Summary
관상 동맥 혈관 성형술 후 심장 혈관 예후에 영향을 미치는 주요 불리한 심혈관 사건의 개발은 관상 동맥 손상 및 혈관 수리의 정도에 의해 영향을 받습니다. 새로운 관상 동맥 세포 및 수용성 바이오 마커의 사용은 혈관 손상 및 수리에 반응성으로 MACEs 및 예후의 발달을 예측하는 데 유용합니다.
Abstract
주요 불리한 심장 혈관 사건 (MACEs) 관상 동맥 허혈성 상해 때문에 관상 동맥 혈관 성형술을 겪고 있는 환자의 심장 혈관 예후에 부정적인 영향을 미칩니다. 관상 동맥 손상의 정도 및 혈관 수선 기전은 MACEs의 미래 발달에 영향을 미치는 요인입니다. 플라크 특성 및 관상 동맥 복잡성과 같은 본질적인 혈관 특징은 MACEs에 대한 예후 정보를 입증했습니다. 그러나 관상 동맥 내 순환 바이오마커의 사용은 관상 동맥 손상 및 수리와 관련된 동적 메커니즘을 보다 밀접하게 반영하기 때문에 MACE의 조기 식별 및 예후를 위한 편리한 방법으로 가정되었습니다. 단핵 전구 세포 (MPC)의 하위 집단의 수뿐만 아니라 염증, 세포 부착 및 수리를 반영하는 가용성 분자의 농도와 같은 혈관 성형술 중 관상 동맥 순환 바이오 마커의 결정은 향후 개발 및 MACEs의 예후 평가 6 개월 후 관상 동맥 혈관 성형술. 이 방법은 MACEs의 예측과 환자의 위험 계층화에 적용 될 수있는 심혈관 예후의 예측에 관한 말초 혈액 순환 바이오 마커보다 번역 특성과 더 나은 성능에 의해 강조된다 관상 동맥 질환이 혈관 성형술을 겪고있습니다.
Introduction
관상 동맥 혈관 성형술 및 스텐트 삽입은 관상 동맥 질환 (CAD)을 가진 환자를위한 인양 절차를 나타냅니다. 그러나, 심장 혈관 죽음, 심근 경색, 관상 동맥 재협착 및 협심증 또는 보상 심부전의 에피소드를 포함하여 중요한 불리한 심장 혈관 사건 (MACEs는, 관상 동맥 내정간섭 후에 달, 병원에 예정되지 않은 방문을 자극하는 생길 수 있습니다. MACEs는 전 세계적으로 일반적이며, 그들의 morbi 사망률은 높은1.
관상 동맥 허혈성 상해는 그들의 분화 능력 및/또는 혈관 회복 잠재력 때문에 MPC의 동원을 관련시키는 초기 혈관 반응 및 회복 기계장치를 유도합니다, 세포 간 접착 분자 같이 수용성 분자의 생산 뿐만 아니라 (ICAMs), 매트릭스 금속 loloproteinases (MMPs), 및 반응성 산소 종, 세포 접착, 반사성, 조직 을 반영하는. 플라크 특성 및 관상 동맥 복잡성과 같은 본질적인 혈관 특징이 MACE를 예측하는 데 사용되었지만, 일부 연구는 관상 동맥 내피에서 발생하는 부상 및 수리 메커니즘과 관련된 바이오 마커가 관상 동맥 혈관 성형술2,4,4에제출 된 CAD 환자의 심장 혈관 사건의 조기 식별 및 예후에 매우 유용 할 수 있다고 제안했습니다.
COR 손상 및 수리의 근본적인 메커니즘을 이해하는 데 지속적인 관심은 관상 동맥 샘플링이 혈관 손상을 더 밀접하게 반영하고 수리하기 때문에 관내 순환 바이오 마커를 연구하는 연구자에게 동기를 부여했습니다6. 그러나, 인간 연구에서 관상 동맥 바이오 마커의 특성화는 부족했다7,8,9. 따라서 본 연구의 목적은 관상 동맥 순환 MFC 및 가용성 분자의 양을 결정하고, 혈관 손상 및 수리를 모두 반영하는 방법을 설명하고, 이러한 바이오마커가 MACE및 관상 혈관 성형술을 받은 CAD 환자의 임상 예후와 연관되어 있는지 여부를 보여주기 위한 것이었다. 이 방법은 혈관 손상에 가장 가까운 샘플링 위치에 의해 얻어진 혈관 관련, 순환 MPC 및 수용성 분자의 사용을 기반으로합니다. 그것은 또한 하지 호 혈에 대 한 임상 연구에 대 한 유용할 수 있습니다., 스트로크, 혈관 염, 정 맥 혈전증, 그리고 혈관 부상 및 수리를 포함 하는 다른 부상.
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Protocol
이 프로토콜은 인간 연구 윤리 위원회의 제도적 지침을 충족합니다.
1. 관상 동맥 혈관 조영술, 초음파 및 혈액 샘플링
- 관상 동맥 개입 전에 기준 임상 및 인구 통계 학적 정보를 요청하십시오. 개인의 데이터를 수집: 나이, 성별, 현재 흡연 상태, 체질량 지수 (BMI), 고혈압, 이상지질혈증, 당뇨병 mellitus, 약물, 현재 관상 동맥 혈관 조영술에 대한 표시.
- 방사형 접근법을 사용하여 심장 카테터화를 통해 관상 동맥 혈관 조영술을 수행합니다. 이 절차는 전문 심장 전문의가 혈역학 실에서 형광 투시경 가이드하에 수행해야합니다.
참고: 귀중한 선박을 식별합니다. 본 연구를 위해, 귀중한 혈관은 1.5 mm 보다 큰 단면도및 50% 이상의 루멘 협착을 가진 동맥으로 정의되었습니다. - 혈관 내 초음파 카테터를 관심 영역으로 진행하고 이미지를 기록합니다. 적절한 소프트웨어를 사용하여 가장 작은 발광 영역을 찾고 측정합니다.
- 관상 동맥 카테터를 사용하여 플라크에 가장 가까운 위치에서 10 mL의 혈액을 수집하십시오.
- 환자 퇴원 후, 정기적인 의학적 평가를 예약하여 연구 종점을 추적합니다. 전화 연락이 불가능하거나 의사 방문이 2개월 이상 지연되는 경우, 승인된 사람(이전에 설계)에게 연구 끝점을 확인하도록 요청하십시오.
참고 : 1) 심혈관 사망, 2) 새로운 심근 경색, 3) 관상 동맥 조영술에 의해 입증 된 바와 같이 24 시간, 4) 스텐트 레스코시스 내 의학적 방문을 자극하는 불안정한 협심증, 5) 보상의 에피소드 를 고려하십시오. 임상주의가 필요한 심부전.
2. 순환 MPC의 결정(그림 2)
- 수집에서 1 시간 이내에 혈액을 처리합니다. 수집된 혈액의 6 mL을 15 mL 원점 튜브로 옮기고 1x 인산완충식염수(PBS), pH=7.4로 1:1(v/v)을 희석한다.
- 3개의 시험관에 2mL의 밀도 그라데이션 매체를 추가합니다. 밀도 그라데이션 배지를 포함하는 각 시험관으로 희석된 혈액의 3개의 동등한 부피 aliquots를 주의 깊게 전송합니다.
참고 : 밀도 그라데이션 배지 및 희석 된 혈액의 총 부피는 시험관 최대 용량의 3/4를 초과해서는 안됩니다. - 1,800 x g,4 °C에서 30 분 동안 원심 분리기. 층 사이의 계면에서 밴드를 새로운 튜브로 옮긴다. 1,800 x g,4 °C에서 6 분 동안 2 mL의 PBS 및 원심 분리기를 추가하십시오. 펠릿에는 MPC가 포함됩니다.
- 펠릿을 여러 번 씻으십시오. 이전 용액을 흡인하고 신선한 PBS에서 세포 펠릿을 부드럽게 다시 놓습니다. 후속 세차의 경우, 1,800 x g,4 °C에서 원심 분리기를 2 분 동안. 6x 과정을 반복하십시오.
- PBS의 1 mL에 있는 세포 펠릿을 다시 중단하십시오. 세포 현탁액의 20 μL을 0.4% 트라이판 블루와 혼합하고 1:1(v/v)로 희석하였다. 혈세포계에 한 방울을 바르고 가벼운 현미경으로 얼룩지지 않은 세포를 계산합니다.
- MpC 결정을 진행합니다. 라벨 5 mL 유세포 분석 튜브 및 알리쿼트 아웃 1 x 10 튜브 당6 세포. 상응하는 이소타입-매칭 대조군 항체를 준비한다. 1,800 x g,4 °C에서 6 분 동안 원심 분리기를 폐기하고 상급체를 폐기한다.
- 1x PBS (pH = 7.4), 2 mMM에 의해서인에이페디아미네테트라아세트산(EDTA), 0.05% 소 혈청 알부민(BSA)으로 구성된 항체 인큐베이션 용액의 100 μL에서 희석된 1차 항체를 첨가한다. 10 초 동안 다시 중단하고 4 °C에서 20 분 동안 배양하고 빛으로 보호합니다. 프로토콜은 PBS에서 4% 파라포름알데히드에 림프구를 고정하고 4°C에서 최대 24시간까지 샘플을 저장함으로써 이 단계에서 일시 중지될 수 있다.
참고: 본 프로토콜에 사용된 1차 항체의 최종 농도는 CD45 1:50, CD34 1:20, KDR 1:50, CD184 1:20, CD133 1:50이었다. - 1,800 x g,4 °C에서 2 분 동안 원심 분리기를 폐기하고 상급체를 폐기한다. 1x PBS(pH = 7.4), 2 mM EDTA의 500 μL에서 다시 일시 중단합니다.
- 유세포 분석 수행. 이색성 일치 대조항체를 사용하여 배경 염색을 설정합니다. 그런 다음 FSC/SSC 플롯에서 확산되는 림프구를 선택하여 잔류 과립구, 세포 파편 및 플롯에서 일반적으로 왼쪽 에 있는 다른 입자를 배제합니다. 이러한 분포는 100 %로 간주됩니다.
- 일반적인 면역 표현형 CD45+ 및 CD34+와세포의 높은 수를 포함하는 게이트를 사용합니다. 이중 양성 면역 체형의 경우 이전에 식별 된 게이트를 사용하여 CD45+, CD34++ KDR (VEGFR-2)+ + CD133+또는 CD184+를추가하십시오. 특정 셀 표면 마커로 MPC 하위 모집단을 식별합니다. 게이트된 이벤트의 백분율로 보고합니다.
- MpC의 주요 하위 채우기를 식별합니다. 본 연구에서 주요 면역표현형은 CD45+ CD34+CD133+ , CD45+CD34+CD184+CD184+CD184+, CD45+CD34+KDR+CD133+ 및 CD45+CD44 + CD44 +
참고: 사용된 세포 표면 마커는 CD45 (림프구), CD34 (내피 및 / 또는 혈관 세포), KDR (VEGFR-2, 내피 세포의 막 마커), CD133 (내피 전구 세포), 및 CD184 (조혈 줄기 세포 및 내피 세포)였다.
3. 플라즈마 수용성 바이오마커의 결정
- 효소 연계 면역흡착 분석(ELISA)을 사용하여 SICAM-1 및 MMP-9의 농도를 결정합니다(도3,위행).
- 혈액 샘플을 3,000 x g,실온에서 5 분 동안 원심 분리하고 플라즈마를 수집합니다.
- 표준, 샘플 튜브 및 제어 튜브에 라벨을 지정합니다. ELISA 키트에 제공된 세척 버퍼로 2x세척하여 분석판에 미리 코팅된 웰을 평형화한다.
- 표준, 샘플 및 컨트롤을 웰로 전송합니다. 90 분 동안 37 °C에서 밀봉하고 배양하십시오.
참고: 우물을 완전히 말리지 마십시오. - 내용물 버려서 비오틴 검출 항체를 추가한다. 밀봉 및 60 분 동안 37 °C에서 배양.
- 내용물의 것을 버리고 3 x를 씻으십시오. 플라크를 밀봉하고 스트렙타비딘 작업 용액으로 순차적으로 인큐베이션한 다음 37°C에서 테트라메틸벤지딘 기판을 30분 동안 가볍게 보호합니다. 배양 사이에 3x를 씻으소서. 색상이 발생하면 정지 용액을 추가하고 마이크로 플레이트 ELISA 리더에서 광학 밀도 흡광도를 읽습니다.
- 면역-자기 다중화 분석기를 사용하여 종양 괴사 인자 알파(TNFα) 및 인터류키친 1 베타(IL-1β)의 농도를 결정한다(도3,하부 행).
- 표준, 샘플 튜브 및 제어 튜브에 라벨을 지정합니다.
- 30s. 비드 현탁액을 적당한 크기의 튜브로 옮은 다음 멀티플렉싱 분석 판의 우물로 자성 비드 바이알을 소용돌이치게 한다. 주기적인 소용돌이는 구슬의 침전을 피합니다.
- 핸드헬드 마그네틱 플레이트 와셔를 단단히 삽입합니다. 구슬이 각 우물의 바닥에 축적될 때까지 2분 간 기다렸다가 싱크대 나 폐용기 위에 휴대용 자기 판 와셔와 플레이트 어셈블리를 빠르게 반전시다. 우물 내부의 구슬을 유지하기 위해 휴대용 자기 플레이트 와셔를 사용하는 것을 기억하십시오.
- 각 우물에 150 μL의 세척 버퍼를 추가하고 구슬이 바닥에 축적 될 수 있도록 30 s를 기다립니다. 3.2.3단계에서와 같이 내용을 폐기하십시오. 그런 다음 25 μL의 범용 분석 버퍼(키트에 제공)를 추가하고 준비된 표준, 샘플 및 제어의 25 μL을 추가합니다.
- 접시를 밀봉하고 500 rpm에서 일정한 흔들림으로, 빛보호, 실온에서 적어도 60 분 동안 배양. 양자택일로, 4°C에서 밤새 배양하고, 빛으로 보호되고, 가능하면 500 rpm에서 일정한 흔들림을 갖는다.
- 세척 버퍼 150 μL을 추가하여 2x세척하고 30s를 기다립니다. 2분 정도 기다렸다가 싱크대 나 폐통을 뒤집습니다.
- 검출 항체 혼합물 25 μL로 순차적으로 인큐베이션하고 실온에서 스트렙타비딘-PE 용액 25 μL을 30 분 동안 밀봉하고 500 rpm에서 일정한 흔들림으로 밀봉하고 빛으로 보호합니다. 3.2.6 단계에서 설명한 바와 같이 인큐베이션 사이에 2x를 세척합니다.
- 판독값을 가져옵니다. 읽기 버퍼의 120 μL을 추가합니다. 접시를 밀봉하고 500rpm에서 일정한 흔들림으로 가벼운 보호, 실온에서 5 분 배양. 멀티플렉싱 분석 리더에서 읽기를 실행합니다. 각 측정값에 따라 판독 매개변수를 조정합니다.
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Representative Results
관상동맥, 정맥부비동 및 말초혈액을 52명의 환자로부터 채취하여 관상동맥혈관조영술을 시행하였다(도1)와고혈압 및 이상지질혈증의 높은 유병률을 보였다. 임상 후속 조치에서 11명(21.1%)이 MACEs는 관상 동맥 혈관 조영술 후 6 개월 발생 : 죽음 (n = 1), 병원 출석을 필요로하는 협심증 (n = 6), 심근 경색 (n = 2), 및 / 또는 심부전의 증거 (n = 4).
대부분의 MFC의 기준관 상동맥 농도는 MPC 하위 집단 CD34+CD133+ 및 CD45+CD133+CD133+CD184+에서더 큰 감소와 함께 MACEs(그림 4)를개발한 환자에서 현저히 낮았다. 마찬가지로, MACEs를 개발한 환자는 관상 동맥 량의 sICAM-1 및 하부 MMP-9(표1)에서증가된 기준선을 가졌다.
관상 동맥 MFC(하위 모집단 CD45+CD34+CD133+ 및 CD45+CD34+CD133+CD184+) 및 sICAM-1 (그들의 중앙값에 의해 이분화) MACE-무생존을 위한 예후 능력을 입증하였다(그림5).
우리는 관상 동맥 혈액 결정에 관하여 아주 작은 정보가 있기 때문에, 다른 조건의 밑에 수용성 biomarkers의 역학을 더 특징으로 했습니다. 종양 괴사 인자 알파(TNFα)의 발현은 혈관내 초음파를 사용하여 동일한 관상동맥에서 상이한 루멘 영역의 비교에 기초하여 측정 시간(사전 또는 후 혈관성형술) 및 관상동맥 샘플링의 위치에 따른 변이를보였다(도 6).
그림 1: 관상 동맥 혈관 조영술 및 혈액 수집. 이미지는 혈역학 실에서 형광 투시경 가이드하에 수행 된 방사형 접근법을 사용하여 심장 카테터 삽입을 보여줍니다. 심장학 전문가는 혈관 조영술 도중 관상 동맥 혈관을 평가하고 풍선 혈관 성형술 직전에 심혼 카테터를 통해 아테로마 플라크 및/또는 부비동 혈액에 가장 가까운 위치에서 관상 동맥 혈액을 수집합니다. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.
그림 2: 유세포측정에 의한 혈액 샘플 제제 및 MPC 측정. (A)혈액 원심 분리 후 밀도 구배 (파란색 화살표 = 림프구 밴드). (B)림프구 단계의 수집. (C)1x PBS로 바헤입니다. (D)원심분리. (E)시험관 바닥에 펠릿 형성. (F)노이바우어 셀 서스펜션 하중. (G)가벼운 현미경을 사용하여 림프구 세포 카운트. (H)유세포분석으로 세포 소집단의 측정. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.
도 3: 혈액 수용성 매개체를 결정하는 면역분석. 위행: 효소 연결 면역 흡착 분석 (ELISA). 이미지는 맵 샘플(노트북)으로부터의 정보가 시료 제조, 항체 배양 및 세차 후 판독을 시작하기 위해 소프트웨어로 전송된 방법을 보여줍니다. 또한 표준 우물 (플라크의 왼쪽 열) 또는 테스트 샘플 (플라크의 오른쪽 열)에서 노란색 색상 개발을 보여줍니다. 하부 행: 면역 자기 멀티플렉싱 분석. 시료 제제 후, 자기 비드-항체 배양 및 세차, 샘플 정보를 적절한 면역 자기 다중 분석 시스템 판독기 소프트웨어로 전송하고, 전형적인 표준 곡선이 화면에 도시된다. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.
그림 4: 관상 동맥 순환 단핵 전구 세포 (MPC). 이 그림은 기준 %MpC 하위 채우기를 보여 주며, (A)유세포분석의 대표적인 판독값. (B)유세포분석이 있는 %MpC 하위 모집단의 정량화, MACEs(*) = p< 0.05의 현저한 차이에 따라 플롯된다. 이 그림은 수아레스 쿠엔카 외10에서수정되었습니다. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.
그림 5: 관상 동맥 순환 세포 (MPC), 수용성 바이오 마커 및 예후. 이 수치는 ELISA에 의해 결정된 sICAM-1의 혈장 농도및(B)혈장 농도에 의해 결정된(A)%Mpcs 소집단의 기준선 관상 동맥 혈액량을 나타내며, 둘 다 6개월 의 후속 조치 동안 MACE의 프리젠테이션에 따라 플롯된다. 파란색 선은 낮은 %MpCs 또는 더 높은 sICAM-1과 같은 각 바이오마커에 대한 위험 값을 가진 개인의 수를 나타냅니다. sICAM-1 = 수용성 세포 간 접착 분자 1. 이 그림은 수아레스 쿠엔카, 외10에서수정되었습니다. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.
그림 6: 관상 동맥 순환 수용성 바이오마커의 가변성을 결정하는 조건. 이 그림은 종양 괴사 인자 알파 (TNFα)의 관내 농도의 변화를 측정 시간(A: 사전 혈관 성형술 또는 B: 혈관 성형술 후)뿐만 아니라 관상 동맥 샘플링의 위치 (3.5 mm 컷오프에서 두 개의 관상 루멘 직경 사이의 비교, 인트라 바스 혈관 초음파에 의해 측정됨)를 보여줍니다. (*) = p< 0.05 바이오마커의 차이는 사전- 대 혈관 성형술, 관상 동맥 루멘 직경의 위치에서 샘플링의 차이 ≤3.5 mm 대 >3.5 mm. 이 그림은 수아레스 쿠엔카 외11에서수정되었습니다. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.
표 1: 기준선 혈액 수용성 바이오마커. (*)는 관상 동맥 혈액과 말초 순환에서 p&0.05 차이 바이오마커를 나타낸다. (**)는 메이스와 MACEs가 없는 p< 0.05를 나타냅니다. 한쪽 꼬리 독립적 인 T 테스트. 약어: sICAM-1 = 수용성 세포간 접착 분자 1; IL-1β=인터류퀸 1 베타; MMP-9 = 매트릭스 메탈로프로테이나제 9.
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Discussion
영향 받은 관상 동맥에서 혈액 수집은 어려울 지도 모릅니다. 때로는 관상 동맥에 거의 접근 할 수 없습니다. 이 경우 정맥 부비동에서 샘플링하는 것이 대안이 될 수 있습니다. 우리는 관상 동맥에 있는 순환 biomarkers 대 정맥 부비동에 있는 비교하는 유효성 검사 시험을, 유의한 다름 없이 수행했습니다. 그러나, 순환 바이오마커의 성능은 관상 동맥 샘플링에 대해서만 검증되었다. 따라서 정맥 부비동으로부터 얻은 바이오마커의 성능은 아직 탐구되어야 합니다.
혈액 수집 후 처음 3 시간 이내에 MpC에 대한 샘플을 처리하는 것이 가장 좋습니다. 따라서 심장학 팀과 실험실 연구자 간에 좋은 의사 소통을 확립해야합니다. MPC 격리 동안, MPC 펠릿을 세척할 때 밀도 구배 준비 중에 혈액 샘플을 증착할 때 주의를 기울여야 합니다. 마지막으로, 편의를 위해, 우리는 항상 세포 분석 튜브로 세포를 전송하고, 1 차 항체를 추가하고, 세포를 4 °C에서 밤새 고정 및 저장하고, 다음 날 읽는 유세포 측정을 수행합니다. 순환 MPC의 바이오마커 역할에 관하여, 전구세포(12)사이에서 가장 임상적으로 유용한 면역표현형을 표준화하기 위한 중요한 노력이 취해졌지만, 연구의 한 가지 제한은 순환 하는 전구 세포의 특정 소집단이 CAD 또는 다른 혈관 질환 내의 모든 임상 시나리오에 대해 완전히 특성화되지 않았다는 사실일 수 있다. 그러므로, 다른 순환 선조 세포 소집단은 각 연구 결과에서 탐구되어야 합니다.
수용성 마커의 결정 동안 ELISA 및 멀티플렉싱 어십시오 에 대한 몇 가지 일반적인 권장 사항은 다중 채널 파이펫의 사용을 포함, 측면 벽을 건드리지 않고 각 웰의 바닥에 용액을 증착, 및 건조를 피하기 분석 하는 동안 우물. 항상 플레이트의 샘플 분포, 특히 다중화 분석의 경우 일정한 소용돌이에 의한 자기 비드의 침전을 피하십시오. 또한, 우물 내부의 자기 구슬을 유지하기 위해 휴대용 자기 플레이트 와셔에 바닥 판을 삽입해야합니다, 그렇지 않으면 샘플은 세척 중에 손실됩니다.
우리는 관상 동맥 순환 MPC, 주로 조혈 기원에서 그뿐만 아니라 sICAM-1 및 MMP-9, MACEs의 예측 및 예후를위한 뛰어난 바이오 마커이었다는 것을 발견했다. 이는 염증 반응 및/또는 혈관 손상 중재자가 MPC 동원 및 모집을 위한 호밍 신호를 자극하여 국소 조직 수리를 촉진한다는 개념과 일치합니다4. 따라서, 우리는 몇몇 조정에서 이 biomarkers에 있는 변이를 찾아냈습니다. 관상 시술및/또는 관상동맥 샘플링의 위치와 관련된 변화는 혈관성형술 동안 아테로마 플라크에 미치는 영향, 플라크의 크기 및 관상동맥 유동내의 플라크 내에서 분리된 수용성 매개체의 방출에 의해 설명될 수 있다11. 증가된 IL-1β는 플라크 및 임상 합병증13의개발에 지속적으로 관여되어 왔다.
우리의 지식에, 이것은 관상 동맥 순환 MPC및 혈관 상해의 가용성 중재자의 역할을 미래로 평가하는 첫번째 연구 결과이고, 관상 동맥 혈관 성형술에 제출된 CAD를 가진 인구에 있는 예후 biomarkers로 수리, 포함하 혈관 성형술과 관련된 변화의 특성, 관상 동맥 샘플링의 위치 및 관상 동맥 과 주변 샘플링의 비교. 우리는 관상 동맥 조영술을 수행하는 모든 병원에서 이 방법을 쉽게 확립 할 수 있다고 생각합니다. 그러나, 한 가지 제한은 우리가 응급실 에서 풀어 놓인 만성 안정한 협심증을 가진 환자에 주로 이 방법론을 적용했다는 것입니다.
CAD의 MACEs 예측 또는 예후에 사용되는 현재의 전통적인 방법은 적당한 예측 능력을 가지고 있습니다. CAD 및 혈관 성형술 후에 발생하는 수리 및 재생을 담당하는 병리생리학 메커니즘을 기반으로 새로운 바이오마커를 찾는 데 관심이 증가하고 있습니다. 이러한 바이오마커는 전통적인 방법3,4,5,14,15에비해 유사하거나 더 나은 예측 성능을 보였다. 따라서, 우리는 MACEs에 대한 위험을 예측관상 순환 MPC 및 수용성 중재자의 역할은 미래의 미래 연구에서 더 탐구 될 것이라고 생각합니다.
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Disclosures
저자는 공개 할 것이 없다.
Acknowledgments
저자는 기관 프로그램 E015의 지원에 감사드립니다; 및 폰도 섹터 FOSSIS-CONACYT, SALUD-2014-1-233947.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| BSA | Roche | 10735086001 | Bovine Serum Albumin (BSA) as a buffering agent, stabilizer, standard and for blending. |
| Calibration Beads | Miltenyi Biotec / MACS | #130-093-607 | MACQuant calibration beads are supplied in aqueous solution containing 0.05% sodium azide. 3.5 ml for up to 100 tests |
| CD133/1 (AC133)-PE | Milteny Biotec / MACS | #130-080-801 | Antibody conjugated to R-Phycoerythrin in PBS/EDTA buffer |
| CD184 (CXCR4)-PE-VIO770 | Miltenyi Biotec / MACS | #130-103-798 | Monoclonal, Isotype recombinant human IgG1, conjugated |
| CD309 (VEGFR-2/KDR)-APC | Miltenyi Biotec / MACS | #130-093-601 | Antibody conjugated to R-Phycoerythrin in PBS/EDTA buffer |
| CD34-FITC | Miltenyi Biotec / MACS | #130-081-001 | The monoclonal antibody clone AC136 detecs a class III epitope of the CD34 |
| CD45- VioBlue | Miltenyi Biotec / MACS | #130-092-880 | Monoclonal CD45 Antibody, human conjugated |
| Conical Tubes | Thermo SCIENTIFIC | #339651 | 15ml conical centrifuge tubes |
| Cytometry Tubes | FALCON Corning Brand | #352052 | 5 mL Polystyrene Round-Bottom Tube. 12x75 style. Sterile. |
| EDTA | BIO-RAD | #161-0729 | Heavy metals, (as Pb) <10ppm, Fe <0.01%, As <1ppm, Insolubles <0.005% |
| Improved Neubauer | Without brand | Without catalog number | Hemocytometer for cell counting. (range 0.1000mm, 0.0025mm2) |
| K2 EDTA Blood Collection Tubes | BD Vacutainer | #367863 | Lilac plastic vacutainer tube (K2E) 10.8mg, 6 mL. |
| Lymphoprep | Stemcell Technologies | 01-63-12-002-A | Sterile and checked on the presence of endotoxins. Density: 1.077±0.001g/mL |
| Paraformaldehyde | SIGMA-ALDRICH | #SZBF0920V | Fixation of biological samples, (powder, 95%) |
| Pipette Transfer 1,3mL | CRM Globe | PF1016, PF1015 | The transfer pipette is a tool that facilitates liquid transfer with greater accuracy. |
| Test Tubes | KIMBLE CHASE | 45060 13100 | Heat-resistant test tubes. SIZE/CAP 13 x 100 mm |
References
- Cassar, A., Holmes, D. R. Jr, Rihal, C. S., Gersh, B. J. Chronic coronary artery disease: diagnosis and management. Mayo Clinic Proceedings. 84 (12), 1130-1146 (2009).
- Regueiro, A., et al. Mobilization of endothelial progenitor cells in acute cardiovascular events in the PROCELL study: time-course after acute myocardial infarction and stroke. Journal of Molecular and Cellular Cardiology. 80, 146-155 (2015).
- Sen, S., McDonald, S. P., Coates, P. T., Bonder, C. S. Endothelial progenitor cells: novel biomarker and promising cell therapy for cardiovascular disease. Clinical Science (Lond). 120 (7), 263-283 (2011).
- Samman Tahhan, A., et al. Progenitor Cells and Clinical Outcomes in Patients With Acute Coronary Syndromes. Circulation Research. 122 (11), 1565-1575 (2018).
- Tomulić, V., Gobić, D., Lulić, D., Židan, D., Zaputović, L. Soluble adhesion molecules in patients with acute coronary syndrome after percutaneous coronary intervention with drug-coated balloon, drug-eluting stent or bare metal stent. Medical Hypotheses. 95, 20-23 (2016).
- Jaumdally, R., Varma, C., Macfadyen, R. J., Lip, G. Y. Coronary sinus blood sampling: an insight into local cardiac pathophysiology and treatment? European Heart Journal. 28 (8), 929-940 (2007).
- Kremastinos, D. T., et al. Intracoronary cyclic-GMP and cyclic-AMP during percutaneous transluminal coronary angioplasty. International Journal of Cardiology. 53 (3), 227-232 (1996).
- Karube, N., et al. Measurement of cytokine levels by coronary sinus blood sampling during cardiac surgery with cardiopulmonary bypass. American Society for Artificial Internal Organs Journal. 42 (5), M787-M791 (1996).
- Truong, Q. A., et al. Coronary sinus biomarker sampling compared to peripheral venous blood for predicting outcomes in patients with severe heart failure undergoing cardiac resynchronization therapy: the BIOCRT study. Heart Rhythm. 11 (12), 2167-2175 (2014).
- Suárez-Cuenca, J. A., et al. Coronary circulating mononuclear progenitor cells and soluble biomarkers in the cardiovascular prognosis after coronary angioplasty. Journal of Cellular and Molecular Medicine. 23 (7), 4844-4849 (2019).
- Suárez-Cuenca, J. A., et al. Relation of Coronary Artery Lumen with Baseline, Post-angioplasty Coronary Circulating Pro-Inflammatory Cytokines in Patients with Coronary Artery Disease. Angiology Open Access. 7, 01 (2019).
- Schmidt-Lucke, C., et al. Quantification of circulating endothelial progenitor cells using the modified ISHAGE protocol. PLoS One. 5 (1), e13790 (2010).
- Moyer, C. F., Sajuthi, D., Tulli, H., Williams, J. K. Synthesis of IL-1 alpha and IL-1 beta by arterial cells in atherosclerosis. American Journal of Pathology. 138 (4), 951-960 (1991).
- Morales-Portano, J. D., et al. Echocardiographic measurements of epicardial adipose tissue and comparative ability to predict adverse cardiovascular outcomes in patients with coronary artery disease. International Journal of Cardiovascular Imaging. 34 (9), 1429-1437 (2018).
- Huang, X., et al. Endothelial progenitor cells correlated with oxidative stress after mild traumatic brain injury. Yonsei Medical Journal. 58 (5), 1012-1017 (2017).
