Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
Click here for the English version

Medicine

Standardisert modell av ventrikulær fibrillasjon og avansert hjertelivsstøtte i svin

doi: 10.3791/60707 Published: January 30, 2020

Summary

Hjerte-lungeredning og defibrillering er de eneste effektive terapeutiske alternativene under hjertestans forårsaket av ventrikulær flimmer. Denne modellen presenterer et standardisert regime for å indusere, vurdere og behandle denne fysiologiske tilstanden i en svinemodell, og gir dermed en klinisk tilnærming med ulike muligheter for datainnsamling og analyse.

Abstract

Hjerte-lungeredning etter hjertestans, uavhengig av opprinnelsen, er en regelmessig møtt medisinsk nødsituasjon på sykehus samt prekliniske innstillinger. Potensielle randomiserte studier hos mennesker er vanskelige å designe og etisk tvetydige, noe som resulterer i mangel på evidensbaserte terapier. Modellen som presenteres i denne rapporten representerer en av de vanligste årsakene til hjertestans, ventrikulær flimmer, i en standardisert setting i en stor dyremodell. Dette gjør det mulig for reproduserbare observasjoner og ulike terapeutiske intervensjoner under klinisk nøyaktige forhold, og dermed legge til rette for generering av bedre bevis og til slutt potensialet for forbedret medisinsk behandling.

Introduction

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Hjertestans og hjerte- og kardiopulmonal gjenopplivning (HLR) oppstår regelmessig medisinske nødstilfeller i sykehusavdelinger samt prekliniske akuttleverandørscenarier1,2. Mens det har vært omfattende innsats for å karakterisere den optimale behandlingen for denne situasjonen3,4,5,6, internasjonale retningslinjer og ekspert anbefalinger (f.eks ERC og ILCOR) vanligvis stole på lavgradig bevis på grunn av mangel på potensielle randomiserte studier3,4,5,7,8,9. Dette skyldes blant annet åpenbare etiske reservasjoner angående randomiserte gjenopplivingsprotokoller i menneskelige forsøk10. Dette kan imidlertid også peke mot mangel på streng protokolloverholdelse når de konfronteres med en livstruende og stressende situasjon11,12. Protokollen som presenteres i denne rapporten tar sikte på å gi en standardisert gjenopplivingsmodell i en realistisk klinisk setting, som genererer verdifulle, potensielle data samtidig som de er så gyldige og nøyaktige som mulig uten behov for menneskelige forsøkspersoner. Den overholder vanlige retningslinjer for gjenoppliving, kan enkelt brukes, og gjør det mulig for undersøkelser å undersøke og karakterisere ulike aspekter og intervensjoner i en kritisk, men kontrollert setting. Dette vil føre til 1) en bedre forståelse av de patologiske mekanismene underliggende hjertestans og ventrikulær fibrillasjon og 2) høyere kvalitet bevis for å optimalisere behandlingsalternativer og øke overlevelsesraten.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Eksperimentene i denne protokollen ble godkjent av Statens og institusjonelle dyrevernkomité (Landesuntersuchungsamt Rheinland-Pfalz, Koblenz, Tyskland; Leder: Dr. Silvia Eisch-Wolf; godkjenningsnr. G16-1-042). Eksperimentene ble utført i samsvar med ARRIVE-retningslinjene. Syv bedøvede hanngriser (sus scrofa domestica) med en gjennomsnittsvekt på 30 ± 2 kg og 12-16 uker i alder ble inkludert i protokollen.

1. Anestesi, intubasjon og mekanisk ventilasjon13,14

  1. Vedlikehold dyr i sitt normale miljø så lenge som mulig for å minimere stress. Hold tilbake mat 6 timer før det planlagte eksperimentet for å redusere risikoen for aspirasjon, men ikke nekte vanntilgang.
  2. Sedate griser med en kombinert injeksjon av ketamin (4 mg/kg) og azaperon (8 mg/kg) i nakken eller gluteal muskel med en nål (20 G) for intramuskulær injeksjon. La dyrene være uforstyrret i stallen til sedasjonen setter inn (15-20 min).
    FORSIKTIG: Hansker er helt nødvendige ved håndtering av dyr.
  3. Transporter de bedøvede dyrene til laboratoriet. Transporttiden bør ikke overstige effektiv sedasjonstid (her, 30-60 min).
  4. Overvåk den perifere oksygenmetningen (SpO2) med en sensor klippet til halen eller øret.
  5. Desinfiser huden med et alkoholholdig desinfeksjonsmiddel før innsetting av et perifert venekateter (20 G) i en ørevene. Spray området, tørk 1x, spray igjen, og la desinfeksjonsmiddelet tørke.
  6. Administrer analgesi via intravenøs injeksjon av fentanyl (4 μg/kg). Indusere anestesi med intravenøs injeksjon av propofol (3 mg/kg)
  7. Plasser grisen i supine posisjon på en båre med en vakuummadrass og fest den med bandasjer. Påfør muskelavslappende via intravenøs injeksjon av atracurium (0,5 mg/kg)
  8. Start direkte ikke-invasiv ventilasjon med en hundeventilasjonsmaske (størrelse 2). Ventilasjonsparametrene er som følger: FiO2 (inspiratorisk oksygenfraksjon) = 100 %, respirasjonshastighet = 18-20 åndedrag/min, toppinspiratorisk trykk = <20 cmH20, PEEP (positivt utløpstrykk) = 5 cmH20.
  9. Oppretthold anestesi via kontinuerlig infusjon av fentanyl (0,1-0,2 mg kg-1 t-1)og propofol (8-12 mg kg-1 t-1). Start en kontinuerlig infusjon av balansert elektrolyttoppløsning (5 ml kg-1 t-1).
  10. Sikre luftveiene via intubasjon med et vanlig endotrakealrør (ID 6-7) og en innføringsleder. Bruk et vanlig strupeslag med et Macintosh-blad (størrelse 4). To personer er nødvendige for dette trinnet.
    1. Sørg for at en person fikser tungen utenfor med et stykke vev og åpner snuten med den andre hånden.
      1. Sørg for at den andre personen utfører en laryngoskopi av svinstrupestrupe. Når epiglottis kommer til syne, flytt laryngoskopet ventrally. Epiglottis bør løftes opp og stemmebåndene vil være synlige.
        MERK: Hvis epiglottis ikke beveger ventrally, vil den holde seg til den myke palatinen og kan mobiliseres av tuppen av røret.
  11. Flytt røret forsiktig gjennom stemmebåndene.
    MERK: Det smaleste punktet i luftrøret er ikke på nivået på stemmebåndene, men er subglottisk. Hvis rørinnsetting ikke er mulig, kan du prøve å rotere røret med klokken eller bruke et mindre rør.
  12. Trekk innføringsprogrammet ut av røret. Bruk en 10 ml sprøyte til å blokkere mansjetten med 10 ml luft. Kontroller mansjetttrykket med en mansjettbehandling (30 cmH2O).
  13. Start mekanisk ventilasjon etter rørtilkobling med en ventilator (PEEP = 5 cmH2O, tidevannsvolum = 8 ml/kg, FiO2 = 0,4, I:E [inspirasjon til utløpsforhold] = 1:2, respirasjonshastighet = variabel for å oppnå en slutt-tidevann CO2 på <6 kPa, vanligvis 20-30/min). Kontroller at rørposisjonen er riktig ved regelmessig og periodisk utånding av karbondioksid via kapnografi.
  14. Kontroller dobbeltsidig ventilasjon via auskultasjon.
    MERK: Ved feil plassering av røret danner en luftfylt mage raskt en tydelig synlig bule gjennom bukveggen. I dette tilfellet er umiddelbar utskifting av røret og innsetting av et magerør nødvendig. Hvis intubasjonikken ikke lykkes, bytter du tilbake til maskeventilasjon og prøver et mindre rør eller bedre posisjonering av snuten.
  15. Plasser magerøret i magen for å unngå refluks og oppkast med to personer.
    1. Fest tungen utenfor med et stykke vev og åpne snuten med den andre hånden.
      1. Sørg for at en annen person utfører en laryngoskopi av svinstrupehodet og visualiserer deretter spiserøret. Skyv magerøret inne i spiserøret med en Magills tang til magevæsken er drenert.
        MERK: Visualisering kan være vanskelig. I dette tilfellet løft røret med laryngoskopet ventrally for å åpne spiserøret.

2. Instrumentering

  1. Bruk bandasjer til å trekke tilbake bakbenene for å glatte brettene i lårbensområdet for fartøycatherization.
  2. Forbered følgende materialer: sprøyter (5 ml, 10 ml og 50 ml), Seldinger nål, innføringshylser (6 Fr, 8 Fr, 8 Fr), guidewires for hylsene, sentral venøs kateter med tre porter (7 Fr, 30 cm) med ledevaier, hjerteutgangsmonitor ( Tabell overmaterialer)og et kateter (5 Fr, 20 cm).
  3. Desinfiser inguinalområdet (se trinn 1.6). Gjenta denne prosessen 2x.
  4. Fyll alle katetre med saltoppløsning. Påfør ultralydgel på ultralydsonden. Dekk inguinalområdet med en steril fenestrated drapering.
  5. Skann de riktige lårbenskarene med ultralyd og bruk dopplerteknikk for å identifisere arterien og venen15. Visualiser riktig lårarterie aksialt. Bytt til en langsgående visning av arterien ved å rotere sonden 90°.
  6. Punkter høyre lårarterie under ultralydvisualisering med Seldinger-nålen under permanent aspirasjon med 5 ml sprøyten.
    MERK: Etter vår mening er ultralydstyrt Seldingers teknikk forbundet med betydelig mindre blodtap og vevstraumer enn andre metoder for vaskulær tilgang.
  7. Bekreft ønsket nåleposisjon ved å observere sterkt rødt pulserende blod. Koble sprøyten og sett styreledningen raskt inn i høyre lårarterie.
  8. Visualiser langsgående akse av høyre lårvene. Sett Seldingernålen under permanent aspirasjon med 5 ml sprøyten. Aspirer noen mørk rød ikke-pulserende venøs blod.
    MERK: Hvis den riktige posisjonen til nålen i de forskjellige fartøyene ikke kan bekreftes visuelt, ta blodprøver og analysere blodgassinnholdet. Et høyt oksygennivå er et godt tegn for arterielt blod, mens lav oksygenmetning indikerer intravenøs posisjon.
  9. Sett ledevaieren til det sentrale venøse kateteret inn i høyre lårvene etter at sprøyten er frakoblet. Trekk seldingernålen tilbake.
  10. Visualiser begge høyre fartøyene ved hjelp av ultralyd for å kontrollere riktig ledningsposisjon. Skyv arteriell innføringshylsen (6 Fr) over styreledningen inn i riktig arterie og fest posisjonen med blodaspirasjon.
    MERK: Det kan være vanskelig å plassere hylsen gjennom huden. Det kan være nyttig å utføre et lite snitt langs ledningen for å lette bedre plassering.
  11. Bruk Seldingers teknikk til å plassere den sentrale venøse linjen i høyre lårvene. Aspirer alle porter og skyll dem med saltløsning.
  12. Utfør samme prosedyre på venstre inguinal side for å sette inn de andre innføringshylsene i Seldingers teknikk i venstre lårarterie (8 Fr) og lårvene (8 Fr).
  13. Koble til høyre arteriell innføringshyls og det sentrale venøse kateteret med to transdusersystemer for måling av invasiv hemodynamikk. Plasser begge transduserne på hjertenivå.
  14. Bytt treveis stoppekraner av begge transdusere åpne for atmosfæren for å kalibrere systemet til null.
    MERK: Det er nødvendig å unngå luftbobler og blodflekker i systemet for å generere plausible verdier.
  15. Bytt alle infusjoner for å opprettholde anestesi fra den perifere venen til en sentral venøs linje. Ta baseline verdier (hemodynamikk, spirometriske og annen utgang fra hjertemonitoren; se avsnitt 3) etter en 15 min utvinning.
  16. Start ventrikulær flimmer (se avsnitt 4).

3. Pulskontur hjerteutgang

  1. Sett inn transpulmonal termodilutionkateter i høyre arteriell innføringshylse.
    MERK: I klinisk medisin plasseres termodilusjonskatere direkte etter Seldingers teknikk. Plassering via en innføringshylse er imidlertid også mulig. I den foreslåtte protokollen plasseres hylser som en standardisert vaskulær tilgang for maksimal fleksibilitet i instrumentering gjennom forskjellige eksperimenter.
  2. Koble kateteret til arteriell ledning i hjertemonitorsystemet. Bytt arteriell transduser direkte med hjertemonitorporten og kalibrer som beskrevet i trinn 2.14. Koble den venøse måleenheten til hjertemonitorsystemet med venstre venøs innføringshylse.
    MERK: Det er nødvendig å koble venøse og arterielle sonder så langt fra hverandre som mulig; Ellers vil målingen bli forstyrret, fordi påføring av kaldt vann i venøs systemet vil påvirke arteriell måling. Flere detaljer om PiCCO2 har blitt gitt tidligere16.
  3. Slå på hjertemonitorsystemet. Bekreft at en ny pasient måles. Angi størrelse og vekt.
  4. Bytt kategorien til voksne. Skriv inn protokollnavnet og IDen. Klikk på Avslutt.
  5. Sett injeksjonsvolumet til 10 ml.
    MERK: Volumet av valgt injeksjonsvæske kan endres i programvaren. Et høyere volum gjør de målte verdiene mer gyldige. Et lite volum ble valgt for dette eksperimentet for å unngå hemodilution effekter.
  6. Angi det sentrale venøse trykket.
  7. Åpne treveis stoppekranen til atmosfæren.
  8. Klikk på Null for systemkalibrering. Klikk på Avslutt.
  9. Kalibrer den kontinuerlige måling av hjerteutgang.
    1. Klikk på TD (termodilution). Forbered en fysiologisk saltvannsløsning med en temperatur på 4 °C i en 10 ml sprøyte. Klikk på Start.
    2. Injiser 10 ml kald saltvannsoppløsning raskt og jevnt inn i venøs måleenhet. Vent til målingen er fullført, og systemet ber om en repetisjon.
    3. Gjenta forrige trinn til tre målinger er fullført. Systemet beregner gjennomsnittet for alle parametere. Klikk på Avslutt.
      MERK: Målinger starter umiddelbart etter at kalibreringen er fullført. Selv om hjerteutgangsmålinger under HLR ikke utføres regelmessig, har plausible resultater kunnebekreftes etter tilstrekkelig kalibrering17,18.

4. Ventrikulær flimmer og mekanisk gjenopplivning

  1. Plasser defibrillatorpatchelektroder i fremre-bakre posisjon på overkroppen. Den bakre elektroden skal plasseres på den sentrale venstre hemithoraxen.
    MERK: Bruk en barberhøvel til å fjerne overflødig hår og smuss for å lette optimal ledning.
  2. Koble elektrodene til en defibrillator og opprett en EKG.
  3. Immobilisere grisen inne i vakuummadrassen. Deflat for å forhindre uønsket bevegelse under HLR. Kontroll fiksering av lemmer.
  4. Plasser brystkompresjonsenheten (her, LUCAS-2) rundt brystet og under vakuummadrassen i henhold til produsentens anbefalinger. Juster trykkputen til den nedre tredjedelen av brystbenet i median stilling.
  5. Slå på brystkompresjonsenheten ("strøm"-knappen) og senk trykkputen til hudnivå. Sett komprimeringsfrekvensen til 100/min, hvis ikke annet er definert i protokollen. Trykk på Pause-knappen for å klargjøre kompresjonsenheten for brystkompresjoner.
  6. Sett et fibrillasjon/pacing kateter inn i venstre lårbensvene gjennom i.v. hylsen.
  7. Blås opp katetermansjetten med 1-2 ml luft. Skyv den oppblåste mansjetten langsomt til den er plassert ved siden av høyre atrium (vanligvis omtrent 50 cm avstand).
  8. Koble kateterelektrodene til en tilstrekkelig oscilloskop/funksjonsgenerator. Juster fibrillasjonsparametrene til de ønskede verdiene (her, en 13,8 V strøm med frekvenser mellom 50-200 Hz).
  9. Slå på generator og overvåke EKG-endringer. Flytt kateteret langsomt fremover til arytmier kan oppdages i EKG.
    FORSIKTIG: Forhindre at de separate elektrodene på enden av kateteret berører menneskelig hud eller hverandre for å forhindre kortslutninger og muligens livstruende situasjoner.
  10. Varier kateterposisjonen forsiktig til ventrikulær filimmer kan oppdages.
    MERK: Det kan være vanskelig å indusere fibrillering med en gang. Hvis en posisjon er nådd der EKG-effekter kan ses, kan det noen ganger være nyttig å endre frekvensen eller gjentatte ganger slå generatoren av og på.
  11. Når ventrikulær flimmer er bekreftet, slå av generatoren, deflater ballongen og fjern fibrillasjonskateteret. Oppretthold fibrillering med eller uten ventilasjon så lenge som nødvendig.
  12. Start mekaniske brystkompresjoner ved å trykke på Play-knappen på kompresjonsenheten. Hvis du vil avbryte brystkompresjoner, trykker du på Pause-knappen på kompresjonsenheten.
  13. Analyser EKG-mønstre. Hvis ventrikulær fibrillering vedvarer, må du klargjøre defibrillering.
    1. Gå inn i manuell modus i defibrillatormenyen. Juster energien til 200 J bifasisk.
    2. Trykk på Last inn-knappen. Vent til akustisk signal slås på for å indikere en forberedt sjokkverdi. Start elektrisk støt.
      FORSIKTIG: Kun erfarne brukere skal håndtere hjertestartere og fibriller. Ingen støt bør initieres hvis det er noen indikasjon på defekte eller slitte materialer. Initieringen av et elektrisk støt må alltid kunngjøres tydelig hørbart for hver person i rommet, og personen som lanserer hjertestarteren er ansvarlig for å sikre at ingen berører dyret eller båreføringen før sjokket slippes.
      MERK: Her ble det brukt retningslinjebasert gjenopplivingsprotokoll (dvs. 2 min brystkompresjoner, EKG-vurdering, sjokk, 2 min brystkompresjoner, adrenalinadministrasjon osv.). Hvis du vil ha mer informasjon, kan du se i retningslinjene4.
  14. Ved retur av spontan sirkulasjon (ROSC), stopp brystkompresjoner, fortsett ventilasjon, og påfør overvåking så mye og så lenge som nødvendig.
    MERK: Bedøvelsesbehandling kan eller ikke avbrytes under HLR, avhengig av protokollen. Hvis sedasjon seponeres, bør infusjonen startes på nytt ved bekreftet ROSC.
  15. En målrettet tilnærming for veiledning av væske- og katekolaminadministrasjon samt standardiserte åndedretts- og ventilasjonsinnstillinger anbefales for å forhindre kardiorespiratorisk forverring i ROSC-fasen som fører til eksperimentell svikt.

5. Slutten av eksperiment og eutanasi (i tilfelle rosc)

  1. Injiser 0,5 mg fentanyl i den sentrale venøse linjen. Vent 5 min. Injiser 200 mg propofol i den sentrale venøse linjen.
  2. Euthanize dyret med en 40 mmol kaliumklorid injeksjon.
  3. Utfør organfjerning/fiksering eller analyser etter behov.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Hjertestans ble indusert hos syv griser. Retur av spontan sirkulasjon etter HLR ble oppnådd hos fire griser (57 %) med et gjennomsnitt på 3 ± 1 bifasiske defibrilleringer. Friske og tilstrekkelig bedøvede griser bør holde seg i supine stilling uten skjelving og tegn på agitasjon gjennom hele eksperimentet. Gjennomsnittlig arteriell blodtrykk bør ikke falle under 50 mmHg før initiering av fibrillering18. For optimale resultater kan blodgassanalyser utføres og alle verdier, inkludert temperatur, bør normaliseres.

Hvis det plasseres i riktig posisjon, bør pacing kateteret begynne å påvirke hjerterytmen. Dette kan resultere i ekstrasystoler, takykardi og alle former for ventrikulære og supraventrikulære arytmier. Hjertestans kan antas hvis 1) EKG-avlesningen viser ventrikulær filimmer og 2) ingen hjerteeffekt eller trykkvariasjoner måles av arteriell linje (Figur 1). Hvis denne tilstanden vedvarer med generatoren slått av, er fibrillasjon sannsynligvis ikke å spontant avta lenger17.

Når brystkompresjoner er startet, er tilstrekkelig hjerteutgangsgenerering indikert med et gjennomsnittlig arterielt trykk på 30-50 mmHg. -Jeg har ikke noe å si. Hvis det gjelder gjenoppliving av retningslinjer for gjenoppliving, bør administrering av adrenalin (1 mg) føre til en betydelig økning i blodtrykket innen 1 min.

ROSC bekreftes av en dramatisk økning i ekspiratoriske karbondioksidmålinger (som vanligvis øker fra 10-20 mmHg under arrest til 45 mmHg og over), organisert hjerterytme i EKG, og respektiv e-post som vist ved arteriell måling. Hyperkapni og en redusert Horovitz-indeks (PaO2/FiO2) observeres vanligvis etter ROSC. Reetablering av kontrollert mekanisk ventilasjon fører til rekompensasjon og stabile luftveisforhold (figur 2). En ROSC-rate på 50%-70% kan forventes avhengig av tiden mellom hjertestans og starten på brystkompresjoner.

Figure 1
Figur 1: Typiske hemodynamiske verdier. (A) Hjertefrekvensovervåking under prøveperioden (avbildet som gjennomsnittsverdier med standardavvik [SD] feilfelt). Hjertefrekvensen synker til null ved hjertestans (CA) og er standardisert under HLR i henhold til spesifikasjonene til brystkompresjonsenheten (her, 100 bpm). Takykardi ses regelmessig etter å ha oppnådd ROSC, i utgangspunktet som følge av adrenalinadministrasjon og metabolsk acidosekompensasjon. Verdier normaliserer vanligvis over en periode på 1-2 h. (B) Gjennomsnittlig intraarterielle blodtrykksverdier. Ved hjertestans (CA) faller trykket ikke under 10-20 mmHg, men mister alle tegn på effektiv effekt. Under HLR, spesielt før vasopressor effekter er registrert, tilstrekkeligbrystkompresjoner er indikert med trykkverdier mellom 30-50 mmHg. Post-ROSC, kan noradrenalin være nødvendig for å dekke lavt blodtrykksintervaller under metabolsk rekompensasjon. Vennligst klikk her for å vise en større versjon av dette tallet.

Figure 2
Figur 2: Oksygenerings- og dekarboksyleringsparametre under og etter gjenoppliving. (A) Arterielle delvistrykksverdier for karbondioksid (PaCO2)under og etter HLR (avbildet som gjennomsnittsverdier med standard avviksfeilfelt). Under retningslinjebasert ventilasjon bør det ikke oppdages noen signifikante forskjeller. En økning i CO2-nivåene direkte etter ROSC forventes, men bør normalisere innen 1 t. (B) Typiske verdier av Horovitz-indeksen (arteriell delvis oksygentrykk [PaO2]/inspiratory oksygenfraksjon [FiO2]; avbildet som gjennomsnittsverdier med SD-feilstenger). Under HLR er oksygenering ofte svært svekket, men gjenoppretter vanligvis fullstendig post-ROSC i løpet av de første 2 h. Vennligst klikk her for å se en større versjon av dette tallet.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Noen store tekniske problemer angående anestesi i en svinemodell har tidligere blitt beskrevet av vår gruppe13,14. Disse inkluderer streng unngåelse av stress og unødvendig smerte for dyrene, mulige anatomiske problemer under luftveisstyring, og spesifikke personalkrav19.

I tillegg ble fordelene med ultralydstyrt kateterisering fremhevet tidligere og forblir den foretrukne tilnærmingen for å forhindre vaskulære skader under instrumentering. Men bare profesjonelt trente brukere bør arbeide med denne teknikken for å gi sine fordeler20. For denne eksperimentelle modellen må det understrekes at håndtering av elektriske frekvensgeneratorer samt defibrillatorer bare skal håndteres av spesielt opplært personell eller under direkte tilsyn. Unnlatelse av å gi tilstrekkelig kompetanse mens du utfører slike studier kan føre til alvorlig skade og kan være livstruende.

Riktig posisjonering av pacing kateter et og initiering av ventrikulær filimmer kan være vanskelig og kan kreve gjeninnføring av kateteret eller frekvensvariasjon. Ved flytting eller fjerning av kateteret, bør ballongen tømmes først for å forhindre indre skader, samt skade på kateteret selv. Hvis frekvensvariasjoner brukes, bør kateteret plasseres i nærheten av myokardiet for å oppdage EKG-endringer, bør frekvensen sakte endres i henhold til produsentens instruksjoner. Viktigere, brystkompresjonsenheten må plasseres riktig og grisen må være riktig immobilisert (som vist i videoen). Flytting under HLR kan være nødvendig, men fører ofte til utilstrekkelig gjenoppliving. Selv om thoraxanatomi og benstruktur varierer sammenlignet med mennesker, viste våre studier tilstrekkelig perfusjonsgenerering og ROSC-rater med en kompresjonsenhet plassert på den nedre tredjedelen av brystbenet i median stilling.

Svinemodeller har blitt brukt i kritiske omsorgsstudier i flere tiår17,21,22,23. Lignende anatomiske og fysiologiske egenskaper som kan sammenlignes med mennesker, gir rimelig nøyaktige fradrag angående pasientreaksjoner på visse stimuli eller kliniske situasjoner. Den presenterte gjenopplivingsmodellen er brukt og endret i ulike forsøk18,24,25,26. Det gir en eksperimentell innstilling som muliggjør evaluering av retningslinjeeffektivitet, siden (i motsetning til gjenopplivingsmodeller hos gnagere) lik brystkompresjonsintervaller, blodtrykksterskler, blodgassverdier og defibrilleringsenergier kan brukes til menneskelige sammenligninger som anbefalt av HENHOLDSVIS ILCOR og ERC. Dette letter internasjonalt sammenlignbare og forståelige studiedesign, og genererer dermed en høyere kvalitet på bevis generelt. Modellen tillater i tillegg tilstrekkelig vurdering av legemiddeleffekter ikke bare kvalitativt, men også på en doseavhengig måte.

Forutsatt retningslinjebasert gjenoppliving med intervaller på 2 min mellom defibrillasjoner, oppnår griser vanligvis ROSC i de første fire sjokkene eller innen 8-10 min27. En ROSC-rate på 50%-70% kan forventes avhengig av tiden mellom hjertestans og starten på brystkompresjoner. Hvis akseptable ROSC-rater eller adekvat blodtrykksverdier ikke kan oppnås, er det mulig å legge vasopressin (0,5 IE/kgBW) til behandlingsregimet under HLR. Under og direkte etter HLR er lungegassutveksling sterkt svekket. Dette er i stor grad avhengig av ventilasjonsmodus som brukes under brystkompresjoner og kan ha langsiktige effekter på endeorganskade og betennelse18,25,28. I tillegg kan metabolsk acidose og lamslått myokardiet føre til vedvarende hypotensjon, spesielt i de første 1 t etter ROSC. Dette kan behandles ved væskeadministrasjon (20-30 ml/kgBW) og kontinuerlig infusjon av noradrenalin. Overdreven acidose kan også behandles med 8,4 % natriumbikarbonatoppløsning med maksimalt 4 ml/kgBW.

Denne eksperimentelle protokollen gir en standardisert innstilling for gjenopplivingsforskning der aspektene ved hemodynamiske effekter av spesifikke legemiddelbehandlinger, påvirkning av ventilasjonsmoduser på ROSC-hastigheter, sluttorganskade og reaksjoner etter gjenoppliving kan analyseres og evalueres under ulike omstendigheter. Dette vil bidra til ytterligere vitenskapelig innsikt i de patofysiologiske mekanismene som ligger til grunn for ventrikulær flimmer og kan føre til mer effektive behandlingsalternativer.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

LUCAS-2-enheten ble levert betingelsesløst av Stryker/Physio-Control, Redmond, WA, USA for eksperimentelle forskningsformål. Ingen forfattere rapporterer noen interessekonflikter.

Acknowledgments

Forfatterne ønsker å takke Dagmar Dirvonskis for utmerket teknisk støtte.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
1 M- Kaliumchlorid-Lösung 7,46% 20ml Fresenius, Kabi Deutschland GmbH potassium chloride
Arterenol 1mg/ml 25 ml Sanofi- Aventis, Seutschland GmbH norepinephrine
Atracurium Hikma 50mg/5ml Hikma Pharma GmbH, Martinsried atracurium
BD Discardit II Spritze 2,5,10,20 ml Becton Dickinson S.A. Carretera Mequinenza Fraga, Spain syringe
BD Luer Connecta Becton Dickinson Infusion Therapy AB Helsingborg, Schweden 3-way-stopcock
BD Microlance 3 20 G Becton Dickinson S.A. Carretera Mequinenza Fraga, Spain canula
CorPatch Easy Electrodes CorPuls, Kaufering, Germany defibrillator electrodes
Corpuls 3 Corpuls, Kaufering, Germany defibrillator
Datex Ohmeda S5 GE Healthcare Finland Oy, Helsinki, Finland hemodynamic monitor
Engström Carestation GE Heathcare, Madison USA ventilator
Fentanyl-Janssen 0,05mg/ml Janssen-Cilag GmbH, Neuss fentanyl
Führungsstab, Durchmesser 4.3 Rüsch endotracheal tube introducer
Incetomat-line 150 cm Fresenius, Kabi Deutschland GmbH perfusorline
Ketamin-Hameln 50mg/ml Hameln Pharmaceuticals GmbH ketamine
laryngoscope Rüsch laryngoscope
logicath 7 Fr 3-lumen 30cm lang Smith- Medical Deutschland GmbH central venous catheter
LUCAS-2 Physio-Control/Stryker, Redmond, WA, USA chest compression device
Masimo Radical 7 Masimo Corporation Irvine, Ca 92618 USA periphereal oxygen saturation
Neofox Oxygen sensor 300 micron fiber Ocean optics Largo, FL USA ultrafast pO2-measurements
Ölsäure reinst Ph. Eur NF C18H34O2 M0282,47g/mol Dichte 0,9 Applichem GmbH Darmstadt, Deutschland oleic acid
Original Perfusor syringe 50ml Luer Lock B.Braun Melsungen AG, Germany perfusorsyringe
Osypka pace, 110 cm Osypka Medical GmbH, Rheinfelden-Herten, Germany Pacing/fibrillation catheter
PA-Katheter Swan Ganz 7,5 Fr 110cm Edwards Lifesciences LLC, Irvine CA, USA PAC
Percutaneous sheath introducer set 8,5 und 9 Fr, 10 cm with integral haemostasis valve/sideport Arrow international inc. Reading, PA, USA introducer sheath
Perfusor FM Braun B.Braun Melsungen AG, Germany syringe pump
Propofol 2% 20mg/ml (50ml flasks) Fresenius, Kabi Deutschland GmbH propofol
Radifocus Introducer II, 5-8 Fr Terumo Corporation Tokio, Japan introducer sheath
Rüschelit Super Safety Clear >ID 6/ 6,5 /7,0 mm Teleflex Medical Sdn. Bhd, Malaysia endotracheal tube
Seldinger Nadel mit Fixierflügel Smith- Medical Deutschland GmbH seldinger canula
Sonosite Micromaxx Ultrasoundsystem Sonosite Bothell, WA, USA ultrasound
Stainless Macintosh Größe 4 Welsch Allyn69604 blade for laryngoscope
Stresnil 40mg/ml Lilly Deutschland GmbH, Abteilung Elanco Animal Health azaperone
Vasofix Safety 22G-16G B.Braun Melsungen AG, Germany venous catheter
Voltcraft Model 8202 Voltcraft, Hirschau, Germany oscilloscope/function generator

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Grasner, J. T., et al. EuReCa ONE-27 Nations, ONE Europe, ONE Registry: A prospective one month analysis of out-of-hospital cardiac arrest outcomes in 27 countries in Europe. Resuscitation. 105, 188-195 (2016).
  2. Raffee, L. A., et al. Incidence, Characteristics, and Survival Trend of Cardiopulmonary Resuscitation Following In-hospital Compared to Out-of-hospital Cardiac Arrest in Northern Jordan. Indian Journal of Critical Care Medicine. 21, (7), 436-441 (2017).
  3. Brooks, S. C., et al. Part 6: Alternative Techniques and Ancillary Devices for Cardiopulmonary Resuscitation: 2015 American Heart Association Guidelines Update for Cardiopulmonary Resuscitation and Emergency Cardiovascular Care. Circulation. 132, (18 Suppl 2), S436-S443 (2015).
  4. Callaway, C. W., et al. Part 4: Advanced Life Support: 2015 International Consensus on Cardiopulmonary Resuscitation and Emergency Cardiovascular Care Science With Treatment Recommendations. Circulation. 132, (16 Suppl 1), S84-S145 (2015).
  5. Sandroni, C., Nolan, J. ERC 2010 guidelines for adult and pediatric resuscitation: summary of major changes. Minerva Anestesiology. 77, (2), 220-226 (2011).
  6. Tanaka, H., et al. Modifiable Factors Associated With Survival After Out-of-Hospital Cardiac Arrest in the Pan-Asian Resuscitation Outcomes Study. Annals of Emergency Medicine. (2017).
  7. Kleinman, M. E., et al. Part 5: Adult Basic Life Support and Cardiopulmonary Resuscitation Quality: 2015 American Heart Association Guidelines Update for Cardiopulmonary Resuscitation and Emergency Cardiovascular Care. Circulation. 132, (18 Suppl 2), S414-S435 (2015).
  8. Link, M. S., et al. Part 7: Adult Advanced Cardiovascular Life Support: 2015 American Heart Association Guidelines Update for Cardiopulmonary Resuscitation and Emergency Cardiovascular Care. Circulation. 132, (18 Suppl 2), S444-S464 (2015).
  9. Olasveengen, T. M., et al. 2017 International Consensus on Cardiopulmonary Resuscitation and Emergency Cardiovascular Care Science With Treatment Recommendations Summary. Circulation. 136, (23), e424-e440 (2017).
  10. Rubulotta, F., Rubulotta, G. Cardiopulmonary resuscitation and ethics. Revista Brasileira de Terapia Intensiva. 25, (4), 265-269 (2013).
  11. McInnes, A. D., et al. The first quantitative report of ventilation rate during in-hospital resuscitation of older children and adolescents. Resuscitation. 82, (8), 1025-1029 (2011).
  12. Maertens, V. L., et al. Patients with cardiac arrest are ventilated two times faster than guidelines recommend: an observational prehospital study using tracheal pressure measurement. Resuscitation. 84, (7), 921-926 (2013).
  13. Ziebart, A., et al. Standardized Hemorrhagic Shock Induction Guided by Cerebral Oximetry and Extended Hemodynamic Monitoring in Pigs. Journal of Visualized Experiments. (147), (2019).
  14. Kamuf, J., et al. Oleic Acid-Injection in Pigs As a Model for Acute Respiratory Distress Syndrome. Journal of Visualized Experiments. (140), (2018).
  15. Weiner, M. M., Geldard, P., Mittnacht, A. J. Ultrasound-guided vascular access: a comprehensive review. Journal of Cardiothoracic and Vascular Anesthesiology. 27, (2), 345-360 (2013).
  16. Mayer, J., Suttner, S. Cardiac output derived from arterial pressure waveform. Current Opinions in Anaesthesiology. 22, (6), 804-808 (2009).
  17. Hartmann, E. K., et al. Ventilation/perfusion ratios measured by multiple inert gas elimination during experimental cardiopulmonary resuscitation. Acta Anaesthesiologica Scandanivica. 58, (8), 1032-1039 (2014).
  18. Ruemmler, R., et al. Ultra-low tidal volume ventilation-A novel and effective ventilation strategy during experimental cardiopulmonary resuscitation. Resuscitation. 132, 56-62 (2018).
  19. Wani, T. M., et al. Upper airway in infants-a computed tomography-based analysis. Paediatric Anaesthesia. 27, (5), 501-505 (2017).
  20. Tuna Katircibasi, M., et al. Comparison of Ultrasound Guidance and Conventional Method for Common Femoral Artery Cannulation: A Prospective Study of 939 Patients. Acta Cardiol Sin. 34, (5), 394-398 (2018).
  21. Hartmann, E. K., et al. Correlation of thermodilution-derived extravascular lung water and ventilation/perfusion-compartments in a porcine model. Intensive Care Medicine. 39, (7), 1313-1317 (2013).
  22. Hartmann, E. K., et al. An inhaled tumor necrosis factor-alpha-derived TIP peptide improves the pulmonary function in experimental lung injury. Acta Anaesthesiol Scand. 57, (3), 334-341 (2013).
  23. Ziebart, A., et al. Low tidal volume pressure support versus controlled ventilation in early experimental sepsis in pigs. Respiratory Research. 15, 101 (2014).
  24. Tan, D., et al. Duration of cardiac arrest requires different ventilation volumes during cardiopulmonary resuscitation in a pig model. Journal of Clinical Monitoring and Computing. (2019).
  25. Kill, C., et al. Mechanical ventilation during cardiopulmonary resuscitation with intermittent positive-pressure ventilation, bilevel ventilation, or chest compression synchronized ventilation in a pig model. Critical Care Medicine. 42, (2), e89-e95 (2014).
  26. Speer, T., et al. Mechanical Ventilation During Resuscitation: How Manual Chest Compressions Affect a Ventilator's Function. Advances in Therapy. 34, (10), 2333-2344 (2017).
  27. Kill, C., et al. Chest Compression Synchronized Ventilation versus Intermitted Positive Pressure Ventilation during Cardiopulmonary Resuscitation in a Pig Model. PLoS ONE. 10, (5), e0127759 (2015).
  28. Newell, C., Grier, S., Soar, J. Airway and ventilation management during cardiopulmonary resuscitation and after successful resuscitation. Critical Care. 22, (1), 190 (2018).
Standardisert modell av ventrikulær fibrillasjon og avansert hjertelivsstøtte i svin
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Ruemmler, R., Ziebart, A., Garcia-Bardon, A., Kamuf, J., Hartmann, E. K. Standardized Model of Ventricular Fibrillation and Advanced Cardiac Life Support in Swine. J. Vis. Exp. (155), e60707, doi:10.3791/60707 (2020).More

Ruemmler, R., Ziebart, A., Garcia-Bardon, A., Kamuf, J., Hartmann, E. K. Standardized Model of Ventricular Fibrillation and Advanced Cardiac Life Support in Swine. J. Vis. Exp. (155), e60707, doi:10.3791/60707 (2020).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter