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Cancer Research

Usando células-tronco pluripotentes induzidas pelo homem para a geração de células T específicas de antígeno tumoral

Published: October 24, 2019 doi: 10.3791/59997
Automatic Translation
*1,2, *1,2, 1,2, 1,2, 1, 3, 1,2
1Surgery Branch, National Cancer Institute, NIH, 2Center for Cell-Based Therapy, National Cancer Institute, NIH, 3Laboratory of Immunology, Institute for Frontier Life and Medical Sciences, Kyoto University
* These authors contributed equally

Summary

Este artigo descreve um método para gerar células-tronco pluripotentes induzidas por antígeno funcional do tumor derivadas de CD8αβ+ únicas células T positivas usando o sistema de cocultura OP9/DLL1.

Abstract

A geração e expansão das células T funcionais in vitro pode levar a uma ampla gama de aplicações clínicas. Um desses usos é para o tratamento de pacientes com câncer avançado. A transferência de células T adotivas (ACT) de células T altamente enriquecidas do tumor específicas tem sido mostrada para causar regressão durável de câncer metastático em alguns pacientes. No entanto, durante a expansão, essas células podem ficar esgotadas ou senescentes, limitando sua função efetiva e persistência in vivo. A tecnologia induzida de células-tronco pluripotentes (iPSC) pode superar esses obstáculos levando à geração in vitro de um grande número de células T específicas de antígeno tumoral menos diferenciada. O iPSC humano (hiPSC) tem a capacidade de diferenciar-se em qualquer tipo de célula somática, incluindo linfócitos, que retêm o rearranjo genômico original do receptor de células T (TCR) quando uma célula T é usada como célula de partida. Portanto, a reprogramação de células T específicas de antígeno tumor humano para hiPSC seguida de redifferentiação à linhagem de células T tem o potencial de produzir células T específicas de antígeno tumoral rejuvenescido. Descrito aqui é um método para gerar células T CD8αβ+ únicas positivas (SP) positivas (SP) do hiPSC usando o sistema de cocultura OP9/DLL1. Este método é uma ferramenta poderosa para a geração in vitro da linhagem da pilha de T e facilitará o desenvolvimento de pilhas de T derivadas in vitro para o uso na medicina regenerativa e nas terapias pilha-baseadas.

Introduction

Além de vantagens fisiológicas, as células T têm muitas aplicações terapêuticas potenciais. A geração e expansão das células T in vitro podem ser usadas para modelagem de doenças e validação terapêutica, bem como uma fonte de tratamento para estados de imunodeficiência hereditária e adquirida (ou seja, imunodeficiências virais e linfodepletion secundário para quimioterapia ou transplante) e para a erradicação do câncer. Esta última qualidade levou ao desenvolvimento de transferência de células T adotivas (ACT) para o tratamento de pacientes com câncer avançado1.

Act consiste em reintegrar o tumor de um paciente, extraindo linfócitos infiltrados tumorais (TILs), expandindo TILs ex vivo, em seguida, reinfundindo as células expandidas para o paciente2. Tem se mostrado uma modalidade de tratamento eficaz para alguns pacientes com câncer metastático.  Infelizmente, nem todos os pacientes respondem a esta terapia. Relatórios anteriores mostraram que o estado de diferenciação das células transferidas3,4,5,6,7,8,9, uso de grandes números de células T altamente enriquecidas com antígeno de câncer10,e persistência das células T após a transferência11,12 estão todos correlacionados com respostas mais duráveis13,14. Portanto, quando act não consegue provocar uma resposta anti-tumoral, pode em parte ser devido a um baixo rendimento de células T específicas de antígeno do câncer, expansão ineficiente ex vivo levando à exaustão e perda de clones reativos, ou falta de persistência após a transferência4 . Foi postulado que esses obstáculos podem ser superados pela geração de um grande número de células T menos diferenciadas de câncer específicas de antígeno in vitro15,16.

As células-tronco/progenitoras hematopoiéticas (HSPCs) são uma fonte convencional para a geração de células T in vitro, embora este método seja limitado pelo pequeno número de células capazes de ser recuperadas de um único doador1. Células-tronco embrionárias (ESCs) também foram mostrados para produzir células T, mas com baixo rendimento17, tornando-o ineficiente para aplicações clínicas. Além disso, uma vez que as células de linhagem T experimentam recombinação genética estocástica de seus receptores de células T (TCRs) em estágios iniciais de desenvolvimento, não é possível usar HSPCs ou ESCs para gerar uma população pura de células T específicas de antígeno sem mais genômica modificações como a transdução do gene TCR.

Uma abordagem para superar essas ressalvas é reprogramar TILs para células-tronco pluripotentes induzidas pelo homem (hiPSCs), que podem fornecer uma fonte ilimitada para a geração de células T in vitro. Tem sido demonstrado que os TILs específicos de antígeno do câncer podem ser reprogramados em hiPSCs e rediferenciados na linhagem de células T, que retém o mesmo rearranjo do gene do receptor de células T (TCR) que a célula T original18,19.  Este detalhe é importante para act porque tumores individuais do paciente têm perfis mutational originais, e muito poucos antígenos do cancro foram mostrados para ser compartilhados entre pacientes20. Portanto, o uso de TILs específicos de antígeno do câncer como fonte para a geração in vitro de células T derivadas de hiPSC pode fornecer uma nova estratégia para o tratamento personalizado de pacientes com câncer metastático.

Apresentado aqui em detalhes é um protocolo para diferenciar células de linhagem T derivadas de hiPSC em células T cd8αβ+ únicas positivas (SP) positivas usando o sistema de cocultura OP9/DLL1. Este método é uma ferramenta poderosa para a diferenciação in vitro de células T de hiPSCs, progenitores hematopoiéticos e células-tronco embrionárias, bem como suas aplicações adicionais em medicina regenerativa e terapias baseadas em células.

Protocol

1. Culturing IPSCs humanos (hiPSCs) em fibroblastos embrionários do rato (MEF)

Nota: Métodos alternativos para cultivar hiPSCs também podem ser usados, incluindo, mas não limitado a: semeadura em uma placa de 6 poços pré-revestida com gelatina, uma mistura de proteína gelatinosa, laminina recombinante 511, ou qualquer outra matriz extracelular usada na expansão hiPSC, e culto usando meios definidos especialmente formulados para a cultura de células-tronco pluripotentes humanas.

  1. Culturing MEF
    1. Cubra uma placa de Petri de cultura celular de 10 cm com 4 mL de 0,1% de gelatina e incubada por 30 min a 37 °C.
    2. Descongele um frasco de 4 x 106 MEF irradiado rapidamente em 10 mL de 37 °C mef media (DMEM + 10% FBS + 1x penicilina-estreptomicina + 1x L-suplemento de glutamamina). Centrífuga a 300 x g por 5 min a 4 °C. Assaa o supernatant e resuspende a pelota da pilha em 9 mL de meios de MEF.
    3. Retire o prato revestido de gelatina da incubadora. Aspirate gelatina e adicionar 7 mL de mídia MEF. Placa 3 mL de suspensão mef (do passo 1.1.2) para o prato revestido de gelatina. Rock o prato lado a lado e frente-a-trás para garantir até mesmo a distribuição de MEF sobre o prato. Incubar a 37 °C para 8-36 h.
  2. Passagem hiPSC no MEF
    NOTA:     Os dados foram gerados usando o MART-1 iPSC derivado do melanoma cultivado a longo prazo TIL, que reconhece especificamente o peptídeo MART-1 no contexto do HLA-A*02:01, como descrito anteriormente18.
    1. HiPSCs da passagem quando as colônias estão entre 0.8 - 1.2 milímetros no diâmetro. Antes da passagem, verifique as colônias hiPSC em um microscópio estéreo e remova quaisquer áreas de diferenciação da cultura usando a borda de plástico de uma ponta de 200 μL.
    2. Aspirate passou a mídia e adicionar 10 mL hiPSC media (mídia cultura ES humana [Tabela de Materiais] + 10 ng/mL fator de crescimento fibroblasto básico humano [hbFGF]) complementado com inibidor de 10 μM ROCK.
    3. Segure o prato de cultura celular em uma mão e rolar uma ferramenta de passagem de céluladescartável em todo o prato em uma direção. Aplique pressão suficiente para que toda a lâmina de rolo toque o prato de cultura e mantenha uma pressão uniforme durante a ação de rolamento.
    4. Gire o prato de cultura 90° e repita o passo 1.2.3. Veja a placa no microscópio para confirmar visualmente o corte adequado das colônias, que devem aparecer quadriculadas. Desapego cortar colônias por rubor mecânico suave usando uma pipeta de 200 μL.
      Nota: O destacamento de colônias cortadas por rubor mecânico deve ser feito imediatamente após o corte de colônias com o rolo, porque depois de 3 min as colônias cortadas começarão a recolocar-se no prato, e se tornará difícil separar colônias de tamanho homogêneo por rubor.
    5. Transfira 350 - 600 grupos de colônias cortadas para um novo prato de 10 cm de MEF (banhado 8 - 36 h antes da passaging hiPSC) com 10 mL de mídia hiPSC fresco complementado com inibidor de 10 μM ROCK. Incubar a 37 °C.
      NOTA: 600 aglomerados representa aproximadamente 1,0 x 106 MART-1 iPSC e renderá 0,5-1,0 x 106 células DP no dia 35. No entanto, os números esperados variam dependendo da potência da linha celular inicial e condições de cultura.
    6. No dia seguinte, aspirate mídia gasta e adicionar 10 mL de mídia hiPSC fresco. Mude a mídia hiPSC a cada 1 a 2 dias, dependendo da taxa de crescimento do hiPSC.

2. Preparação de células OP9/DLL1 para co-cultura com hiPSCs

  1. Células OP9/DLL1 cultura em mídia OP9 [α-mínimo meio essencial (α-MEM) + 20% de soro bovino fetal (FBS) + 1x penicilina-estreptomicina] em 37 °C. Quando as células OP9/DLL1 atingem a confluência, aspirate e stão lavando uma vez com 5 mL de magnésio 1x, cálcio e fenol sem vermelho soro de fosfato amortecida salina (PBS).
  2. Aspirate PBS e adicionar 2 mL de 0,05% Trypsin-EDTA.  Incubar por 5 min a 37 °C. Em seguida, adicione 4 mL de mídia OP9 e mecanicamente dissociar a camada celular por pipetting para fazer uma suspensão de célula única.
  3. Transfira a suspensão celular em um tubo cônico de 50 mL através de um filtro de célula strainer de 100 μm para evitar aglomerados celulares. Centrífuga a 300 x g por 5 min a 4 °C. Aspirar o supernatant e resuspender em 12 mL de mídia OP9.
  4. Adicione 8 mL de mídia OP9 para cada um dos seis novos 10 cm de cultura de células placas de Petri. Placa 2 mL de suspensão celular OP9/DLL1 do passo 2.3 para cada novo prato de 10 cm. Rock o prato lado a lado, em seguida, frente-a-trás para garantir até mesmo a distribuição de OP9/ DLL1 sobre o prato.
  5. Incubar a 37 °C. Repita a passagem a cada 2 - 3 dias quando as células atingem a confluência.
    Nota: É importante fazer bastante estoque congelado de pilhas OP9/DLL1 e descongelar um estoque novo cada 4-6 semanas.

3. Diferenciação in vitro de hiPSCs em CD8αβ+ Células T Positivas Únicas (SP)

  1. Prepare pratos OP9/DLL1 gelatinizados uma semana antes da co-cultura com hiPSCs. Para preparar a solução de gelatina de 0,1%, adicione 5 mL de temperatura ambiente (RT) solução de gelatina de estoque de tecido de grau para 500 mL de PBS.
    1. Casaco 3 novas placas de 10 cm de cultura celular Petri, adicionando 4 mL por prato de 0,1% de gelatina.  Incubar 30 min a 37 °C.
    2. Aspirate gelatina e adicionar 8 mL de mídia OP9 para cada prato. Passar um prato de confluente de OP9/DLL1 (como feito na seção 2 acima) para três pratos pré-revestidos de gelatina.
  2. Após 4 dias, adicione 10 mL de mídia OP9 para cada prato de 10 cm de OP9/DLL1 em gelatina, para um total de 20 mL de mídia por prato.
  3. Após 7 a 8 dias, comece a co-cultura hiPSC em pratos de confluente op9/DLL1 (dia de diferenciação 0).
    1. A Aspirate gastou mídia de prato de 10 cm de cofluentes em mef. Adicione 10 mL de mídia OP9. Corte e desapara as colônias hiPSC usando uma ferramenta de passaging de células descartáveis, como feito nos passos 1.2.3 e 1.2.4.
    2. Transfira 350 - 600 grupos de colônias cortadas em um prato OP9/DLL1 pré-gelatinizado de 10 cm (passo 3.1) com 10 mL de mídia OP9 fresca usando uma pipeta de 200 μL. Rock o prato de cultura lado a lado, em seguida, frente-a-trás para garantir até mesmo a distribuição de colônias.
      NOTA: Alternativamente, podem ser utilizados corpos embrionários hiPSC pré-formados (EBs) ou suspensão de pequeno aglomeração.  No entanto, o uso de uma ferramenta de passaging de células descartáveis ou sistema de formação de EB é preferível produzir grupos hiPSC de tamanho uniforme.
  4. No dia 1, aspirate passou a mídia e substituir por 20 mL de mídia OP9 fresco. hiPSC grupos co-cultivada s OP9/DLL1 para 1 dia aparecerá como pequenas colônias de monocamadas redondas (Figura 1).
  5. No dia 5, aspirar 10 mL de mídia gasta e adicionar 10 mL de mídia OP9 fresco. colônias hiPSC começará a se diferenciar em mesoderm primitivo, que é caracterizado por um centro escuro multicamadas.
  6. No dia 9, aspirar 10 mL de mídia gasta e adicionar 10 mL de mídia OP9 fresco. Neste ponto, as estruturas centrais multicamadas evoluirão para formas semelhantes a cúpulas, e uma área periférica semelhante à rede começará a se tornar evidente.
  7. No dia 13, colhem células progenitoras hematopoiéticas (HPCs) (Figura 1). estruturas derivadas de hiPSC no dia 13 são caracterizadas por um organóide central escuro cercado por uma rede de áreas semelhantes a cúpulas, representativas de zonas hematopoiéticas (HZs) anteriormente relatadas para encerrar progenitores hematopoiéticos derivados de células-tronco embrionárias humanas 21.
    NOTA:     A presença das estruturas semelhantes a cúpulaindica um processo bem-sucedido, mesmo na ausência de centros escuros. A incapacidade de produzir HPCs pode ser devido à má qualidade do OP9/DLL1, qualidade do lote FBS, confluência de aglomerados iPSC semeados em OP9/DLL1 (350-600 aglomerados é ideal), e / ou variações na potência das linhas iPSC para produzir precursores hematopoietic.
    1. Aspirate passou a mídia e lavar 1x com 5 mL de 1x fenol vermelho-livre Hanks' solução de sal equilibrado modificado com cálcio e magnésio (HBSS).
    2. Aspirate HBSS e adicionar 250 μL de 5000 Unidades/mL colagem IV em 10 mL de HBSS. Incubar a 37 °C por 45 min. Aspirate HBSS com collagenase IV e lavar uma vez com 5 mL de PBS.
    3. Aspirate PBS e adicionar 5 mL de 0,25% Trypsin-EDTA. Incubar a 37 °C por 20 min. Em seguida, adicione 4 mL de mídia OP9 e dissociar a camada celular por pipetting para fazer uma suspensão de célula única.
    4. Transfira a suspensão celular em um tubo cônico de 50 mL através de um filtro de célula strainer de 100 μm.  Centrífuga a 300 x g por 5 min a 4 °C. Aspirar o supernatant e resuspender em 10 mL de mídia OP9.
    5. Suspensão de células de placa em uma nova placa de Petri de cultura celular gelatinizada de 10 cm (ver etapas 3.1.1 e 3.1.2). Incubar a 37 °C por 45 min. Em seguida, coletar células não-aderentes por pipetting suave.
    6. Transfira a suspensão celular coletada em um tubo cônico de 50 mL através de um filtro de células de 100 μm.  Centrífuga a 300 x g por 5 min a 4 °C. Aspirar o supernatant e resuspender em 10 mL de meios de diferenciação [mídia OP9 com 5 ng/mL fator de células-tronco humanas (hSCF), 5 ng/mL humano Flt3 ligand (hFLT3L), e 5 ng/mL interleucina humana 7 (hIL-7)].
    7. Placa a suspensão celular em um novo 10 cm OP9/DLL1 prato de confluente.
  8. No dia 16, passar as celas.
    1. Mecanicamente destacar as células não-aderentes por tubulação suave e filtro através de um filtro de células de 100 μm. Centrífuga a 300 x g por 5 min a 4 °C. Assaa o supernatant e resuspende em 10 meios da diferenciação do mL.
    2. Placa a suspensão celular em um novo 10 cm OP9/DLL1 prato de confluente.
  9. Continue a passar células não aderentes a cada 5-7 dias depois, repetindo passo 3.8.
  10. No dia 35, enriquecer CD4+CD8+ duplo positivo (DP) população e estimular a produzir cd8αβ+ sp células T (Figura 2).
    1. Mecanicamente destacar células não-aderentes por pipetting suave e filtro através de um filtro de célula sitios de 100 μm para remover grupos celulares. Enriqueça a população de cd4+ células pelo isolamento de contas magnéticas CD4 de acordo com o protocolo do fabricante.
      NOTA: A justificativa para o uso de contas magnéticas CD4 é remover as células CD4-CD8- DN da cultura, como estas foram demonstradas para causar matança direta de células CD4+CD8+ DP após a estimulação22.
    2. Conte células enriquecidas cd4 vivas usando um hemocytometer Neubauer e tinudura azul Trypan.  Suspender na mídia OP9 na concentração total 0,5 x 106 células/mL. Aliquot 1 mL da suspensão celular (0,5 x 106 células) em cada poço de uma cultura de tecido plana inferior 24 placa bem de confluent OP9/DLL1.
    3. Adicione 100 UI interleucina humana 2 (hIL-2), 5 ng/mL hIL-7, 500 ng/mL anticorpo Anti-humano CD3, e 2 μg/mL anticorpo CD28 anti-humano, em seguida, cultura em 37 °C.
    4. No dia 4 - 7 após a estimulação, coletar células para análise molecular (Figura 3) ou co-cultura com células de apresentação de antígeno pulsado pelo peptídeo (APCs).

4. Medindo especificidade de antígeno de células CD8αβ+ SP T derivadas hiPSC

Nota: O tipo de APCs a serem usados para este experiement é dependente da limitação de MHC de pilhas de T hiPSC-derivadas. Aqui, a linha celular T2 é usada, que é um híbrido de linhas de células linfoboblastóides T e B. As células T2 expressam HLA-A*02:0123, que é reconhecido pelas células JKF6 das quais mart1-iPSC foi derivado18. Esta linha celular T2 pode ser expandida em RPMI 1640 + 20% FBS + 1x penicilina-estreptomicina e é passagen quando as células atingem uma densidade de 5 x 105 células/mL.

  1. Conte ao vivo HLA-A*02:01+ T-B híbrido linfoblastoide t2 células usando um hemocytometer Neubauer e tine azul Trypan. Incubar APCs em 24 placa de cultura de tecido bem com 1 μg/mL MART-1 peptídeo para 2 h a 37 °C.
    Nota: A concentração ideal do peptídeo é variável, dependendo da linha celular e da especificidade do antígeno.
  2. Colete APCs e lave 2x com 10 mL de PBS para remover qualquer peptídeo extra.
  3. Conte APCs e suspenda em 2 - 5 x 105 células/mL na mídia OP9 com 100 IU IL-2 e 5 ng/mL IL-7. Aliquot 100 μL de suspensão celular (2-5 x 104 células) em cada poço de uma placa de 96 poços de ligação u ultra-baixa ou diretamente em uma placa ELISpot pré-revestida.
  4. Classificar as células T CD8αβ+ SP derivadas de hiPSC (1 semana após estimulação anti-humana de anticorpos CD3/CD28) usando um classificador celular e suspenda em 1 x 106 células/mL na mídia OP9 com 100 IU IL-2 e 5 ng/mL IL-7. Aliquot 100 μL de suspensão celular (1 x 105 células) em cada poço de APCs e cultura para 16 - 20 h a 37 °C.
  5. Após 16 - 20 h, analise o perfil de secreção de citocina pelo ensaio elispot por protocolo do fabricante (Figura 4).

Representative Results

Após 13 dias hiPSCs co-culturing com OP9/DLL1, CD34+CD43+ células progenitoras hematopoiéticas apareceram (Figura 1). Após mais 22 dias de cultura sobre OP9/DLL1 não gelatinizado na presença de hSCF, hFLT3L e hIL-7, progenitores hematopoiéticos diferenciados em CD3+CD7+CD4+CD8+ células de linhagem T duplo-positivas (DP), maioria dos quais expressou TCR específico para o epitope MART-1 (tetramer) (Figura 2).

Já foi demonstrado anteriormente que as células T CD8+ SP podem ser induzidas a partir de células T CD4+CD8+ DP por sinalização TCR via peptídeo agonista ou estimulação tcr orientada por anticorpos24,25. Portanto, no dia 35 da cultura, as células T CD4+CD8+ DP derivadas de hiPSC foram estimuladas com anticorpos CD3 anti-humanos e CD28 anti-humanos na presença de hIL-7 e hIL-2.  Quatro dias após a estimulação, o número de células CD3+CD8αβ+ SP aumentou dramaticamente e permaneceu específico para o epítopo MART-1, confirmando a preservação de sua especificidade antígeno herdada (Figura 3).

Para determinar as propriedades funcionais das células T CD8αβ+ SP derivadas de hiPSC, foi analisada a ativação e secreção de interferon gama (IFN-γ). Após a estimulação com anticorpos CD3 anti-humanos e CD28 anti-humanos por 1 semana, as células T CD8αβ+ SP derivadas de hiPSC foram isoladas usando um classificador celular e co-cultivadas com linha celular T2 expressando HLA-A*02:01 com ou sem peptídeo MART1 cognado por 16 - 20 h. O ensaio elispot revelou que as células CD8αβ+ SP T derivadas de hiPSC secretam quantidades mais elevadas de IFN-γ em comparação com as células T CD8αα+ SP, quando cultivadas na presença do peptídeo MART-1. A expressão ifn-γ foi nula apenas para células T e APCs, demonstrando que as células T derivadas de T-iPSC humanas são específicas de antígeno e funcionais(Figura 4).

Figure 1
Figura 1:Geração de células progenitoras hematopoiéticas derivadas de hiPSC. A) Visão geral esquemática da diferenciação de hiPSCs para linhagem hematopoiética usando co-cultura OP9/DLL1. (B) Aparência de estruturas derivadas de hiPSC nos dias 1 (canto superior esquerdo), 3 (canto superior direito), 7 (canto inferior esquerdo) e 13 (canto inferior direito). Barras de escala = 100 μm. (C)Análise citométrica de fluxo de CD34 derivado hiPSC+CD43+ células progenitoras hematopoiéticas no dia 13. Os dados são representativos de seis experimentos independentes (n = 1 a 2). Clique aqui para ver uma versão maior deste número.

Figure 2
Figura 2: diferenciação hiPSC em Mart1+ CD4+CD8αβ+ DP Células T. (A)Visão geral esquemática da diferenciação da linhagem hematopoiética derivada do hiPSC para células T imaturas usando co-cultura OP9/DLL1. (B) Análise citométrica de fluxo de CD4 vs CD8α, CD3 vs CD8β e expressão tetramer MART-1 em células T derivadas de hiPSC no dia 35. Fechado em linfócitos, células individuais, PI negativo. Os dados são representativos de três experimentos independentes (n = 3 - 8). Clique aqui para ver uma versão maior deste número.

Figure 3
Figura 3: Indução de Fenótipo de células T CD8αβ+ SP. Análise citométrica do fluxo de CD4- células T derivadas de hiPSC 4 dias após a estimulação anti-CD3 humana e anti-CD28 humana. Fechado em linfócitos, células individuais, PI negativo (n = 4).   Clique aqui para ver uma versão maior deste número.

Figure 4
Figura 4:Especificidade do antígeno das células T CD8αβ+ SPderivadas da hiPSC. Secreção IFN-γ pelo ensaio elispot de cd8αβ+ SP derivado sp, CD8αα+ SP, e células T em massa após 20 h co-cultura com ou sem células T2 pulsadas (ou não) com peptídeo MART-1. Clique aqui para ver uma versão maior deste número.

Discussion

A co-cultura das células estromais de urina OP9 é um sistema bem estabelecido para a geração in vitro de linfócitos (ou seja, células NK, B e T) de HSPCs e células-tronco pluripotentes. A sinalização de entalhe é necessária para induzir o compromisso de linhagem T e pode ser realizada pela expressão ectópica de Notch ligand DLL1 ou DLL4, que têm eficácia comparável para a geração de células T1. Portanto, o sistema de cocultura OP9/DLL1 tornou-se um método amplamente utilizado para a produção de células T in vitro.  Além disso, este método é aplicável para uso com vários tipos e fontes de células humanas, incluindo sangue do cordão umbilical, HSPCs de medula óssea e ESCs.  No entanto, a geração de células T a partir dessas fontes é limitada por recuperação insuficiente de células de origem ou por diferenciação ineficiente para as células T1. Além disso, um produto de célulaS T com uma única recombinação TCR não pode ser gerado a partir dessas fontes de repertório aberto. Usando técnicas de medicina regenerativa, ou seja, induzida stemipotente stemipotente (iPSC) tecnologia, pode ser possível produzir um grande número de células T específicas de antígeno para uso em terapêutica baseada em células15.

hiPSCs são semelhantes aos ESCs pluripotentes em sua capacidade de auto-renovação, expansão ilimitada e potencial para diferenciar qualquer tipo de célula somática no corpo; no entanto, eles não têm as preocupações éticas em torno do uso de produtos de origem embrionária para aplicações clínicas. Além disso, hiPSCs podem ser produzidos a partir de qualquer célula somática, permitindo o desenvolvimento de produtos celulares para medicina personalizada. Em relatórios anteriores, hiPSCs foram produzidos a partir de células T humanas usando células mononucleares periféricas inteiras, células CD3+ ou linfócitos citotóxicos isolados (CTLs) como fonte18,19,22, 26.Quando os hiPSCs são gerados a partir de uma fonte de células T (T-iPSCs), o rearranjo original do gene TCR é herdado. Portanto, as células T derivadas do T-iPSC paciente podem fornecer um modelo para o tratamento personalizado do ACT, visando os antígenos distintos do câncer de um paciente.

A diferenciação das células-tronco pluripotentes humanas nas células de linhagem T é dividida em duas etapas: a geração de células progenitoras hematopoiéticas (HPCs)27 e sua diferenciação adicional nas células de linhagem T21. Ambas as etapas podem ser realizadas usando o sistema de co-cultura OP9/DLL1. É importante ressaltar que a qualidade das células-alimentadorope OP9/DLL1 é fundamental para o sucesso da diferenciação de células T. Como as células OP9/DLL1 não são uma linha celular homogênea imortalizada, a qualidade da FBS e as condições culturais são fundamentais para manter sua expansão sem perder a capacidade de suportar a diferenciação de hiPSC. Portanto, recomenda-se pré-avaliar o lote de FBS e passagem consistentemente quando o contato citoplasmiccélula célula-célula começa a ocorrer, a fim de evitar a diferenciação celular e senescência. Um ponto a levar em consideração é que o contato célula-célula pode parecer indistinguível do fundo, dependendo do contraste de fase e ampliação do microscópio. Em nossa experiência, a maioria dos pratos OP9/DLL1 parecerá ser 80% de confluentes quando estiverem prontos para passar.

Tem sido demonstrado que as células de linhagem T rediferenciadas geradas a partir de T-iPSCs por OP9/DLL1 co-cultura podem produzir células T CD8+ SP após estimulação18,19. No entanto, as células T CD8+ SP regeneradas adquirem o homodimer22,28,que é um coreceptor ineficaz para a sinalização de TCR29.  Além disso, essas células T CD8+ SP regeneradas têm mostrado uma citotoxicidade forte independente do TCR, tornando essas células desfavoráveis para uso clínico30. Este protocolo descreve um método recente envolvendo estimulação de células CD4+CD8+ DP purificadas purificadas purificadas para gerar células T CD8αβ+ SP com fenótipo mais convencional e citotoxicidade específica de antígeno melhorada22. Embora a perda de especificidade de antígeno devido ao rearranjo alélico TCRα secundário ocorra na fase de DP após a cultura prolongada de longo prazo, isso pode ser superado pela edição do genoma em T-iPSCs31.  Em nossa experiência, as células DP derivadas de hiPSC começam a aparecer no dia 30 - 35 de cultura, e essas células DP recém-geradas ainda não foram submetidas ao rearranjo tcrα secundário. Portanto, a maioria das células DP no dia 35 retêm especificidade de antígeno e podem ser usadas para gerar células T CD8αβ+ SP específicas por antígeno.

Antes da estimulação anti-CD3 humano e anti-CD28 no dia 35, as células CD4-CD8- DN devem ser removidas da cultura, pois estas foram demonstradas para causar morte direta de células CD4+CD8+ DP após estimulação22. Usando enriquecimento de contas magnéticas CD4 (passo 3.10) enriquecerá tanto para DP quanto para CD4+CD8- células médias únicas positivas (ISP)1,que nos mostraram não ter efeitos negativos22. Alternativamente, a classificação celular ativada por fluorescência por citometria de fluxo pode ser realizada para isolar as células DP. Entretanto, a separação magnética do grânulo é preferida porque evita o esforço mecânico induzido pela citometria do fluxo.

A geração de células T CD8αβ+ SP de células-tronco pluripotentes humanas sem seleção agonista mediada pela ativação foi posteriormente demonstrada pelo uso da cultura de células estromais de urina 3D32. No entanto, a seleção fisiológica positiva depende da interação do TCR com complexos auto-peptídeos-MHC, que são exclusivamente processados e apresentados por células epiteliais cortical thymic33. Além disso, a afinidade tcr para peptídeos de seleção tem sido mostrado para determinar as capacidades funcionais subseqüentes de células T CD8αβ+ SP34.  Atualmente, não há nenhuma evidência para sugerir que um sistema de co-cultura baseado em células estromals notch pode fornecer o peptídeo de seleção definida e complexo de MHC necessário para a seleção fisiológica positiva.

Tem sido relatado anteriormente em um modelo de urina que as células de linhagem T geradas a partir de hiPSCs derivados de células T específicos de antígeno tumoral usando OP9/DLL1 sozinho não conseguem experimentar maturação convencional. No entanto, células T imaturas derivadas do iPSC geradas pelo sistema OP9/DLL1 podem amadurecer em células T ingênuas por mais educação fisiológica de tímico em um sistema de cultura 3D 28,35. Portanto, o protocolo apresentado aqui para produzir células T imaturas derivadas do iPSC geradas pelo sistema OP9/DLL1 é vital para novas tentativas de gerar células T pós-ténmicas específicas de antígeno humano real capazes de persistência in vivo a longo prazo eficiência para tratar tumores vascularizados estabelecidos.

Disclosures

Os autores não têm divulgações.

Acknowledgments

Agradecemos alan B. Hoofring e Erina H. Ele para assistência gráfica. Esta pesquisa foi apoiada pelo Programa de Pesquisa Intramural do Instituto Nacional do Câncer (ZIA BC010763) e pela Intramural NCI Cancer Moonshot Initiative for Cell-based Cancer Immunotherapy.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
10 cm dish Corning, Inc.  353003
Anti-CD3, human BD Biosciences Cat# 561812, RRID:AB_1089628
Anti-CD34, human BD Biosciences Cat# 348791, RRID:AB_400381
Anti-CD4, human Biolegend Cat# 344612, RRID:AB_2028479
Anti-CD43, human BD Biosciences Cat# 560198, RRID:AB_1645460
Anti-CD7, human BD Biosciences Cat# 555361, RRID:AB_395764
Anti-CD8a, human BD Biosciences Cat# 555369, RRID:AB_398595
Anti-CD8b, human BD Biosciences Cat# 641057, RRID:AB_1645747
Anti-TCRb, human BD Biosciences Cat# 555548, RRID:AB_395932
CD28 human monoclonal antibody (15E8), pure functional grade Miltenyl Biotec 130-093-375
CD3 human monoclonal antibody (OKT3), pure functional grade Miltenyl Biotec 130-093-387
CD4 Microbeads, human Miltenyl Biotec 130-045-101
Cell strainer 100 um Fisher Scientific 22-363-549
Fetal Bovine Serum (FBS) Gemini 100-500
Flt-3 ligand R&D Systems 427-FL
Gelatin Solution 2%  SIGMA-Aldritch G1393-100ML
GlutaMAX (100X) Thermo Fisher Scientific 35050-061 L-Glutamine supplement
HBSS Mg+Ca+ Phenol-Red Free Gibco 14025-092
Interleukin-2 R&D Systems 202-IL
Interleukin-7 R&D Systems 407-ML
iTAG MHC Tetramer HLA-A*0201 Mart1 Tetramer -ELAGIGILTV MBL Cat#TB-0009-2
Mart1-hiPSC Vizcardo et al., Cell Stem Cell 2013 RIKEN-IMS
Melan-A, MART 1 (26-35) InnoPep 3146-0100
MEM Non-Essential Amino Acids Solution Gibco 11140050
αMEM powder Gibco 61100061
Mouse Embryonic Fibroblasts (MEF) Thermo Fisher Scientific C57BL/6 MEF MITC-TREATED 4M EACH; A34962
OP9/N-DLL1 Riken Bioresource center Cat# RCB2927; RRID:CVCL_B220 OP9/DLL1
Penicillin/streptomycin Thermo Fisher Scientific 15140-122
Phosphate buffered saline pH 7.4 (1x) Thermo Fisher Scientific 10010-023
Primate ES Cell Medium Reprocell RCHEMD001 Human ESC Culture Media
Rhok inhibitor (Y-27632 dihydrochloride) Tocris 1254
RPMI 1640 Gibco 11875093
Stem Cell Factor (SCF) R&D Systems 455-MC
StemPro EZPassage 23181-010
T2-tumor ATCC T2 (174 x CEM.T2) (ATCC® CRL-1992™) 
Trypsin-EDTA (0.05%), phenol red  Thermo Fisher Scientific 25300-062
Trypsin-EDTA (0.25%), phenol red  Thermo Fisher Scientific 25200-072
U Bottom 96 well plate Corning, Inc.  3799

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References

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Pesquisa do câncer Edição 152 célula-tronco pluripotente célula-tronco pluripotente induzida imunologia transferência de células adotivas diferenciação de células T especificidade de antígeno tumoral
Usando células-tronco pluripotentes induzidas pelo homem para a geração de células T específicas de antígeno tumoral
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