Summary
Chip-baserade super-resolution optisk mikroskopi är en ny metod för fluorescens mikroskopi och erbjuder fördelar i kostnadseffektivitet och genomströmning. Här, protokollen för chip beredning och Imaging visas för TIRF mikroskopi och lokalisering-baserad super-resolution mikroskopi.
Abstract
Total intern reflektions fluorescens (TIRF) används ofta i enkel molekyl lokalisering baserad super-resolution mikroskopi eftersom det ger förbättrad kontrast på grund av optisk snittning. Den konventionella metoden är att använda hög numerisk bländare Mikroskop TIRF mål för både excitation och insamling, allvarligt begränsa synfält och genomströmning. Vi presenterar en ny metod för att generera TIRF excitation för avbildning med optiska vågledare, kallad chip-baserad nanoskopi. Syftet med detta protokoll är att demonstrera hur chip-baserad avbildning utförs i en redan byggd installation. Den största fördelen med chip-baserad nanoskopi är att excitation och insamlings vägar är frikopplade. Imaging kan sedan göras med en låg förstoringslins, vilket resulterar i stora synfält TIRF bilder, till priset av en liten minskning i upplösning. Lever sinusoidala endotelceller (LSECs) var avbildas med hjälp av direkt stokastisk optisk rekonstruktion mikroskopi (dStorm), visar en upplösning jämförbar med traditionella super-resolution Mikroskop. Dessutom visar vi de höga kapacitet genom att avbilda en 500 μm x 500 μm region med en låg förstoringslins, vilket ger en upplösning på 76 nm. Genom sin kompakta karaktär kan chip-baserad avbildning eftermonteras i de flesta vanliga Mikroskop och kan kombineras med andra optiska on-chip tekniker, såsom on-chip avkänning, spektroskopi, optisk fångst, etc. Tekniken är därför idealisk för hög genomströmning 2D super-upplösning Imaging, men erbjuder också stora möjligheter för multimodala analyser.
Introduction
Sedan den första demonstrationen av enkel molekyl lokalisering mikroskopi, många varianter har utvecklats för att lösa olika utmaningar1,2,3. En utmaning som har förblivit är dock stort synfält dSTORM Imaging. Många dStorm uppställningar använder samma objektiv för att både excitera provet och att avbilda den. För att öka synfältet behövs en låg förstoringslins. Objektiv med låg förstoring och låg numerisk bländare (NA) har vanligtvis ett stort skärpedjup, vilket ger en ökad out-of-Plane-signal som minskar lokaliserings precisionen. TIRF mål används ofta för att öka bildens kontrast genom att minska out-of-Plane fluorescens. Till och med tirf, magnetiseringen begränsas till en optisk tjocklek av ungefärligt 150 Nm från ytbehandla med hjälp av ett försvinnande sätter in4. TIRF objektiv kräver en stor NA resulterar i en liten synfält (FOV) (t. ex. 50 x 50 μm2), vilket begränsar dataflödet avsevärt. Det finns dock alternativa sätt att generera ett försvinnande fält.
En optisk vågledare är en struktur som kommer att begränsa och vägleda ljus om den är kopplad till strukturen. Oftast används vågledare i fiberbaserad telekommunikation. Stora ansträngningar har gjorts för att utveckla 2D integrerade vågledare som en huvudkomponent i fotoniska integrerade kretsar. Tekniken har avancerat till en punkt där fabricera låg förlust nano-strukturerade optiska vågledningar kan rutinmässigt göras5. Idag kan flera gjuterier runt om i världen användas för att utveckla fotoniska integrerade kretsar. Waveguides vägleda ljus genom total inre reflektans också uppvisar en försvinnande fält på ytan. Genom noggrann utformning av vågledar strukturen kan en hög intensitet uppnås i det försvinnande fältet. Ett prov placerat direkt ovanpå vågledar ytan kan därmed också belysas av det försvinnande fältet för bild applikationer. Det försvinnande sätter in ska genereras längs den hela längden och bredden av waveguideen, och thus kan det göras godtyckligt stort6.
Vi presenterar en ny strategi för TIRF dstorm som erbjuder ett godtyckligt stort synfält. Istället för att använda en tirf lins för både excitation och insamling, excitera vi med hjälp av den försvinnande fältet från optiska vågledare. Detta frikopplar excitation och insamling ljus vägen, vilket möjliggör total frihet längs insamling ljus bana utan att äventyra den optiska snittning för en given våglängd som den vågledare chip belysning. Låg förstoring linser kan således användas för att bilden mycket stora regioner i TIRF läge, även om en mindre NA kommer att minska den laterala upplösningen. Dessutom är Multicolor Imaging också kraftigt förenklad med hjälp av vågledare7, eftersom flera våglängder kan styras och detekteras utan att justera systemet. Detta är fördelaktigt för dStorm, eftersom låga våglängder kan användas för att förbättra fluorophore blinkande och för Multicolor Imaging. Det är värt att notera att penetrationsdjupet av den försvinnande fältet kommer att ändras som en funktion av våglängd, även om det inte påverkar hur Imaging förfarandet utförs. Chippet är kompatibelt med Live cell Imaging8 och är idealiskt för tillämpningar som integrering av mikrofluidik. Varje chip kan innehålla tiotals vågledare, som kan tillåta användaren att bilden under olika förhållanden eller tillämpa optisk svällning9 och Raman spektroskopi10.
Det chip-baserade systemet fungerar lika bra för både diffraktions-begränsad och super-upplösning Imaging. Ett liknande tillvägagångssätt infördes i 2005 med hjälp av ett prisma för att generera försvinnande fält excitation4. Den fotoniska chip också Exciter genom den försvinnande fältet, men med moderna vågledare Fabrication tekniker, kan man generera exotiska ljusmönster med vågbrytare. Den nuvarande chip-baserade nanoskopi genomförandet är begränsad till 2D-avbildning endast, som excitation fältet är låst inuti vågledar ytan. Framtida utveckling kommer att syfta till 3D-applikationer. Dessutom, andra super-resolution tekniker såsom strukturerade belysningsmikroskopi utvecklas med hjälp av samma chip-baserade Mikroskop11.
Protocol
1. beredning av Polydimetylsiloxan (PDMS) skikt
- Förbered en 10:1 blandning av Sylgard 184 monomer och härdningsmedel.
- Placera blandningen i en vakuumkammare tills luftbubblor är borta.
- Häll 1,7 g PDMS blandning i mitten av en 3,5 tum (diameter) petriskål.
- Placera petriskål på vakuum Chuck av en spinn coater.
- Spin Coat petriskål för 20 s vid 900 rpm, med en acceleration på 75 rpm/s.
- Bota skålen på en kokplatta vid 50 ° c i minst 2 h.
2. provberedning
-
Rengöring av vågledare
- Bered 100 mL av en 1% utspädning av rengöringsmedels koncentrat (tabell över material) i AVJONISERAT (di) vatten.
- Placera chippet i ett glas petriskål med en wafer-pincett och täck helt med rengöringslösningen.
- Placera petriskål på en värmeplatta vid 70 ° c i 10 min.
- Medan fortfarande på värmeplattan, gnugga ytan med en renrum vävnad svabb.
- Ta bort chipet från petriskål. Skölj med minst 100 mL DI vatten.
- Skölj med minst 100 mL isopropanol, och var noga med att lösningsmedlet inte torkar på ytan för att förhindra avdunstnings fläckar.
- Skölj med minst 100 mL DI vatten. Blås spånan torrt med en kvävgaspistol.
-
Beredning av kammare
- Bered ett skikt av 150 μm Polydimetylsiloxan (PDMS) i en petriskål (avsnitt 1).
- Använd en skalpell för att skära en 1,5 cm x 1,5 cm ram från PDMS skiktet.
- Lyftramen från petriskål med en pincett. Deponera den platt på en ren och polerad chip. Provet är nu klart för cell sådd.
-
Fluorescerande märkning
- Förbered följande kemikalier: fosfat-buffrad saltlösning, Dye lösning (s), dStorm Imaging buffert.
- Efter cell sådd, ta bort chip från mediet.
- Använd en pipett för att avlägsna överflödig vätska från utsidan av PDMS-kammaren.
- Ta bort den aktuella vätskan inifrån PDMS-kammaren med en pipett samtidigt som du lägger till cirka 60 μL ren PBS samtidigt.
Anmärkning: det belopp som läggs till i kammaren måste ändras enligt kammarens storlek. Var noga med att inte ta bort alla medier från cellytan. - Byt ut PBS med 60 μL ren PBS och låt den Inkubera i 1 min.
- Upprepa föregående steg, låta det Inkubera i 5 min denna gång.
- Ta bort PBS och ersätt den med 60 μL av färglösningen. Låt provet Inkubera i cirka 15 minuter och skydda det från ljus.
Obs: detta steg kan behöva förändras avsevärt, beroende på det fluorescerande färgämne som används. Vi använder CellMask Deep Red för att märka cellmembranet för detta experiment - Tvätta provet med PBS som i steg 2.3.3-2.3.5.
- Ta bort PBS och ersätt den med 40 μL av bildningsbufferten på samma gång.
Obs: det finns flera olika bildbuffertar för olika fluorescerande färgämnen. - Lägg en täckslip ovanpå och förhindra att luftbubblor bildas under. Tryck försiktigt in täcksteget mot bild kammaren för att avlägsna överflödigt material.
- Använd en pipett för att avlägsna överflödigt material utanför täckglassen. Rengör området utanför täckslip med en vatten fuktig pinne för att undvika kristaller som bildas av torkade Immersion Media rester.
3. förfarande vid avbildning
- Komponentinställningar
Obs: denna version av installationen består av tre huvudkomponenter: mikroskopet, kopplingsledet och prov stadiet. Se material tabellen.- Använd ett Mikroskop med filterhållare, vit ljuskälla, kamera och objektiv revolver.
- Använd en 3-axlig piezo koppling skede med en fiber-kopplad laser och en koppling lins.
- Använd en enaxlig manuell provsteg med spets och lutning och en vakuum hållare.
- Montera både kopplingen och prov steget på en 2-axlad motoriserad scen för provöversättning.
- Vågledare koppling
- Placera chippet på vakuum chucken med kopplings aspekten mot kopplings målet. Se till att chippet är ungefär en brännvidd bort från kopplingen mål.
- Slå på vakuumpumpen.
- Slå på lasern till 1 mW. Justera spånhöjden så att strålen träffar kanten på den. Stäng av lasern.
- Slå på den vita ljuskällan. Välj ett objektiv med låg förstoringsgrad (t. ex. 10X). Fokusera mikroskopet på en vågledare.
- Översätt mikroskopet längs vågledaren för att se om det är väl i linje med den optiska vägen. Flytta mikroskopet till kopplings kanten.
- Slå på lasern på 1 mW eller mindre. Översätt mikroskopet längs kopplings kanten för att hitta laserljuset. Fokusera strålen på spånkanten.
- Justera kopplings steget längs den optiska banan i den riktning som minskar laserstrålens dekor storlek tills den försvinner. Strålen är nu antingen över eller under spånytan.
- Justera kopplings stegs höjden tills beam-punkten visas igen och maximeras.
- Upprepa de två föregående stegen tills lasern bildar en fokuserad plats.
- Flytta fokuserad plats till vågledare av intresse.
- Översätt mikroskopet en kort bit bort från kanten så att den fokuserade Strålpunkten inte längre syns. Stäng av det vita ljuset.
- Justera kontrasten. Om vågledaren är vägledande, ska det spridda ljuset längs vågledaren vara tydligt synligt.
- Justera axlarna på kopplings steget för att maximera den spridda ljusintensiteten. Stäng av lasern.
- Slå på det vita ljuset. Justera kontrasten om det behövs.
- Navigera till Imaging-regionen.
- Diffraktion begränsad avbildning
- Fokus med önskat avbildnings mål. Stäng av det vita ljuset.
- Sätt in fluorescensfiltret och vrid lasereffekten till 1 mW.
- Ställ in kamerans exponeringstid på cirka 100 MS. Justera kontrasten efter behov. Se till att kopplingen fortfarande är optimerad.
- Leta upp en intresse region för avbildning. Slå på piezo skede looping till genomsnittliga ut lägen.
Anmärkning: 20 μm skanningsområde med en steg storlek på 50 Nm är lämplig för de flesta vågledar strukturer. - Fånga minst 300 bilder.
- Ladda den tagna bildstapeln till Fiji med en virtuell stack. Från bildmenyn i Fiji, Välj Stacks och z-projekt.
- Beräkna TIRF-bilden genom att välja projektionstyp medelintensitet.
- d STORM Imaging
- Slå på lasern till 1 mW och Ställ in kamerans exponeringstid på 30 ms.
- Justera kontrasten och skärpan.
- Öka lasereffekten tills blinkande observeras.
Obs: Detta kan ta en stund, beroende på försvinnande fältintensitet. - Zooma in en liten region av provet.
- Justera kontrasten.
- Fånga några bilder för att se om blinkningar är väl separerade.
- Justera kamerans exponeringstid för optimal blinkning.
Obs: optimera blinkande är en komplicerad uppgift, men en hel del lämplig litteratur är tillgänglig12. - Slå på piezo skede looping.
- Spela in en bildstapel med minst 30 000 bildrutor, beroende på den blinkande densiteten.
- d STORM bild rekonstruktion
- Öppna Fiji och ladda dStorm stacken som virtuella bilder.
- Justera kontrasten om det behövs.
- Använd rektangelverktyget för att välja det område som ska rekonstrueras.
- Öppen Kör analys i åska13 plugin i Fiji.
- Ställ in de grundläggande kamerainställningarna i åskväder som motsvarar enheten. De återstående standardparametrarna är vanligtvis tillfredsställande.
- Starta återuppbyggnaden.
Anmärkning: för hela synfält, kan data behöva delas upp i substacks, på grund av den stora filstorleken. - Filtrera lokaliserings listan som tillhandahålls av återuppbyggnadsprogram varan för att ta bort ospecifika lokaliseringar. Apple en ytterligare drift-korrigering om det behövs.
Representative Results
Tirf mikroskopi är en populär teknik som tar bort out-of-Plane fluorescens, ökar kontrasten och därmed förbättrar bildkvaliteten, och är mindre fototoxisk jämfört med andra fluorescens baserad mikroskopi tekniker. Jämfört med den traditionella objektiva metoden, chip-baserad mikroskopi erbjuder TIRF excitation utan den begränsade genomströmning som vanligtvis åtföljs med en TIRF lins. En översikt över de presenterade inställningarna finns i figur 1A. Vi presenterar diffraktions-Limited samt dStorm bilder av levern sinusformade endotelceller (lsec) extraheras från möss. Ett stort synfält bild av LSECs med märkta microtubulin presenteras också, visar kapaciteten hos hög genomströmning Imaging. En konventionell dStorm setup med hjälp av en OLJEIMMERSION tirf lins (antingen 60x eller 100x förstoring) typiskt bilder en yta på 50 μm x 50 μm, vilket är 100 gånger mindre än den chip-baserade bilden i figur 2, avbildas med en 25X, 0,8 na mål.
I denna metod använder vi multi-moded si3N4 vågledare för excitation. De utnyttjade markerna består av en remsa-etsad vägledande skikt av 150 Nm si3N4 deponeras över ett 2 μm oxiderat skikt av ett kisel chip. En schematisk av chippet finns i figur 1B. Vågledar bredder kan variera mellan 200 och 1000 μm. tillverknings Detaljer kan hittas någon annanstans8. Genom inblandning mellan föröknings lägena kommer excitationsljuset inte att ha en homogen intensitetsfördelning, utan snarare ett rumsligt varierande mönster. Figur 2A presenterar en bild med tydligt synliga mode mönster. Detta störnings mönster kommer att ändras med placeringen av laserstrålen vid kanten av vågledaren. För att uppnå homogen excitation i de slutliga bilderna, använder vi en piezo skede att svänga längs den kopplade aspekten. Under avbildnings proceduren finns det tillräckligt med variation av störnings mönstren så att de kan vara i genomsnitt, vilket tar bort intensitetsvariationer i bilden. Bilden stacken kommer att bestå av flera bilder som i figur 2A, men med olika mönster, men när medelvärdet, stacken kommer att ge en bild med homogen excitation såsom figur 2B. En alternativ metod är att använda adiabatisk avsmalnande att uppnå breda, enda moded vågledare8,14, vilket eliminerar behovet av läge medelvärdes. Emellertid, flera millimeter av avsmalnande längd är nödvändiga för att bibehålla enläges tillstånd att uppnå en 100 μm vågledare bredd. Multi-moded vågledare kringgå denna avsmalnande nödvändighet och lämnar inga begränsningar på struktur bredden. Bortom belysnings mönstret medger det mycket effektiva brytningsindexet för lägena oöverträffade möjligheter till strukturerad belysningsmikroskopi11 och fluktuationsmikroskopi metoder7.
Det första steget i Imaging är att samla in en diffraktion begränsad bild. Experimentet resulterar i en stapel med cirka 300 bilder och den slutliga bilden görs genom att ta genomsnittet av stacken. I figur 2presenterar vi diffraktion Limited och dStorm Imaging av Lsecs märkta med cellmask Deep Red med hjälp av en 60X, 1,2 na vatten nedsänkning mål. Figur 2A visar ohomogen belysning orsakad av otillräckligt läge medelvärdes. Ett lyckat medelvärdes medelvärde visas i figur 2B. Figur 2C är en dStorm bild av samma region, med den markerade regionen visas i figur 2d. Lever sinusoidala endotelceller har nano-stora porer i plasmamembranet15, som kan ses här. En Fourierringkorrelations analys gav en upplösning på 46 nm.
Figur 3 visar en dSTORM bild av en 500 μm x 500 μm region, vilket visar den höga genomströmnings förmåga av tekniken. En zoomad bild av figur 3a, som motsvarar ett typiskt d-stormsynfält, presenteras tillsammans med den diffraktions begränsade bilden i figur 3B. En Fourierringkorrelation för att uppskatta upplösningen utfördes, vilket gav ett värde på 76 nm.
Bild 1: bildsystem och vågledare. (A) fotografi av avbildnings systemet. Provet placeras på en vakuum Chuck på prov stadiet, med kopplings aspekten av vågledaren mot kopplings målet. En fiber kopplad laser och en koppling mål är placerad ovanpå en 3D piezo skede. En lins torn med Imaging linser fångar bilden från ovan och vidarebefordrar den till en kamera. (B) schematiskt av vågledaren med kopplings-och bild linser. Kopplings linsen kopplar in ljuset i vågledaren. Proverna (orange pärlor) hålls inne i en förseglad PDMS kammare. Det försvinnande fältet längs vågledaren kommer att excitera provet och avbildnings målet kommer att fånga den avgivna fluorescensen. Vänligen klicka här för att se en större version av denna siffra.
Figur 2: diffraktion-begränsade och dStorm bilder. (A) bild av lever sinusoidala endotelceller med otillräckligt läge medelvärdes, vilket resulterar i en tydligt synlig excitation mönster. B) samma region som i (a), men med tillräckligt läge medelvärdes ökning, vilket resulterar i homogen excitation. Cdiffraktion begränsad bild av infälld iB. D) dStorm bild av samma region. Einuppsättning avDsom tydligt visar fenestrationerna i cellens plasmamembran. Vänligen klicka här för att se en större version av denna siffra.
Figur 3: dStorm bild av råtta LSECs. (A) stort synfält dSTORM bild av Alexa 647 färgade tubulin i råtta lsecs. Skalstapel = 50 μm. (B) större markerad region från (a) jämföra diffraktion-begränsad (nedre vänstra) och dStorm bild (överst till höger). C) mindre markerad regionfrån a. Skalstapel = 1 μm. Bilden har en upplösning på 76 nm. Anpassad med tillstånd från Helle et al. 20196. Vänligen klicka här för att se en större version av denna siffra.
Discussion
Chip-baserad avbildning liknar konventionell dStorm Imaging. Bildkvaliteten kan därför mätas med samma metoder som för traditionell d-Storm-avbildning. Den största skillnaden för användaren är att den genomskinliga glas bilden byts ut mot en ogenomskinlig si-wafer. Även om de verkar mycket olika, är provhanteringen praktiskt taget jämförbar med en glas bild. Spånorna är ganska robusta och kan enkelt hanteras med hjälp av en wafer-pincett. Avbildnings proceduren och bild rekonstruktion är densamma som i ett vanligt dStorm experiment. Att inrätta ett funktionellt chip-baserat Mikroskop kräver inga speciella komponenter, med undantag för fotoniska chips. Mer information om uppställ finns i tidigare arbeten6,7. De marker som används i detta arbete har tillverkats med hjälp av standard Photolithography8.
Provberedningen omfattar beredning av provkammaren. När du fäster PDMS ram till chip, är det viktigt att undvika alla små veck eller rippar där luft kan komma in. Om PDMS veck när fästa den, enkelt flytta den försiktig med en pincett och sätta igen den. När provet är färdigt i PDMS-kammaren måste täckglaset pressas mot det, vilket tätar området. Det är viktigt att undvika eventuella luftbubblor som kan bildas när täckglaset fästs. Om en luftbubbla bildas, ta försiktigt bort täckglaset och tillsätt PBS till provkammaren för att säkerställa att provet täcks. Preparering och infästning av täckslip kan sedan helt enkelt redone.
Kopplings ljuset i vågledaren förenklas med hjälp av det protokoll som föreslås i detta dokument. Det finns dock några vanliga utmaningar som kan begränsa kopplingen. För det första, om chippet inte rengjorts ordentligt och alla kvarvarande PBS avlägsnas helt, kan det finnas smuts eller kristalliserad PBS på vågledaren. Detta kan medföra stora förluster, vilket resulterar i mycket lite ström i bild regionen. Att använda en fuktig pinne för att rengöra regionen utanför täckglaset kan förbättra kraften avsevärt. För det andra, om kopplings aspekten av vågledaren är skadad (t. ex. genom felaktig hantering) kan kopplings förlusten öka drastiskt. Optisk inspektion av kanten kommer vanligtvis avslöja eventuella skador lätt. Hela kopplingen aspekt av chip kan poleras försiktigt, ungefär som en optisk fiber, och kommer att ge en smidig koppling aspekt, som sedan ökar den kopplade makten.
Efter att ljuset kopplats ihop är avbildnings proceduren densamma som i alla konventionella dStorm-inställningar. Om bilden har inhomogena excitation, vilket visas i figur 2A, då troligen läge medelvärdes inte fungerade bra. De två vanligaste orsakerna till detta är: 1) för få bilder tagna för att skapa en genomsnittlig stapel och 2) för kort för en svängning avstånd/för stor av en steg storlek. Samla för få bilder kan utelämna vissa excitation mönster och genomsnittet kommer således att vara inhomogena. Detta kan enkelt lösas genom att öka antalet bilder i den genomsnittliga stacken. För kort av en svängning avstånd kan också resultera i en inhomogen bild, eftersom inte tillräckligt läge mönster är upphetsad. Detta kan också lätt lösas genom att öka svängning avstånd och/eller minska stegstorleken. I detta arbete har vi använt en piezo skede för att skanna in laserstrålen över 20 μm och förvärva minst 300 bilder. En annan metod kan vara att använda höghastighets galvo-speglar för att skanna ljuset över ingången vågledare aspekten inom en enda förvärvs tid, såsom 10-30 ms. detta alternativ är lämplig för levande cell tirf Imaging, där sub-cellulära organeller är i ständig rörelse.
Chip-baserade dStorm erbjuder en oöverträffad stor yta tirf excitation, vilket gör det idealiskt för hög genomströmning Imaging. Den kompakta karaktären möjliggör eftermontering till kommersiella system, där chippet kan placeras upp och ner för inverterade uppställningar eller genomskinliga substrat kan utvecklas. Spånorna är massfabricerade och kan modifieras för att passa många behov. För närvarande är den viktigaste begränsningen att den är begränsad till 2D. Den försvinnande fältet är endast tillgänglig ca 200 nm bort från vågledare ytan, så endast fluoroforer inom denna region kommer att vara upphetsad. Sammantaget erbjuder området integrerad optik många möjligheter till chip-baserad mikroskopi inom en snar framtid, genom att ta itu med nya avbildnings frågor samt ge nya möjligheter till befintliga.
Disclosures
BS Ahluwalia har ansökt om patent GB 1606268.9 för chip-baserad optisk nanoskopi. De andra författarna deklarerar inga konkurrerande ekonomiska intressen.
Acknowledgments
Författarna skulle vilja erkänna Europeiska forskningsrådet (Grant nr 336716 till B.S.A.). Författarna vill också tacka Irati Lagfragua för hennes ovärderliga hjälp med att spela in och redigera videon.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 1-axis sample stage | Standa | 7T173-20 | |
| 2-axis sample translation stage | Mad City Labs | Custom order | |
| 3-axis NanoMax stage | Thorlabs | MAX311D | |
| BXFM microscope body | Olympus | OLY-LSM-037018 | |
| CellMask Deep Red, Life technologies | ThermoFisher | C10046 | |
| Cleanroom grade swabs | MRC Technology | MFS-758 | |
| Fiber-coupled laser | Cobolt | Flamenco | |
| Filter Holder | Homemade | ||
| Hellmanex III, Hellma Gmbh | Sigma-Aldrich | Z805939 | Cleaning detergent concentrate |
| Isopropanol | Sigma-Aldrich | 563935-1L | |
| KL 1600 LED | Olympus | OLY-LSM-E0433314 | |
| Olympus Coupling lens | Olympus | LMPLFLN 50x/0.5 | |
| Orca Flash 4.0 V2 | Hamamatsu | ||
| PBS tablets | Sigma-Aldrich | P4417-50TAB | Mix according to descriptions |
| SYLGARD 184 Silicone Elastomer 1.1 kg kit | Dow | 1673921 | |
| Tip-tilt stage | Thorlabs | APR001 | |
| Vacuum holder | Thorlabs | HWV001 | |
| Wafer Tweezers Type 2W | Agar scientific | AGT5051 |
References
- Juette, M. F., et al. Three-dimensional sub-100 nm resolution fluorescence microscopy of thick samples. Nature Methods. 5 (6), 527-529 (2008).
- Huang, B., Wang, W., Bates, M., Zhuang, X. Three-Dimensional Super-Resolution Imaging by Stochastic Optical Reconstruction Microscopy. Science. 319 (5864), 810-813 (2008).
- Lampe, A., Haucke, V., Sigrist, S. J., Heilemann, M., Schmoranzer, J. Multi-colour direct STORM with red emitting carbocyanines. Biology of the Cell. 104 (4), 229-237 (2012).
- Wazawa, T., Ueda, M. Total internal reflection fluorescence microscopy in single molecule nanobioscience. Advances in Biochemical Engineering/Biotechnology. 95, 77-106 (2005).
- Jalali, B., Fathpour, S.
- Helle, ØI., Coucheron, D. A., Tinguely, J. C., Øie, C. I., Ahluwalia, B. S. Nanoscopy on-a-chip: super-resolution imaging on the millimeter scale. Optics Express. 27 (5), 6700-6710 (2019).
- Diekmann, R., et al.
- Tinguely, J. C., Helle, ØI., Ahluwalia, B. S. Silicon nitride waveguide platform for fluorescence microscopy of living cells. Optics Express. 25 (22), 27678-27690 (2017).
- Ahluwalia, B. S., McCourt, P., Huser, T., Hellesø, O. G. Optical trapping and propulsion of red blood cells on waveguide surfaces. Optics Express. 18 (20), 21053-21061 (2010).
- Coucheron, D. A., Wadduwage, D. N., Murugan, G. S., So, P. T. C., Ahluwalia, B. S. Chip-Based Resonance Raman Spectroscopy Using Tantalum Pentoxide Waveguides. IEEE Photonics Technology Letters. 31 (14), 1127-1130 (2019).
- Helle, ØI., Dullo, F. T., Lahrberg, M., Tinguely, J. C., Ahluwalia, B. S. Structured illumination microscopy using a photonic chip. ArXiV. , https://arxiv.org/abs/1903.05512v1 (2019).
- Metcalf, D. J., Edwards, R., Kumarswami, N., Knight, A. E. Test Samples for Optimizing STORM Super-Resolution Microscopy. Journal of Visualized Experiments. (79), (2013).
- Ovesný, M., Křížek, P., Borkovec, J., Švindrych, Z., Hagen, G. M. ThunderSTORM: a comprehensive ImageJ plug-in for PALM and STORM data analysis and super-resolution imaging. Bioinformatics. 30 (16), 2389-2390 (2014).
- Archetti, A., Glushkov, E., Sieben, C., Stroganov, A., Radenovic, A., Manley, S. Waveguide-PAINT offers an open platform for large field-of-view super-resolution imaging. Nature Communications. 10, (2019).
- Braet, F., Wisse, E. Structural and functional aspects of liver sinusoidal endothelial cell fenestrae: a review. Comparative Hepatology. 1, 1 (2002).
