Les flux de carbone dans la cryosphère ne sont guère encore évalués, mais sont cruciaux en ce qui concerne le changement climatique. Ici, nous montrons un nouveau prototype de dispositif qui capture le potentiel phototrophique dans des environnements supraglaciaires basés sur l’émission de fluorescence induite par le laser (L.I.F.E.) technologie offrant des données de haute résolution spectrale et spatiale dans des conditions in situ.
Le réchauffement climatique affecte les communautés microbiennes dans une variété d’écosystèmes, en particulier les habitats cryosphériques. Cependant, on sait peu de choses sur les flux de carbone microbiens dans les environnements extrêmes. Par conséquent, la méthodologie d’acquisition d’échantillons décrite dans les très rares études disponibles implique deux problèmes majeurs : A) les données à haute résolution nécessitent un grand nombre d’échantillons, ce qui est difficile à obtenir dans les régions éloignées; B) manipulation inévitable de l’échantillon comme la coupe, le sciage et la fonte des carottes de glace qui conduit à une mauvaise compréhension des conditions in situ. Dans cette étude, un prototype de dispositif qui ne nécessite ni préparation d’échantillon ni destruction d’échantillon est présenté. L’appareil peut être utilisé pour des mesures in situ avec une résolution spectrale et spatiale élevée dans les écosystèmes terrestres et de glace et est basé sur la mission Laser-Induced Fluorescence E(L.I.F.E.) technique. Les communautés supraglaciaires photoautotrophes peuvent être identifiées par la détection des signatures L.I.F.E. dans les photopigments. L’étalonnage de l’instrument L.I.F.E. pour la porphyrine dérive la chlorophyllea (chla) (405 nm d’excitation laser) et B-phycoerythrin (B-PE) (532 nm excitation laser) est démontré. Pour la validation de cette méthodologie, les données L.I.F.E. ont été ratifiées par une méthode conventionnelle pour chlune quantification qui a impliqué l’extraction de pigment et la spectroscopie d’absorption ultérieure. L’applicabilité prototype sur le terrain a été prouvée dans des environnements polaires extrêmes. D’autres essais sur les habitats terrestres ont eu lieu lors de simulations analogiques martiennes dans le dessert marocain et sur un glacier rocheux autrichien. L’instrument L.I.F.E. permet de scanner à haute résolution de grandes zones avec une logistique d’exploitation acceptable et contribue à une meilleure compréhension du potentiel écologique des communautés supraglaciaires dans le contexte du changement global.
La cryosphère abrite de la glace de mer, des glaciers, des lacs de haute montagne, des zones de neige, de la glace de lac, des ruisseaux d’eau de fonte et du pergélisol. Ces zones couvrent environ 11 % des masses terrestres1,2 et sont dépassées par l’atmosphère comme un environnement cryosphérique reconnu. Des études récentes montrent que les zones massives de la cryosphère reculent rapidement3,4. L’Antarctique5,6, les Alpes7, l’Arctique8, et d’autres régions montrent des soldes négatifs de masse de glace. Le recul des calottes glaciaires et des glaciers entraîne l’épuisement de notre plus grand réservoir d’eau douce sur Terre. Dans certaines régions, le recul des glaciers est imparable5.
Pendant longtemps, les écosystèmes de glace ont été considérés comme des milieux stériles. Cependant, malgré des conditions difficiles, la présence de la vie active dans la cryosphère de la terre est évidente9,10,11,12,13,14,15 . En raison de la tendance à des pertes massives de glace par la fonte, la cryosphère traverse un changement dans l’activité biologique, affectant les habitats adjacents. Pour comprendre ces changements partiellement irréversibles, nous avons besoin de méthodes pour étudier l’activité biologique dans la glace dans des conditions in situ avec une résolution spatiale et temporelle élevée.
Dans les environnements supraglaciaires, la vie se retrouve dans les trous de cryoconite, les couvertures de neige, l’eau fondue, les ruisseaux et sur les surfaces de glace nue. Cependant, les habitats supraglaciaires les plus évidents sont les trous de cryoconite. Ils apparaissent dans le monde entier dans des environnements glaciés et ont été décrits pour la première fois par l’explorateur suédois Adolf Erik Nordenskjold lors d’une expédition au Groenland dans lesannées 1870 16,17. Le nom vient des mots grecs “kryos” (froid) et “konia” (poussière). Les débris organiques et inorganiques foncés dérivés de l’éolian attachent à la surface de la glace et réduisent l’albédo localement. Le rayonnement solaire favorise la fonte des débris en couches de glace plus profondes, formant des bassins cylindriques avec des sédiments (cryoconite) dans le fond9. Les trous de cryoconite couvrent 0,1 à 10 % des zones d’ablation glaciaire11.
Les communautés de cryoconite se composent de virus, de champignons, de bactéries, de cyanobactéries, de microalgues et de protozoaires. Selon la région, on trouve également des organismes métazoaires comme les rotifères, les nématodes, les copépodes, les tardigrades et les larves d’insectes. Edwards et d’autres18 décrivent les trous de cryoconite comme des « points chauds glacés ». Ils ont également tracé des gènes fonctionnels dans les trous de cryoconite qui sont responsables du cycle N, Fe, S et P. Les mini-écosystèmes lacustres respirent et photosynthétisent à des taux trouvés dans des habitats beaucoup plus chauds et riches en nutriments11. Ces résultats soulignent le rôle important de la séquestration microbienne dans les environnements supraglaciaires. À côté des communautés vivantes dans les trous de cryoconite, les surfaces de glace nuesont habitées par des algues de glace. Leur physiologie est bienétudiée 19 mais leur répartition spatiale n’a pas été évaluée20. Leur présence dans les environnements supraglaciaires diminue l’albédo et favorise donc la fonte qui conduit à un délavage des nutriments et à l’apport de nutriments dans les habitats en aval9. L’augmentation des températures et, par conséquent, une plus grande disponibilité d’eau liquide, affecte la productivité nette de l’écosystème dans ces écosystèmes glacés.
Dans les environnements supraglaciaires, les organismes photosynthétiquement actifs transforment le carbone et l’azote inorganiques en sources organiques disponibles pour le réseau alimentaire microbien21,22. Jusqu’à présent, il existe peu d’études qui estiment les flux de carbone supraglaciaires11,20,23. L’écart dans les taux proposés de flux de carbone résulte d’une faible résolution de données spatiales et temporelles. De plus, la répartition spatiale des communautés supraglaciaires à l’extérieur des trous cryoconites est à peine évaluée. Cook et d’autres20 ont prédit dans leurs modèles que les communautés d’algues supraglaciaires fixent jusqu’à 11 fois plus de carbone que les trous cryoconites contemporains en raison de leur grande couverture de surface. La détection des communautés d’algues supraglaciaires garantissant l’intégrité de l’échantillon est toujours entravée en raison de l’absence d’outils de détection et de quantification in situ.
En réponse aux difficultés logistiques, les écosystèmes de glace sont moins fréquemment étudiés que les habitats dans les zones tempérées. La résolution des données dépend du nombre d’échantillons évalués et dépend de l’accessibilité des sites d’étude. Les méthodes d’échantillonnage standard telles que le sciage, le carottage et la fonte subséquente impliquent la manipulation de la communauté microbienne. Par exemple, l’évaluation de la chlorophyllea (chla)dans les échantillons de glace solide est impossible avec des méthodes standard sans interférence substantielle. Par conséquent, les changements de température induits par la fonte au sein des communautés microbiennes étudiées sont inévitables. En réponse à la thermolabilité du photosystème II et d’autres structures cellulaires chez les psychrophiles22, les analyses en laboratoire d’échantillons de glace fondue mèneront toujours à une falsification des conditions in situ.
Les mesures in situ non destructives sont le seul moyen raisonnable d’obtenir des données fiables. Cet objectif peut être atteint en utilisant des méthodes basées sur la fluorescence. En raison de leur fonction de récolte de lumière, chla et B-phycoerythrin (B-PE) sont présents dans les organismes qui contribuent au cycle du carbone dans les environnements supraglaciaires, comme l’a prouvé Anesio et d’autres11. Par conséquent, ces molécules fluorescentes sont des biomarqueurs appropriés pour la quantification des flux de carbone microbiens médiés dans les écosystèmes de glace.
Dans cette étude, nous présentons le développement, l’étalonnage et l’applicabilité d’un nouvel outil non invasif pour la quantification in situ des molécules de chla et de B-PE dans les écosystèmes terrestres et glaciaires. Le prototype est basé sur l’émission fluorescente induite par le laser, également connu sous le nom de L.I.F.E. L’instrument optique (Figure 1) capture les signatures fluorescentes de biomarqueur après l’excitation de fluorescence induite par laser. La procédure n’est pas destructive et peut être effectuée sur le site de l’étude ou en laboratoire.
Figure 1 : Le prototype L.I.F.E. À gauche : Photo de l’instrument sans couvercle protecteur. À droite: Illustration schématique de l’instrument. Masse totale de 5,4 kg (laser et optique 4,025 kg, ordinateur portable 1,37 kg). Cadre en aluminium 32,5 cm x 20,3 cm x 6,5 cm. Tube optique : 18,4 cm x 4 cm (diamètre). CCD: capteur bluefox mv220g; F : filtres à longue passe servo-dirigés (450 nm et 550 nm); L: lentilles optiques; M1: miroirs; M2: miroir dichroïque; MC: microcontrôleur; P: prisme; PBS : séparateur de faisceau polarisant ; S : ouverture de lafeture faite de lames de rasoir réglables. Barre d’échelle de 70 mm. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.
Le kit portable à double longueur d’onde pèse 4,5 kg et est utilisé sur un trépied en combinaison avec un ordinateur externe. La configuration sur le terrain est rapide et facile. L’instrument est fixé au trépied, et le tube de lentille est attaché à l’appareil avec un câble USB et le câble de la caméra. L’ordinateur externe est connecté à l’instrument à l’aide d’un câble USB. Les pattes de trépied sont ajustées de telle sorte que le tube de lentille est dirigé vers et couvre le spécimen. Puis, un laser vert de 5 mW frappe l’échantillon après avoir passé un séparateur de faisceau polarisant qui redirige la lumière polarisée vers l’axe optique du spectromètre. Le spécimen présente une lumière fluorescente, illustrée en rouge à la figure 1. La moitié de la lumière collimated passe le séparateur de faisceau polarisant et est concentrée par un filtre de servo-steered de long-pass qui enlève les signaux laser. Ensuite, le signal frappe une élitdoire d’ouverture qui se compose de deux lames de rasoir réglables. Un prisme sépare spectralement la fine ligne de lumière orthogonale de l’ouverture de la fendue avant que le signal ne soit capté par le capteur. La procédure est répétée avec un laser bleu. Les données brutes sont transférées automatiquement sur un ordinateur portable qui est également utilisé pour l’opération du logiciel.
L’instrument est contrôlé par un ordinateur externe à l’aide d’un environnement LabVIEW qui synchronise la prise de vue avec la caméra CCD, allume/éteint les lasers et fait pivoter la roue du filtre à longue passe. L’interface utilisateur graphique (GUI) est divisée en trois sections principales. Le réglage de l’exposition se fait manuellement. Bien que la correction entre le temps d’exposition et l’intensité du signal soit linéaire(figure 2B),le temps d’exposition maximal est limité à 10 s parce que des temps d’intégration plus longs entraînent une diminution significative du rapport signal-bruit. Le champ de commentaires est utilisé pour la description de l’échantillon (figure 2A). Dans la section de droite, les images brutes sont affichées dès que les mesures sont terminées. Cette caractéristique est cruciale pour l’évaluation immédiate des données sur le terrain (Figure 2C-E). Les zones rouges indiquent des pixels surexposés, qui peuvent être évités en réduisant le temps d’exposition.
Le processus de réduction des données brutes subséquent est découplé de la procédure d’acquisition d’images et peut être effectué à tout moment après l’acquisition d’images.
Figure 2 : Interface utilisateur graphique L.I.F.E. pour l’acquisition de données et l’évaluation des données brutes. (A) Le logiciel permet l’entrée manuelle de texte pour les descriptions d’échantillons. (B) Le temps d’exposition peut être ajusté avant la mesure. (C-E) Les images brutes sont affichées sur le côté droit de l’interface. (E) Les couleurs rouges indiquent une saturation du capteur. (F) L’activation du bouton RUN MEASUREMENT déclenche le processus d’acquisition de données. Dans le tableau (G), toutes les commandes exécutées automatiquement lors de l’acquisition de données sont affichées. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.
Figure 3 : Exemple d’image brute. À gauche : Données brutes de chlune norme dans la solution d’acétone, enregistrée avec l’instrument L.I.F.E. En raison des propriétés optiques de l’appareil, le signal s’affiche sous la forme d’une ligne déformée. À droite: Interprétation de l’image brute par pixel (px). L’axe spectral (résolution de 5 nm/px) est tracé contre l’axe spatial (résolution de 30 m/px). Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.
Les images brutes à l’échelle grise 12 bits montrent une composante spatiale due à la pari identifique unidimensionnelle et une composante spectrale due au prisme devant le CCD (Figure 3). En réponse aux contraintes optiques, les images brutes sont déformées. Par conséquent, ils doivent être recadrés et déwarped en appliquant un code qui reconnaît le degré de distorsion. Cela se fait avec un assistant logiciel (Figure 4). Ensuite, l’étalonnage de la longueur d’onde se fait avec le laser 532 nm. La lumière verte est produite par le doublement de fréquence d’un laser infrarouge de 1 064 nm. Les deux longueurs d’onde peuvent être détectées par le CCD et, par conséquent, la position spectrale de chaque pixel peut être calculée automatiquement en images déwarped (Figure 4).
L’image est ensuite recadrée à une plage de longueur d’onde donnée (550 à 1 000 nm pour les mesures laser vertes et 400 à 1 000 pour les mesures laser bleues). Les valeurs grises de chaque pixel d’une ligne de pixels sélectionnée sont comptées et résumées. Une valeur grise peut varier de 0 à 255. Après cela, chaque ligne de pixels représente un numéro. D’autres instructions logicielles à l’écran conduisent à la génération d’une parcelle montrant les comptes de valeur grise de chaque ligne de pixels tracées par rapport aux coordonnées spatiales. Cela permet une discrimination spatiale quantitative de chla et B-PE simultanément dans l’échantillon. En outre, les propriétés spectrales d’un échantillon peuvent être tracées à partir de lignes de pixels sélectionnées automatiquement.
Figure 4 : Déwarping images brutes. À gauche : Image brute capturée avec un laser vert. Aucun filtre n’a été utilisé. Les signaux sont affichés à 532 nm et 1 064 nm. Temps d’exposition de 0,015 s. Centre : Le signal recadré de 532 nm est utilisé comme ligne de référence pour dénouer un ensemble d’images. À droite: L’image déwarped de la source d’image brute. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.
Étalonnage
Il y avait une corrélation linéaire entre la concentration de pigments et l’intensité de fluorescence après la normalisation du nombre de photons à un temps d’exposition de 1 s. Des échantillons avec une faible hauteur de colonne et de faibles concentrations de pigments ont conduit à une surestimation des pigments cibles, par rapport aux hauteurs de colonne plus élevées avec la même concentration de pigment. De plus, les signaux de fluorescence faibles nécessitaient de longs temps d’exposition pour un nombre suffisant de photons sur le capteur. Cependant, de longs temps d’intégration ont également augmenté la quantité de lumière parasite sur le capteur, ce qui a entraîné une diminution du rapport signal-bruit. Dans sa version actuelle, le logiciel ne peut pas faire la distinction entre le bruit et le signal pendant le processus de réduction des données. Par conséquent, les mesures de faible intensité de fluorescence ont mené à une surestimation de pigment parce que le bruit a été compté comme signal qui a dérivé des pigments cibles. En outre, les intensités de fluorescence des solutions pigmentaires plus concentrées ont montré une plus grande variabilité que les solutions à faible concentration. Cet effet pourrait s’expliquer par des processus d’absorption dans les solutions pigmentaires qui ont été utilisées pour la courbe d’étalonnage.
Validation des données pour la chlorophylleune quantification
Après avoir filtré des échantillons de glace et de neige, les échantillons tridimensionnels sont presque apparus comme un spécimen bidimensionnel sur le filtre. Cela justifiait une comparaison directe entre les données L.I.F.E (densité de zone) et spectrophotométriques (mesure volumétrique).
L’ensemble de données (figure 8) indique qu’une forte concentration de pigments conduit à une sous-estimation, tandis qu’une faible concentration de pigments conduit à une surestimation de la valeur réelle. Cet effet peut s’expliquer par l’épaisseur du gâteau filtre et donc par le caractère volumétrique de l’échantillon. La profondeur de pénétration du laser dépendait de la densité optique et de l’épaisseur du spécimen. Une teneur élevée en pigments a été sous-estimée parce que le laser ne pouvait pas induire la fluorescence pigmentaire dans les couches plus profondes. Cependant, dans les gâteaux à filtre mince, les signaux de faible fluorescence ont été capturés en raison de faibles densités de surface de pigments. Apparemment, le filtre lui-même a montré des signaux induits par laser après avoir passé le filtre de 450 nm à longue passe (Figure 12). Ce signal a été compté à tort comme signal de fluorescence dérivé de chla. Ainsi, les gâteaux filtres minces et trop épais sont difficiles à mesurer avec l’instrument L.I.F.E.
Figure 12 : Signaux de fluorescence provenant de gâteaux filtres épais (A) et minces (B) sur un filtre GF/F. (A) L’auto-ombrage empêche la fluorescence induite par le laser à partir de couches plus profondes, ce qui se traduit par une sous-estimation de la concentration réelle de pigments. (B) Émission de fluorescence du gâteau filtre avec la pardessus par des réflexions de filtre. (C) Les données brutes montrent la réflexion du filtre (gris). La propriété spectrale d’un chl dérivé de laboratoireun modèle de fluorescence est illustrée en rouge. Barre d’échelle de 45 mm. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.
Limitations du prototype L.I.F.E.
Pendant la réduction des données, le logiciel codé MATLAB a interprété les images brutes en résumant les lignes de pixels dans une plage de longueur d’onde donnée. La version actuelle du logiciel ne faisait pas de distinction entre les signaux dérivés organiques et inorganiques. La présence de signaux multiples peut conduire à une surestimation de la teneur réelle en pigments. Les longs temps d’exposition en raison de faibles intensités de fluorescence ont entraîné une diminution du rapport signal-bruit, favorisant l’effet tel que décrit ci-dessus (voir la figure 8 et la figure 12).
Une roche géodése montrée dans la figure 13 exhibait la lumière fluorescente rouge lorsqu’elle était exposée avec de la lumière verte et bleue. À l’heure actuelle, il n’est pas clair si la fluorescence résultait de minéraux ou de molécules à base de porphyrine. Par conséquent, une couverture de signaux biologiques et non biologiques peut limiter l’application de cette méthode et nécessiter l’établissement d’une base de données de fluorescence spécifiquement faite pour le prototype L.I.F.E.
Figure 13 : Fluorescence minérale d’une roche géodése, trouvée à Ny-Leslesund. La roche était excitée avec un laser de 532 nm 50 mW (A) et un laser de 405 nm 50 mW (B). Les deux images ont été capturées avec un filtre de polarisation attaché sur l’objectif, ce qui a conduit à une falsification des couleurs de fluorescence réelle. (C) Image couleur vraie sans l’utilisation d’un filtre de polarisation dans des conditions de lumière du jour. Barre d’échelle de 40 mm. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.
Beutler et d’autres29 ont conclu que les spectres d’émission caractéristiques des cyanobactéries dans les écosystèmes marins dépendent des conditions environnementales. En outre, l’état métabolique a un impact sur les propriétés de fluorescence dans les organismes phototrophiques30. L’instrument L.I.F.E peut faire la distinction entre le modèle de fluorescence algale et cyanobactérienne en utilisant des bibliothèques de bio-empreintes digitales qui contiennent des informations spectrales du spécimen corrélées avec les conditions environnementales.
Dans les molécules de chla adaptées à l’obscurité, tous les centres de réaction sont entièrement oxydés et disponibles pour la photochimie et aucun rendement de fluorescence n’est éteint31. À l’aide de la procédure L.I.F.E., un spécimen est d’abord excité par un laser de 532 nm (vert) puis avec un laser de 405 nm (bleu). Au cours de la deuxième excitation par le laser bleu, chla pourrait montrer une diminution de la réponse à la fluorescence due à l’excitation antérieure par le laser vert. Chla absorbe l’énergie à 532 nm longueur d’onde, malgré sa distance de sa longueur d’onde maximale d’absorption32. Avant le chl réelune mesure à 405 nm, le laser vert peut causer des réactions photochimiques, activant des mécanismes d’étanchéité dans les pigments cibles. De plus, le pré-illumination des organismes phototrophiques marins n’a pas entraîné de changement des courbes de la norme spectrale entre 450 nm et 600 nm, tandis que l’écart type dans les intensités de fluorescence a augmenté de 25 %29. Selon l’espèce, les intensités de fluorescence ont même augmenté en réponse à l’excitation antérieure. Ce sujet nécessite une enquête plus approfondie.
applicabilité
Nous avons testé l’instrument L.I.F.E. dans divers habitats en mettant l’accent sur les trous de cryoconite. Le laser a été appliqué avec succès dans le sol et les habitats de biofilm en raison de l’absence de lumière ambiante pendant la mesure. Les granules de cryoconite pourraient être mesurés lorsque les couches de sédiments bloquaient la lumière sous le trou (Figure 14A,C). Les trous de cryoconite de sédiments minces étaient perméables pour la lumière parasite du dessous (figure 14B). La lumière errante interfère avec la mesure. Ainsi, la concentration de pigments dans les surfaces de glace nue n’est pas encore mesurable dans les conditions de lumière du jour. Des efforts de traitement des signaux sont actuellement en cours pour permettre l’exploitation du système dans des conditions de lumière ambiante élevée.
Figure 14 : Trou de cryoconite avec de l’eau liquide sur le dessus. (A) Cryoconite sur glacier avec tube de lentille L.I.F.E. Barre d’échelle de 70 mm (B) La couche de sédiments (rouge) est très mince. La lumière sifvaàe à travers la couche de cryoconite. (C) La couche de sédiments est assez épaisse pour bloquer la lumière parasite par le dessous. Ce type de trou cryoconite est mesurable avec l’instrument L.I.F.E. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.
En conclusion, notre instrument L.I.F.E. a détecté des organismes photoautotrophiques dans des habitats terrestres tels que les sols, les tapis bactériens, les biofilms et les trous de cryoconite sur les surfaces glaciaires. Les molécules cibles étaient chla et B-PE. La résolution spatiale était de 30 m/px. La limite de détection pour le chla était de 250 pg/mL et de 2 ng/mL pour B-PE. Après un étalonnage en laboratoire, nous avons pu quantifier la teneur en pigments dans des échantillons qui ont été recueillis à notre site d’étude dans l’Arctique. Nous avons appliqué un logiciel autoprogrammé pour un processus automatisé de réduction des données. Les effets de la présence de minéraux et de l’évolution des conditions de lumière pendant les mesures nécessitent une étude plus approfondie.
Avec le réchauffement climatique, l’augmentation des températures conduit à une disponibilité accrue de l’eau liquide, ce qui entraîne une activité biologique plus élevée sur les surfaces glacées de nature autotrophe et hétérotrophe. Des efforts vigoureux devraient être faits pour détecter les organismes hétérotrophes in situ afin de donner une image complète de la vie active dans la cryosphère. Cela pourrait être testé avec d’autres pigments cibles et des longueurs d’onde d’excitation laser appropriées. Par conséquent, L.I.F.E. fournit un système de surveillance approprié fournissant une résolution temporelle et spatiale élevée pour les conditions supraglaciaires dans le contexte du changement global ainsi que des applications astrobiologiques possibles.
The authors have nothing to disclose.
Les auteurs remercient le colonel (IL) J.N. Pritzker, la Fondation Tawani, États-Unis, le Ministère fédéral autrichien de la science, de la recherche et de l’économie (Sparkling Science SPA04-149 et SPA05-201), Alpine Forschungsstelle Obergurgl (AFO), Austrian Space Forum ( Roman Erler du Hintertuxer Natur Eis Palast, le directeur fédéral autrichien des forêts et de la base Nick Cox de la station arctique de Ny Alesund (Svalbard). Nous sommes également redevables à Sabrina Obwegeser, Carina Rofner et Fabian Drewes pour leur aide pendant le tournage. Enfin, nous tenons à remercier James Bradley d’avoir donné la voix pour la vidéo concomitante.
aceton | Merck | 67-64-1 | |
B-Phycoerythrin | Invirtrogen | P6305 | |
Chlorophyll a standard | Sigma-Aldrich | C6144-1MG | |
formaline | Merck | HT501128 | 36% |
GF/C filters | Whatman | WHA1822025 | 25mm diameter |
HCl | Merck | H1758 | 36,5-38% |
L.I.F.E. Prototype | University of Innsbruck | built on demand | |
LabView | National Instruments | Software, Laboratory Virtual Instrumentation Engineering Workbench | |
Leucine, L-[4,5-3H], 1 mCi | Perkin Elmer | NET1166001MC | radioactive |
Liquid scintillation cocktail Beckman Ready Use | Beckman | not more available, can be compensated by Ultra Gold, Packard | |
liquid scintillation counter | Beckman | out of stock | LSC 6000 IC |
NaH14CO3 (4 µCi/ml) | DHI Denmark | 4 μCi/ml, 1 ml | radioactive |
Osmonics polycarbonate filters | DHI Denmark | PCTE | 25mm diameter, 0,2µm pore size |
Polyscintillation vials | Perkin Elmer | WHA1825047 | 20ml |
sample tubes | Sigma Aldrich | T2318-500EA | Greiner centrifuge tubes, 50ml |
Spectrophotometer | Hitachi | NA | Model U2001, any photometer for absorption spectroscopy measuring at 664nm and 750nm would be appropriate |
trichloric acetic acid (TCA) | Merck | T6399 | 100% |
ultrasonic probe | nano lab | QS1T-2 |