsions saturées sous la lumière actinique, en utilisant l'équation suivante.
- Mesure de la cinétique de relaxation de l'étanchéité non photochimique.
- Éteignez la lumière actinique après l'acquisition de F et de la réflectoflanisation des feuilles.
- Surveiller la fluorescence de la chlorophylle par PAM pendant 10 min après avoir éteint la lumière.
- Fournir une impulsion saturante à des intervalles de 1 min pendant la relaxation sombre. La valeur maximale de fluorescence induite par l'impulsion de saturation sous l'obscurité est appelée FM. Obtenir dix de FMdans un test.
- Enregistrer les données de FMà 2 min et 10 min après avoir éteint la lumière actinique.
- Tournez la lumière actinique sur le plateau à l'intensité d'irradiation suivante, 60 méns mol m2 s1.
- Répétez une adaptation de la lumière pendant 20 min et une relaxation sombre pendant 10 min avec une lumière de saturation pulsante à des intervalles de 1 min. Enregistrez toutes les données décrites ci-dessus. Répétez toutes les étapes et mesures à l'aide de l'irradiation à 120, 240 et 480 photons mol m2 s1.
- Calcul des paramètres de l'étanchéité non photochimique de la cinétique de relaxation.
REMARQUE : L'induction dépendante de la lumière du NPQ est détendue en émettant la source de lumière13. Il est possible de fractionner chaque fonction NPQ en ajustant les échelles de temps de relaxation.- Estimer la fraction qE (étanchéité dépendante de l'énergie) à l'aide de FMaprès une adaptation sombre de 2 min.
qE (FM2m-FM) / FM
REMARQUE : La fraction qE est rapidement inversée dans un délai de 1 à 2 minutes. Cette fraction comprend principalement la protonation de PsbS et une partie de la conversion de xanthophyll, qui dépendent du pH induit par la lumière à travers la membrane thylakoïde13. Les deux sont réversibles sur la ventilation du gradient. - Calculer la fraction qZ (étanchéité dépendante de la zéaxanthine) à l'aide de FMaprès une adaptation sombre de 10 min.
qZ (FM10m-FM) / FM
REMARQUE : Une cinétique de relaxation du NPQ à environ 10 min après que la lumière actinique outre de reflète un cycle de xanthophyll14. La plupart de la conversion de xanthophyll est inversée à des échelles de temps plus longues d'environ 10 min (qZ) parce que la conversion nécessite une réaction enzymatique VDE (violaxanthin de-epoxidase). La fraction est également détendue par la dégradation de l'apH à travers la membrane thylakoid. - Calculez le qI (état photoinhibitory) comme suit.
qI (FM- FM10m)/ FM
REMARQUE : On pense que la récupération la plus lente parmi les fractions de NPQ est photodamage de PSII (indiquant le chiffre d'affaires d'Indication De1). Cette fraction de l'état photoinhibitique (qI), qui ne récupère pas par 10 min15.
- Estimer la fraction qE (étanchéité dépendante de l'énergie) à l'aide de FMaprès une adaptation sombre de 2 min.
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Representative Results
La figure 1 présente un diagramme schématique de l'expérimental mis en place pour mesurer simultanément la fluorescence de la chlorophylle et la réflectoflanisation des feuilles. Les sondes de fibre du PAM et du radiomètre spectral ont été fixées perpendiculairement à la surface de feuille au support de feuille sur le stade fait sur commande d'échantillon, et une lampe halogène a été employée pour l'irradiation actinique de lumière des directions gauche selles et droites sans jeter n'importe n'importe Ombres. Les signaux de réflectoflade ET de feuilles ont été détectés à l'aide du logiciel des systèmes distincts. Ce système expérimental a été utilisé pour comparer les plantes de type sauvage Arabidopsis (Col) et npq1 (manque de zéaxanthine) (figure 2). L'IRP calculé à partir de la réflectoflage des feuilles a été tracé contre le flux d'électrons linéaires dépendant de la lumière de PSII estimé par le PAM (Figure 2A). PRI est signalé pour être affecté non seulement par le xanthophyll mais aussi par les caroténoïdes16. Le PRI a été corrigé en étant PRI à chaque intensité lumineuse moins PRI à la plus faible intensité lumineuse (PRI) pour observer seulement les changements DE PRI dépendants de la lumière11. Les résultats ont montré que l'IRP était négativement corrélé avec le LEF dans les plantes de type sauvage, mais pas dans npq1. Nous avons également disséqué qZ, qui représente le cycle xanthophyll, de la cinétique de relaxation sombre de NPQ et tracé comme 'PRI dans la figure 2B. Les résultats montrent que qZ est fortement corrélé avec 'PRI (r2 -0,87, p-valeur 'lt; 0.001), ce qui implique que PRI reflète le cycle de xanthophyll.
Figure 1 : Diagramme schématique du système expérimental pour la mesure simultanée de la chlorophylle, une fluorescence et une réflectoflance des feuilles. Les détails sont décrits dans la section Protocole. Un pot de plante a été placé par une prise de laboratoire (flèche à double tête solide). Une lampe halogène a été utilisée pour irradier diverses intensités lumineuses pour activer la photosynthèse (mince flèche solide). Des signaux de chlorophylle et de fluorescence ont été détectés à l'aide d'un système de modulation de l'amplitude pulsée (PAM); la ligne rouge indique la sonde de fibre du fluoromètre de chlorophylle de PAM. La réflectoflante de la feuille a été détectée par un radiomètre spectral sous l'éclairage lumineux; la ligne bleue indique la sonde de fibre du radiomètre spectral. La lumière de mesure (flèche pointillée) et la lumière à saturécourt (flèche solide épaisse) ont également été fournies par le fluoromètre de chlorophylle DE PAM. Les lumières saturées ont été pulsées avec des intervalles de 1 min pendant l'adaptation de la lumière pendant 20 min et la relaxation sombre pendant 10 min. S'il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.
Figure 2 : Changements dans les paramètres photosynthétiques dans les plantes de type sauvage Columbia (carrés noirs) et de npq1 mutantes (carrés rouges). Le PRI (PRI à chaque intensité d'irradiation moins PRI à l'intensité la plus basse de 30 photons m-2 s-1) a été tracé contre (A) le taux de flux linéaire d'électrons (LEF), et (B) qZ après relaxation foncée pendant 10 min. L'intensité irradiance de la lumière actinique était de 30, 60, 120, 240 et 480 photons m-2 s-1. Les points de données et les barres d'erreur représentent des moyens de SD pour n'3. La ligne B est une courbe de régression qui s'applique à tous les points de données. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.
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Discussion
Dans cette étude, nous avons obtenu des preuves supplémentaires pour montrer que PRI représente les pigments xanthophyll en mesurant simultanément la fluorescence de la chlorophylle et la réflectoflace des feuilles.
Une lumière halogène, dont les longueurs d'onde sont semblables à la lumière du soleil, a été adaptée pour être utilisée comme source de lumière actinique pour activer la photosynthèse. Nous avons d'abord utilisé une source de lumière LED blanche pour éviter les dommages thermiques de la surface des feuilles, mais cela a produit la cinétique lente relaxation sombre et qI exceptionnellement élevé (étanchéité photoinhibitory), peut-être par photodamaging PSII. Nous avons donc adapté la lampe halogène avec un filtre à froid intégré pour réduire la production de chaleur. Cette source lumineuse n'a causé aucune anomalie dans la récupération foncée ou qI.
La variable la plus importante de notre méthode est la relation de position entre la feuille, la source de lumière et les sondes de détection. Nous avons testé la mesure de la fluorescence de la chlorophylle et de la réflectoflant des feuilles sous différents angles diagonales avec une lumière irradiant directement au-dessus de la feuille. Cependant, l'intensité des signaux de détection différait selon l'angle. Pour éviter cette variabilité, les sondes ont été fixées verticalement au-dessus de l'échantillon de feuilles (figure 1). La source de lumière a été livrée à l'aide de fibres bifurquées qui ont irradié la surface des feuilles des deux côtés gauche et droit pour générer une lumière irradiante uniforme (Figure 1).
Les études sur la réflectoflage des feuilles ont été principalement utilisées en écologie pour déterminer divers indices de végétation végétale dans les milieux de terrain, tels que les différences entre les espèces végétales, les conditions nutritionnelles ou les changements saisonniers. Cependant, peu d'études ont testé et vérifié ces indices de végétation dans des plantes modèles telles que l'arabidopsis et le tabac, dont les mutants pourraient posséder une mine d'informations génétiques et de données d'analyses d'anomalies. La vérification et l'élaboration d'indices de végétation pour ces plantes pourraient permettre d'identifier de nouveaux paramètres photosynthétiques représentés dans des indices de végétation novateurs, ce qui contribuerait à la discipline de l'écologie.
Cette étude s'est concentrée sur la cinétique foncée de relaxation de NPQ pour vérifier le comportement de cycle de xanthophyll. De nouveaux paramètres liés à la photosynthèse sont actuellement en cours d'élaboration pour l'analyse de la fluorescence de la chlorophylle (p. ex., estimations de l'état redox du bassin de plastoquinone (qL) ou de l'activité du flux d'électrons cycliques autour de l'ISP17,18 ). La mesure simultanée de la fluorescence de la chlorophylle et de la réflectoflage des feuilles chez les mutants arabes connexes fera avancer la recherche sur les mécanismes moléculaires de la photosynthèse et aidera à utiliser ces connaissances dans les études sur le terrain. Une étude récente a rapporté que la fluorescence de chlorophylle dans les usines peut être à distance sentie à partir de la réflectation spectrale de feuille. Le paramètre appelle la fluorescence de chlorophylle induite par l'énergie solaire (SIF) est mesurée en utilisant une ligne Fraunhofer, lignes sombres absorbées par l'oxygène, sous la lumière solaire 12,19. Si les indices de végétation actuellement développés étaient réaffectés à l'aide de ces techniques, il serait possible d'évaluer à distance les réponses photosynthétiques chez les plantes sans utiliser de traitements spéciaux tels que des légumineuses saturées ou une adaptation foncée.
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Disclosures
L'auteur n'a rien à révéler.
Acknowledgments
Nous sommes reconnaissants au Dr Kouki Hikosaka (Université de Tohoku) pour avoir stimulé les discussions, l'aide avec un espace de travail et des instruments pour des expériences. Le travail a été soutenu en partie par KAKENHI [numéros de subvention 18K05592, 18J40098] et la Fondation Naito.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Halogen light source | OptoSigma | SHLA-150 | |
| Light quantum meter | LI-COR | LI-1000 | |
| PAM chlorophyll fluorometer | Walz | JUNIOR-PAM | |
| PAM controliing software | Walz | WinControl-3.27 | |
| Reflectance standard | Labsphere, Inc. | SRT-99-050 | |
| Spectral radiometer | ADS Inc. | Field Spec3 | |
| Spectral radiometer controlling software | ADS Inc. | RS3 |
References
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