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Medicine

猪心室颤动和高级心脏生命支持标准化模型

doi: 10.3791/60707 Published: January 30, 2020

Summary

心肺复苏和除颤是心室颤动引起的心脏骤停期间唯一有效的治疗方案。该模型提出了在猪模型中诱导、评估和治疗这种生理状态的标准化方案,从而提供了一种临床方法,为数据收集和分析提供了各种机会。

Abstract

心脏骤停后心肺复苏,与心脏骤停无关,是医院以及临床前经常遇到的医疗紧急情况。人体的前瞻性随机试验难以设计,在伦理上模棱两可,导致缺乏循证疗法。本报告中提出的模型代表了心脏骤停、心室颤动的最常见原因之一,在大型动物模型中的标准化环境中。这允许在临床准确条件下进行可重复的观察和各种治疗干预,从而有助于生成更好的证据,并最终改善医疗治疗的潜力。

Introduction

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心脏骤停和心肺复苏(CPR)是医院病房中经常遇到的医疗紧急情况,以及临床前急诊提供者方案1,2。虽然已经作出广泛的努力来描述这种情况的最佳治疗3,4,5,6,国际准则和专家建议(例如,ERC和ILCOR)通常依靠低级证据,由于缺乏前瞻性的随机试验3,4,5,7,8,9。这在一定程度上是由于在人体试验10中关于随机复苏协议的明显伦理保留。然而,这也可能指向在面对威胁生命和压力的情况11,12时缺乏严格的协议遵守。本报告提出的协议旨在提供一个标准化的临床复苏模型,在无需人体受试者的情况下,生成有价值的前瞻性数据,同时尽可能有效和准确。它遵循共同的复苏指南,易于应用,使研究能够在关键但有控制的环境中检查和描述各个方面和干预措施。这将导致 1) 更好地了解心脏骤停和心室颤动背后的病理机制,2) 高质量的证据,以优化治疗方案和提高存活率。

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Protocol

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这一议定书的实验得到了国家和机构动物照料委员会的批准(德国科布伦茨州兰登苏松桑特莱茵兰-普法尔茨;主席:西尔维亚·艾施-沃尔夫博士;批准号。G16-1-042)。实验是按照《到达指南》进行的。七只麻醉雄猪(susscrofa家猪),平均体重为30~2公斤,年龄为12-16周。

1. 麻醉、插管和机械通风13、14

  1. 尽可能长时间地保持动物的正常环境,以尽量减少压力。在预定实验前6小时扣留食物,以降低吸入风险,但不拒绝取水。
  2. 在颈部或臀部肌肉中结合注射氯胺酮(4毫克/千克)和阿扎珀酮(8毫克/千克)的猪,用针(20G)进行肌肉注射。让动物不受干扰,直到镇定(15-20分钟)。
    注意:处理动物时,手套是绝对必要的。
  3. 将镇静动物运送到实验室。运输时间不应超过有效镇水时间(此处为 30-60 分钟)。
  4. 用传感器夹在尾部或耳朵上监测周围氧饱和度 (SpO2)。
  5. 在将周围静脉导管(20 G)插入耳静脉之前,用酒精消毒剂对皮肤进行消毒。喷洒区域,擦拭 1 次,再次喷洒,让消毒剂干燥。
  6. 通过静脉注射芬太尼(4微克/千克)进行麻醉。静脉注射异丙酚(3毫克/千克)诱导麻醉
  7. 用真空床垫将猪放在担架上,然后用绷带固定。通过静脉注射肌松弛剂(0.5毫克/千克)应用肌肉松弛剂
  8. 使用狗通风面罩(尺寸 2)直接启动非侵入性通风。通气参数如下:FiO2(吸气氧分量)= 100%,呼吸速率 = 18-20 次呼吸/分钟,呼吸峰值压力 = <20 cmH2 0,PEEP(正端呼气压力) = 5 cmH20。
  9. 通过连续输注芬太尼(0.1-0.2毫克千克-1小时-1)和异丙酚(8-12毫克公斤-1 h-1)维持麻醉。开始连续注入平衡电解质溶液(5 mL kg-1 h-1)。
  10. 使用公共内切管(ID 6-7)和引体通过插管固定气道。使用带有 Macintosh 刀片(尺寸 4)的常用喉镜。这一步需要两个人。
    1. 确保一个人用一块纸巾把舌头固定在室外,用另一只手打开鼻嘴。
      1. 确保第二个人对猪喉进行喉镜检查。当猪皮出现在视野中时,在腹中移动喉镜。应该抬起声带,声带是可见的。
        注:如果肾上腺不向心室移动,它会粘附在柔软的古丁,并可以通过管的尖端进行动员。
  11. 小心地通过声带移动管子。
    注: 气管最窄的点不在声带水平上,而是下形。如果无法插入管,请尝试顺时针旋转管或使用较小的管子。
  12. 将引推器从管子中拉出。使用 10 mL 注射器用 10 mL 的空气堵住袖口。使用袖口管理器(30 cmH2O)控制袖口压力。
  13. 使用通风机连接管后开始机械通风(PEEP = 5 cmH2O,潮汐体积 = 8 mL/kg,FiO2 = 0.4,I:E [灵感到过期比率] = 1:2,呼吸速率 = 可变,以实现 <6 kPa 的端潮 CO2,通常为 20-30/分钟)。通过断层扫描定期和定期呼出二氧化碳,确保管位置正确。
  14. 通过听气检查双面通风。
    注:如果管子放置不正确,充满空气的胃会迅速通过腹壁形成清晰可见的凸起。在这种情况下,需要立即更换管子并插入胃管。如果插管不成功,请切换回掩膜通风,并尝试较小的管子或更好的鼻塞定位。
  15. 将胃管放入胃中,避免与两人发生反流和呕吐。
    1. 用一块纸巾固定舌头,用另一只手打开鼻塞。
      1. 确保第二个人对猪喉进行喉镜检查,然后可视化食道。用马吉尔的钳子将胃管推入食道内,直到胃液排出。
        注:可视化可能比较困难。在这种情况下,用喉镜口提起管子以打开食道。

2. 仪器仪表

  1. 使用绷带拉回后腿,使股体区域的褶皱平滑,以便血管催化。
  2. 准备以下材料:注射器(5 mL、10 mL 和 50 mL)、塞尔丁格针、引入器护套(6 Fr、8 Fr、8 Fr)、护套导丝、带三个端口(7 Fr,30 厘米)的中央静脉导管(7 Fr,30 厘米),心脏输出监视器(材料表)和导管(5 Fr,20 厘米)。
  3. 消毒内脏区域(参见步骤 1.6)。重复此过程 2 倍。
  4. 用盐水溶液填充所有导管。在超声波探头上涂抹超声波凝胶。用无菌的防风窗帘盖住内脏区域。
  5. 用超声波扫描右股骨血管,并使用多普勒技术识别动脉和静脉15。轴向可视化右股动脉。通过旋转探头 90°,切换到艺术的纵向视图。
  6. 用 5 mL 注射器在永久吸入下用 Seldinger 针头在超声波可视化下刺穿右股动脉。
    注:我们认为,超声引导塞尔丁格的技术与其他血管访问方法相比,与失血和组织创伤显著减少有关。
  7. 通过观察鲜红色脉动血液,确认所需的针位置。断开注射器,快速将导丝插入右股动脉。
  8. 可视化右股骨静脉的纵轴。使用 5 mL 注射器将 Seldinger 针头插入永久吸入器下。吸出任何深红色非脉动静脉血。
    注:如果无法目视确认针头在不同血管中的正确位置,请采集血液样本并分析血气含量。高氧水平是动脉血液的良好迹象,而低氧饱和度表示静脉注射位置。
  9. 断开注射器后,将中央静脉导管的导丝插入右股骨静脉。收回塞尔丁格针。
  10. 使用超声波可视化两个右血管,以控制正确的导线位置。将动脉引入器护套 (6 Fr) 推入右侧动脉,用血吸入固定位置。
    注意:将护套穿过皮肤可能很困难。沿着导线执行小切口,以利于更好地放置,这很有帮助。
  11. 使用塞尔丁格的技术将中央静脉线定位到右股骨静脉中。吸出所有端口,用盐水溶液冲洗它们。
  12. 在左侧执行相同的程序,将塞尔丁格技术中的其他引入护套插入左股动脉(8 Fr)和股骨静脉(8 Fr)。
  13. 将右动脉导引护套和中央静脉导管与两个传感器系统连接,用于测量侵入性流体动力学。将两个传感器置于心脏水平。
  14. 将两个传感器的树道止动器打开到大气中,将系统校准为零。
    注:有必要避免系统中出现任何气泡和血迹,以生成合理的值。
  15. 切换所有输液,以保持麻醉从周围静脉到中央静脉线。在恢复15分钟后,取基线值(心脏动力学、肺气测量和其他输出;见第3节)。
  16. 启动心室颤动(见第4节)。

3. 脉冲轮廓心脏输出

  1. 将透孔式热稀释导管插入右动脉导管护套。
    注:在临床医学中,热稀释导管由塞尔丁格的技术直接放置。但是,通过引入护套放置也是可行的。在建议的协议中,护套被放置在一个标准化的血管访问,以在不同实验的仪器中实现最大的灵活性。
  2. 将导管与心脏监测系统的动脉导线连接。使用心脏监护器端口直接切换动脉传感器,并按照步骤 2.14 中所述重新校准。将心脏监测系统的静脉测量单元与左静脉引入器护套连接。
    注:必须尽可能分开连接静脉探头和动脉探头;否则,测量将受到干扰,因为将冷水注入静脉系统会影响动脉测量。关于PiCCO2的更多详细信息已经提供了之前16。
  3. 打开心脏监测系统。确认正在测量新患者。输入大小和重量。
  4. 将类别切换到成人。输入协议名称和 ID。单击"退出"。
  5. 将喷射音量设置为 10 mL。
    注: 所选注射溶液的体积可以在软件中更改。较高的体积使测量值更加有效。为了避免任何血液润滑效应,为这个实验选择了一个小体积。
  6. 输入中央静脉压力。
  7. 打开三向停止孔到大气。
  8. 单击进行系统校准。单击"退出"。
  9. 校准连续心脏输出测量。
    1. 单击TD(热稀释)。在10 mL注射器中制备温度为4°C的生理盐水溶液。单击"开始"。
    2. 快速、稳定地将10 mL的冷盐水溶液注射到静脉测量单元中。等待测量完成,系统请求重复。
    3. 重复上一步,直到完成三次测量。系统将计算所有参数的平均值。单击"退出"。
      注:校准完成后,测量将立即开始。虽然心肺复苏期间的心脏输出测量没有定期进行,但经过充分的校准,合理的结果已经能够得到确认。

4. 心室颤动和机械复苏

  1. 将除颤器贴片电极置于躯干的前后置位置。后电极应位于左中半胸上。
    注:使用剃须刀去除多余的头发和污垢,以促进最佳传导。
  2. 将电极连接到除颤器并建立心电图。
  3. 将猪固定在真空床垫内。放气床垫,以防止在心肺复苏过程中不必要的移动。控制四肢的固定。
  4. 根据制造商的建议,将胸部压缩装置(此处,LUCAS-2)放在胸部周围和真空床垫下。将压力垫调整到中位位置的胸尾的下三分之一。
  5. 打开胸部压缩装置("电源"按钮),将压力垫降至皮肤水平。将压缩频率设置为 100/min(如果协议中未另有定义)。按"暂停"按钮准备压缩设备进行胸部压缩。
  6. 通过 i.v. 护套将颤动/起搏导管插入左股骨静脉。
  7. 用 1-2 mL 的空气充气导管袖口。缓慢地进一步推膨胀的袖口,直到它被放置在右中庭旁边(通常约 50 厘米的距离)。
  8. 将导管电极连接到足够的示波器/功能发生器。根据所需值调整颤动参数(此处为频率在 50-200 Hz 之间的 13.8 V 电流)。
  9. 打开发电机并监控心电图变化。缓慢向前移动导管,直到心律失常在心律失常中检测到。
    注意:防止导管末端的单独电极接触人体皮肤或彼此接触,以防止短路和可能危及生命的情况。
  10. 仔细改变导管位置,直到检测到心室颤动。
    注:可能很难马上引起颤动。如果达到一个可以看到 ECG 效果的位置,则更改频率或反复打开和关闭发电机有时可能会有所帮助。
  11. 确认心室颤动后,关闭发电机,放气气球,并取出颤动导管。根据需要,保持有或没有通风的颤动。
  12. 通过按下压缩设备上的"播放"按钮启动机械胸部压缩。要中断胸部压缩,请按压缩设备上的"暂停"按钮。
  13. 分析心电图模式。如果心室颤动持续,准备除颤。
    1. 在除颤器菜单中输入手动模式。将能量调节到 200 J 双相。
    2. "加载"按钮。等待,直到声学信号打开,以指示已准备好的电击值。启动电击。
      注意:只有有经验的用户才能处理除颤器和颤动导管。如果有任何材料有故障或磨损的迹象,则不应启动冲击。电击的起落必须始终清楚地向房间里的每个人宣布,而发起除颤的人有责任确保没有人在释放电击之前接触动物或担架。
      注:这里,使用基于指南的复苏方案(即2分钟的胸部压缩,心电图评估,休克,2分钟胸部压缩,肾上腺素管理等)。有关详细信息,请参阅准则4
  14. 在自发循环 (ROSC) 返回的情况下,停止胸部压缩,继续通风,并根据需要广泛应用监测。
    注:麻醉药物在给药期间可能或可能不会在心肺复苏期间中断,具体取决于协议。如果镇定停止,应在确认的ROSC后重新启动输注。
  15. 建议采用目标导向的方法指导液体和儿茶酚胺管理以及标准化的呼吸和通风设置,以防止ROSC阶段的心肺恶化导致实验失败。

5. 实验结束和安乐死(就ROSC而言)

  1. 将0.5毫克芬太尼注射到中央静脉线。等待 5 分钟, 将 200 mg 异丙酚注射到中央静脉线中。
  2. 用40mmol氯化钾注射剂使动物安乐死。
  3. 根据需要执行器官摘除/固定或分析。

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Representative Results

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七头猪心脏骤停。四头猪在心肺复苏后自发循环的回归(57%)均值为 3 × 1 双相颤化。在整个实验中,健康且充分麻醉的猪应保持苏皮状态,没有颤抖和激动的迹象。平均动脉血压不应降到50毫米汞柱以下,然后开始颤动18。为了获得最佳结果,可以进行血气分析,并对所有值(包括温度)进行标准化。

如果放在正确的位置,起搏导管应开始影响心脏节律。这可能导致外腹、心动过速和各种形式的心室和心律失常。如果 1) 心电图读数显示心室颤动,2) 动脉线测量没有心脏输出或压力变化,则可以假定心脏骤停(图1)。如果这种状态在发电机关闭的情况下持续下去,颤动很可能不会再自发地消退

一旦胸部压缩开始,足够的心脏输出生成指示平均动脉压力30-50毫米汞柱。(图1)如果坚持复苏指南,肾上腺素(1毫克)的服用应在1分钟内导致血压大幅上升。

ROSC 通过呼气二氧化碳测量的急剧增加(通常在停止期间从 10-20 mmHg 增加到 45 mmHg 及以上)、心电图中的组织心律和相应的心脏输出(如动脉测量所示)得到证实。在ROSC之后通常观察到超卡巴尼亚和霍罗维茨指数(PaO2/FiO2)下降。重建受控的机械通风可导致重新补偿及稳定的呼吸状况(图2)。根据心脏骤停和胸部压迫开始之间的时间,ROSC 的 ROSC 速率可以预期为 50%-70%。

Figure 1
图 1:典型血液动力学值。A) 试验期间的心率监测(表示为具有标准偏差 [SD] 误差柱的平均值)。心率在心脏骤停(CA)时降至零,在心肺复苏期间根据胸部压缩装置的规格(此处为 100 bpm)进行标准化。心动过速在达到ROSC后经常出现,最初是肾上腺素给给和代谢酸中毒补偿的结果。值通常在 1-2 h (B) 期间正常化, 平均动脉内血压值.在心脏骤停 (CA) 时,压力不会降至 10-20 mmHg 以下,但会失去有效输出的所有迹象。在心肺复苏期间,特别是在血管压压器效应被登记之前,适当的胸部压缩通过30-50 mmHg之间的压力值指示。在ROSC后,去甲肾上腺素可能是必要的,以覆盖低血压间隔期间代谢再补偿。请点击此处查看此图的较大版本。

Figure 2
图2:复苏期间和术后缺氧和脱氧参数。A) CPR 期间和之后二氧化碳 (PaCO2)的动脉部分压力值(表示为具有标准偏差误差柱的平均值)。在基于指导的通风条件下,不应检测到显著差异。在ROSC之后直接增加CO2水平是预料之中的,但应在1小时(B)霍罗维茨指数的典型值(氧气的动脉部分压力[PaO2]/吸入氧分数[FiO2];描述为具有SD误差条的平均值)。在心肺复苏期间,氧合通常严重受损,但通常在前 2 小时完全恢复 ROSC 后。请点击此处查看此图的较大版本。

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Discussion

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关于猪模型麻醉的一些主要技术问题,我们小组13,14已经描述了。这些措施包括严格避免动物的压力和不必要的疼痛,在气道管理中可能出现的解剖问题,以及具体的人员要求19。

此外,超声导管插入的好处以前已经强调,并且仍然是在仪器仪表期间防止血管损伤的可取方法。然而,只有经过专业培训的用户才能使用这种技术来产生它的优势20。对于这个实验模型,必须强调,处理电变发生器以及除颤器只能由经过专门培训的人员或在其直接监督下处理。在进行此类试验时未能提供足够的专门知识可能导致严重伤害,并可能危及生命。

正确定位起搏导管和启动心室颤动可能很困难,可能需要重新插入导管或频率变化。重新定位或拆下导管时,应首先放气气球,以防止内伤以及导管本身损坏。如果使用频率变化,导管应放置在心肌附近,以检测心电图的变化,然后频率应根据制造商的说明缓慢更改。重要的是,胸部压缩装置必须正确定位,猪必须正确固定(如视频所示)。在心肺复苏期间重新定位可能是必要的,但往往导致复苏不足。尽管胸腔解剖学和骨骼结构与人类不同,但我们的研究表明,在胸骨的下三分之一位放置压缩装置,可以充分灌注生成和 ROSC 速率。

猪模型已经成功地用于危重护理研究几十年17,21,22,23。与人类相似的解剖和生理特性允许合理准确地推断患者对某些刺激或临床情况的反应。提出的复苏模型已在各种试验18,24,25,26中使用和修改。它提供了一个实验设置,能够评估指导有效性,因为(与啮齿动物的复苏模型相反)相等的胸部压缩间隔、血压阈值、血气值和除颤能量可用于ILCOR和ERC分别推荐的人类比较。这有利于国际可比和可理解的研究设计,从而产生更高的整体证据质量。该模型还允许充分评估药物效果,不仅在质量上,而且以剂量依赖的方式。

假设基于指导的复苏在除颤间隔之间间隔为2分钟,猪通常在前四次冲击或8-10分钟27分钟内达到ROSC。根据心脏骤停和胸部压迫开始之间的时间,ROSC 的 ROSC 速率可以预期为 50%-70%。如果无法达到可接受的 ROSC 速率或足够的血压值,则有可能在心肺复苏期间将血管加压素 (0.5 IU/kgBW) 添加到治疗方案中。在心肺复苏期间和直接后,肺气交换严重受损。这在很大程度上取决于胸部压缩期间使用的通气模式,并可能对末端器官损伤和炎症产生长期影响18,25,28。此外,代谢性酸中毒和眩晕心肌可导致持续低血压,特别是在ROSC之后的前1小时。这可以通过流体管理(20-30 mL/kgBW)和连续去甲肾上腺素输注来治疗。过量的酸中毒也可以用8.4%碳酸氢钠溶液进行治疗,最大为4 mL/kgBW。

该实验方案为复苏研究提供了一个标准化的设置,其中特定药物治疗的血液动力学效应、通气模式对ROSC速率的影响、终器官损伤和复苏后反应可以在各种情况下进行分析和评估。这将有助于进一步科学洞察心室颤动背后的病理生理学机制,并可能导致更有效的治疗方案。

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Disclosures

LUCAS-2器件由美国华盛顿州雷德蒙德的史莱克/物理控制公司无条件提供,用于实验研究目的。没有作者报告任何利益冲突。

Acknowledgments

作者要感谢达格玛·迪尔文斯基斯的出色技术支持。

Materials

Name Company Catalog Number Comments
1 M- Kaliumchlorid-Lösung 7,46% 20ml Fresenius, Kabi Deutschland GmbH potassium chloride
Arterenol 1mg/ml 25 ml Sanofi- Aventis, Seutschland GmbH norepinephrine
Atracurium Hikma 50mg/5ml Hikma Pharma GmbH, Martinsried atracurium
BD Discardit II Spritze 2,5,10,20 ml Becton Dickinson S.A. Carretera Mequinenza Fraga, Spain syringe
BD Luer Connecta Becton Dickinson Infusion Therapy AB Helsingborg, Schweden 3-way-stopcock
BD Microlance 3 20 G Becton Dickinson S.A. Carretera Mequinenza Fraga, Spain canula
CorPatch Easy Electrodes CorPuls, Kaufering, Germany defibrillator electrodes
Corpuls 3 Corpuls, Kaufering, Germany defibrillator
Datex Ohmeda S5 GE Healthcare Finland Oy, Helsinki, Finland hemodynamic monitor
Engström Carestation GE Heathcare, Madison USA ventilator
Fentanyl-Janssen 0,05mg/ml Janssen-Cilag GmbH, Neuss fentanyl
Führungsstab, Durchmesser 4.3 Rüsch endotracheal tube introducer
Incetomat-line 150 cm Fresenius, Kabi Deutschland GmbH perfusorline
Ketamin-Hameln 50mg/ml Hameln Pharmaceuticals GmbH ketamine
laryngoscope Rüsch laryngoscope
logicath 7 Fr 3-lumen 30cm lang Smith- Medical Deutschland GmbH central venous catheter
LUCAS-2 Physio-Control/Stryker, Redmond, WA, USA chest compression device
Masimo Radical 7 Masimo Corporation Irvine, Ca 92618 USA periphereal oxygen saturation
Neofox Oxygen sensor 300 micron fiber Ocean optics Largo, FL USA ultrafast pO2-measurements
Ölsäure reinst Ph. Eur NF C18H34O2 M0282,47g/mol Dichte 0,9 Applichem GmbH Darmstadt, Deutschland oleic acid
Original Perfusor syringe 50ml Luer Lock B.Braun Melsungen AG, Germany perfusorsyringe
Osypka pace, 110 cm Osypka Medical GmbH, Rheinfelden-Herten, Germany Pacing/fibrillation catheter
PA-Katheter Swan Ganz 7,5 Fr 110cm Edwards Lifesciences LLC, Irvine CA, USA PAC
Percutaneous sheath introducer set 8,5 und 9 Fr, 10 cm with integral haemostasis valve/sideport Arrow international inc. Reading, PA, USA introducer sheath
Perfusor FM Braun B.Braun Melsungen AG, Germany syringe pump
Propofol 2% 20mg/ml (50ml flasks) Fresenius, Kabi Deutschland GmbH propofol
Radifocus Introducer II, 5-8 Fr Terumo Corporation Tokio, Japan introducer sheath
Rüschelit Super Safety Clear >ID 6/ 6,5 /7,0 mm Teleflex Medical Sdn. Bhd, Malaysia endotracheal tube
Seldinger Nadel mit Fixierflügel Smith- Medical Deutschland GmbH seldinger canula
Sonosite Micromaxx Ultrasoundsystem Sonosite Bothell, WA, USA ultrasound
Stainless Macintosh Größe 4 Welsch Allyn69604 blade for laryngoscope
Stresnil 40mg/ml Lilly Deutschland GmbH, Abteilung Elanco Animal Health azaperone
Vasofix Safety 22G-16G B.Braun Melsungen AG, Germany venous catheter
Voltcraft Model 8202 Voltcraft, Hirschau, Germany oscilloscope/function generator

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

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猪心室颤动和高级心脏生命支持标准化模型
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Ruemmler, R., Ziebart, A., Garcia-Bardon, A., Kamuf, J., Hartmann, E. K. Standardized Model of Ventricular Fibrillation and Advanced Cardiac Life Support in Swine. J. Vis. Exp. (155), e60707, doi:10.3791/60707 (2020).More

Ruemmler, R., Ziebart, A., Garcia-Bardon, A., Kamuf, J., Hartmann, E. K. Standardized Model of Ventricular Fibrillation and Advanced Cardiac Life Support in Swine. J. Vis. Exp. (155), e60707, doi:10.3791/60707 (2020).

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