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Medicine

Évaluation biventriculaire de la fonction cardiaque et des boucles pression-volume par cathétérisme thoracique fermé chez la souris

Published: June 15, 2020 doi: 10.3791/61088
Automatic Translation
1, 1, 1, 1
1Department of Medicine, Queen's University

Summary

Nous présentons ici un protocole permettant d’évaluer la fonction cardiaque biventriculaire chez la souris en générant des boucles pression-volume (PV) à partir du ventricule droit et du ventricule gauche chez le même animal à l’aide d’un cathétérisme thoracique fermé. L’accent est mis sur l’aspect technique de la chirurgie et l’acquisition de données.

Abstract

L’évaluation de la fonction cardiaque est essentielle pour mener des recherches précliniques cardiovasculaires et pulmonaires-vasculaires. Les boucles pression-volume (boucles PV) générées par l’enregistrement de la pression et du volume pendant le cathétérisme cardiaque sont essentielles lors de l’évaluation de la fonction cardiaque systolique et diastolique. Les fonctions cardiaques gauche et droite sont étroitement liées, ce qui se reflète dans l’interdépendance ventriculaire. Ainsi, l’enregistrement de la fonction biventriculaire chez le même animal est important pour obtenir une évaluation complète de la fonction cardiaque. Dans ce protocole, une approche thoracique fermée du cathétérisme cardiaque cohérente avec la façon dont le cathétérisme est effectué chez les patients est adoptée chez la souris. Bien que difficile, la stratégie de la poitrine fermée est une approche plus physiologique, car l’ouverture de la poitrine entraîne des changements majeurs dans la précharge et la postcharge qui créent des artefacts, notamment une chute de la pression artérielle systémique. Bien que l’échocardiographie à haute résolution soit utilisée pour évaluer les rongeurs, le cathétérisme cardiaque est inestimable, en particulier lors de l’évaluation des pressions diastoliques dans les deux ventricules.

Il s’agit d’une procédure permettant d’effectuer des boucles de pression-volume (PV) ventriculaires gauche et droite invasives, fermées et fermées chez le même animal. Les boucles PV sont acquises à l’aide d’une technologie d’admission avec un cathéter pression-volume de souris et une acquisition du système pression-volume. La procédure est décrite, en commençant par la dissection du cou, qui est nécessaire pour accéder à la veine jugulaire droite et à l’artère carotide droite, à l’insertion et au positionnement du cathéter, et enfin à l’acquisition des données. Ensuite, les critères requis pour assurer l’acquisition de boucles photovoltaïques de haute qualité sont discutés. Enfin, l’analyse des boucles PV ventriculaires gauche et droite et les différents paramètres hémodynamiques disponibles pour quantifier la fonction ventriculaire systolique et diastolique sont brièvement décrits.

Introduction

Selon l’Organisation mondiale de la santé (OMS), les maladies cardiaques sont la principale cause de décès chez les hommes et les femmes dans le monde 1,2,3. De nombreuses études se concentrent sur le diagnostic et l’amélioration de l’altération de la fonction cardiaque4. Pour ces applications, une évaluation de haute qualité et reproductible de la fonction cardiaque est essentielle. Des données de cathéter haute fidélité et reproductibles sont nécessaires pour évaluer les réponses étiologiques et thérapeutiques. Par exemple, l’évaluation de la fonction cardiaque est essentielle pour évaluer l’efficacité des médicaments et autres traitements dans les modèles précliniques d’infarctus du myocarde5. Alors que de nombreuses études cardiovasculaires se concentrent sur la fonction ventriculaire gauche, la fonction ventriculaire droite est également un déterminant essentiel de la capacité fonctionnelle et du pronostic chez les patients atteints d’une maladie pulmonaire et vasculaire 6,7. Chez les patients atteints d’insuffisance cardiaque avancée, des pressions de remplissage élevées et persistantes du côté droit et du côté gauche sont prédictives du risque combiné de décès, d’hospitalisation cardiovasculaire et de transplantation cardiaque8. Dans la maladie combinée de l’aorte et de la valve mitrale, la fonction myocardique préopératoire (reflétée par des paramètres tels que l’indice cardiaque et la fraction d’éjection ventriculaire gauche) est le principal prédicteur de la survie à long terme9. La fonction ventriculaire droite est le principal prédicteur de la morbidité et de la mortalité dans l’hypertension artérielle pulmonaire10,11. Ainsi, l’évaluation de la fonction ventriculaire droite est une composante nécessaire d’une étude préclinique complète utilisant des modèles d’hypertension artérielle pulmonaire12,13,14.

Les fonctions ventriculaires gauche et droite sont souvent étudiées indépendamment. Cependant, comme les fonctions des ventricules gauche et droit sont intimement liées, il est idéal d’obtenir une évaluation biventriculaire de la fonction systolique et diastolique à partir d’un seul test15. Par exemple, le ventricule droit partage des fibres obliques dans le septum interventriculaire avec le ventricule gauche, qui constitue l’un des liens mécaniques entre la fonction contractile ventriculaire gauche et droit16,17. Ce phénomène, connu sous le nom d’interaction ventriculaire systolique, permet à la contraction ventriculaire gauche d’augmenter la contraction ventriculaire droite. Les interactions ventriculaires pendant la diastole sont également importantes. Au cours de la diastole, le volume d’un ventricule influence le volume du ventricule opposé et modifie ainsi la compliance diastolique et la précharge18,19. Dans des conditions pathologiques, une diminution de la fonction d’un ventricule ou une altération de la charge volumique peut altérer directement ou indirectement la fonction de l’autre ventricule20. En conséquence de l’interaction ventriculaire systolique, une diminution globale de la fonction ventriculaire gauche peut réduire les performances contractiles du ventricule droit15. Chez les patients présentant une insuffisance cardiaque due à une fonction systolique ventriculaire gauche et à une augmentation de la pression diastolique terminale, la pression artérielle pulmonaire est élevée, ce qui augmente indirectement la postcharge du ventricule droit21,22. À l’inverse, l’augmentation de la pression ventriculaire droite et la surcharge volumique dans l’hypertension pulmonaire sévère exercent une compression mécanique sur le cœur gauche. Cet aplatissement en forme de D du ventricule gauche, causé par un déplacement vers la gauche du septum interventriculaire, réduit les volumes du ventricule gauche et altère la fonction systolique et diastolique 23,24,25,26,27. Ainsi, l’évaluation des ventricules gauche et droit est essentielle pour évaluer la fonction cardiaque globale dans les modèles précliniques de maladies humaines.

La fonction cardiaque peut également être évaluée par échocardiographie non invasive, imagerie par résonance magnétique (IRM) et cathétérisme invasif28,29,30. L’échocardiographie est la modalité d’imagerie la plus couramment utilisée dans la recherche cardiovasculaire car elle est relativement peu coûteuse et accessible31. Cependant, l’échocardiographie présente plusieurs limites techniques, notamment la mesure indirecte de la pression de remplissage et la capacité limitée de quantifier la fonction diastolique. De plus, la qualité des données obtenues par échocardiographie dépend fortement de l’opérateur. L’IRM cardiaque est un ajout relativement nouveau à l’arsenal d’imagerie préclinique qui présente un grand potentiel pour l’évaluation quantitative de la fonction biventriculaire. La quantification par IRM cardiaque est précise, car elle ne fait pas d’hypothèses géométriques sur la forme ventriculaire, contrairement à l’échocardiographie32. Cependant, la plateforme d’imagerie IRM est coûteuse et rarement disponible. De plus, le traitement des données IRM nécessite l’assistance qualifiée d’un physicien ou d’un scientifique équivalent, ce qui fait défaut dans de nombreux laboratoires précliniques33. De même, l’utilisation de la microtomodensitométrie (MicroCT) dans les études précliniques fournit des données anatomiques quantitatives tridimensionnelles (3D) à haute résolution qui peuvent être obtenues de manière non invasive, ce qui permet des études longitudinales34. Cependant, l’imagerie MicroCT nécessite l’injection d’agents de contraste, qui sont souvent coûteux. La plate-forme d’imagerie MicroCT, comme l’IRM, est également coûteuse et nécessite également un technicien qualifié.

En revanche, le cathétérisme est une technique invasive qui consiste en l’introduction d’un cathéter dans le ventricule droit et/ou gauche pour mesurer la pression et/ou le volume. Les outils nécessaires pour effectuer un cathétérisme cardiaque ne sont pas aussi coûteux que l’échocardiographie, la tomodensitométrie ou l’IRM. Des compétences techniques substantielles pour le cathétérisme et l’anesthésie des petits animaux sont toutefois requises. Le cathétérisme permet des évaluations directes et précises de la fonction cardiaque28. Dans ce protocole, un cathéter PV d’admission est utilisé pour évaluer la fonction cardiaque. Cette technologie, basée sur les propriétés distinctes de conductance électrique du sang et du muscle cardiaque, permet l’enregistrement simultané de la pression et du volume dans la cavité cardiaque et la génération de boucles PV en temps réel 5,35. En bref, le cathéter est composé à la fois d’électrodes d’excitation et d’électrodes d’enregistrement. Les électrodes d’excitation génèrent un champ électrique à l’intérieur du ventricule droit ou gauche. L’électrode d’enregistrement interne mesure le changement de tension, qui est proportionnel à un changement de résistance. La dérivation du volume ventriculaire est basée sur la loi d’Ohm (tension = courant x résistance) à partir de laquelle la conductance (c’est-à-dire l’inverse de la résistance) est calculée. Dans ce contexte, la valeur de conductance mesurée est une combinaison de la conductance sanguine et de la conductance musculaire. Dans le champ électrique, le sang est purement résistif tandis que le muscle a des propriétés à la fois capacitives et résistives. La propriété capacitive du muscle provoque un retard dans le temps du signal mesuré. Le suivi de ce délai, connu sous le nom d’angle de « phase », signale l’intrusion des tissus cardiaques dans le champ lorsque le cœur se contracte. Cette mesure est la plus élevée à la systole et la plus basse à la diastole. Cette propriété permet la séparation de la composante musculaire de la conductance de celle du sang et permet une approximation étroite des volumes systolique et diastolique absolus. Les boucles pression-volume fournissent une gamme de paramètres hémodynamiques qui ne sont pas facilement mesurables par d’autres méthodes, telles que le simple cathétérisme rétrograde à l’aide de cathéters remplis de liquide pour mesurer les pressions cardiaques. Les boucles pression-volume mesurent les pressions ventriculaires mais fournissent également des données sur la contractilité, l’élasticité, la puissance, l’énergie et l’efficacité. De plus, les boucles photovoltaïques fournissent des mesures quantitatives robustes36. Ainsi, l’évaluation de la fonction cardiaque par des boucles PV générées par cathétérisme s’est imposée comme l’étalon-or de la recherche préclinique37. De plus, les techniques précliniques sont pertinentes pour les maladies humaines où le cathétérisme cardiaque, bien qu’avec des cathéters remplis de liquide, est courant. Cependant, le cathétérisme cardiaque chez les rongeurs nécessite une anesthésie impeccable et une excellente technique pour prévenir les pertes de sang excessives, l’hypoventilation ou les changements de température corporelle.

Chez les patients humains, le cathétérisme cardiaque est réalisé en configuration thoracique fermée et l’accès vasculaire est réalisé par la veine jugulaire ou sous-clavière pour le ventricule droit et l’artère radiale ou fémorale pour le ventricule gauche. En raison de la petite taille des souris, l’approche thoracique fermée est souvent difficile. Ainsi, les études menées chez la souris adoptent généralement une approche de poitrine ouverte. Cette technique consiste à ouvrir le thorax, exposant ainsi le cœur, et facilitant l’insertion du cathéter par ponction de l’apex ventriculaire gauche et/ou droit38. Bien que cette approche soit techniquement moins difficile et assez reproductible, ses principales limites comprennent l’hémorragie et d’autres complications de l’insertion apicale de cathéters, ainsi qu’une baisse marquée de la pression intracardiaque résultant de l’ouverture de la cavité thoracique à la pression atmosphérique. L’ouverture du thorax chez un rongeur ventilé induit une diminution de 5 à 10 mm Hg de la pression systolique ventriculaire gauche et une diminution de 2 à 5 mm Hg de la pression ventriculaire droite39. Par conséquent, une approche thoracique fermée qui est moins traumatisante pour le cœur et qui donne des mesures plus pertinentes sur le plan physiologique qui sont plus facilement transposables à l’évaluation clinique de la fonction cardiaque a été développée.

Protocol

Toutes les expériences ont été réalisées conformément aux lignes directrices en matière de biosécurité et d’éthique de l’Université Queen’s (ROMEO/TRAQ#6016826). Les procédures suivies ont été effectuées conformément aux directives de l’établissement. Il s’agit d’une procédure terminale. En raison du caractère invasif des cathétérismes droit et gauche, les animaux doivent être euthanasiés immédiatement après l’acquisition des données. L’euthanasie doit être pratiquée conformément aux lignes directrices de l’établissement en matière d’études animales.

1. Préparation et mise en place de l’expérience

  1. Placez le cathéter dans une seringue de 10 mL avec une solution saline/héparine, à température ambiante 30 minutes avant de commencer l’expérience (Figure 1A).
  2. Après 30 minutes, calibrer le cathéter (p. ex., ligne de base et système d’acquisition) selon les recommandations du fabricant. Le système d’acquisition affiche les valeurs d’étalonnage hautes et basses qui sont utilisées pour calibrer le système d’acquisition avant de commencer une expérience. Affichez ces valeurs et assurez-vous qu’elles correspondent.
    1. Utilisez le bouton « Contrôle de l’équilibre de la pression », « Grossier +/- » ou « Fin +/- » pour régler la valeur de pression de base à zéro.
    2. Effectuez un étalonnage en deux points pour les signaux haut et bas.
      1. Sur la console de commande, appuyez sur « System Setting » dans le « Catheter Menu ».
      2. Appuyez sur « Envoyer le signal d’étalonnage » dans le « Menu des paramètres du système » pour envoyer le signal faible. Assurez-vous que la pression, le volume, la phase et l’amplitude sont respectivement de 0 mm Hg, 0 μL, 0° et 0 μs.
      3. Appuyez sur « Entrée » pour envoyer le signal élevé. Assurez-vous que la pression, le volume, la phase et l’amplitude sont respectivement de 100 mm Hg, 150 μL, 20° et 5 000 μs.
      4. Appuyez sur « Entrée » pour revenir au « Menu des paramètres système ».
      5. Appuyez sur « 6 » pour revenir au « Menu Cathéter ». Appuyez ensuite sur « Acquérir des données ».
  3. Pliez une aiguille de 30 G à environ 90° (Figure 1B,C). Cette aiguille coudée servira à perforer les vaisseaux jugulaires et carotidiens.

2. Anesthésie et contrôle de la température corporelle

  1. Placez la souris (28 g, C57BL/6 dans ce protocole) dans une chambre d’anesthésie contenant du gaz anesthésique (c’est-à-dire de l’oxygène à 100 %, de l’isoflurane à 3 à 4 % pour l’induction).
  2. Lorsque l’animal est anesthésié, ne répondant pas au pincement de la patte ou de la queue, placez la souris en décubitus dorsal sur le coussin chauffant réglé à 37 °C.
  3. Connectez la souris au respirateur à l’aide d’un cône nasal fournissant un mélange de 100 % d’oxygène et de 2 % d’isoflurane. Pour calculer automatiquement les paramètres de ventilation recommandés, entrez le poids de l’animal dans le logiciel propriétaire du ventilateur à l’aide de l’écran tactile. Les calculs utilisent la formule suivante :
    Volume courant = 6,2 x masse animale1,01 (kg),
    Fréquence respiratoire = 53,5 x masse animale - 0,26 (kg).
  4. Activez la ligne d’anesthésie de la chambre d’anesthésie au cône nasal.
  5. Insérez la sonde de retour de température dans le rectum et la sonde du tampon entre le tapis et l’arrière de la souris, en réglant la température corporelle souhaitée entre 37 °C et 37,5 °C. Contrôlez la température de l’animal sur l’écran du moniteur (Figure 2A,B).
  6. Collez les pattes avant et une patte distale de la souris sur la couverture chauffante à l’aide de ruban chirurgical, en laissant une patte arrière libre pour surveiller la profondeur de l’anesthésie.

3. Accès au site chirurgical

  1. Effectuer une incision cervicale de la ligne médiane ventrale en forme de H de 2 cm du manubrium au niveau de l’os hyoïde.
    1. Réfléchissez la peau loin des muscles sous-jacents. Si nécessaire, ces muscles peuvent être excisés pour une meilleure visualisation.
    2. Déplacez doucement la glande sous-maxillaire sur le côté.
    3. Disséquer les tissus mous cervicaux et exposer le sterno-cléido-mastoïdien et le muscle sterno-hyoïdien avec des pinces en utilisant la méthode de dissection émoussée.
    4. Fendez le fascia au milieu, recouvrant le sternohyoïde apparié. Laissez le sternohyoïdien apparié se rétracter latéralement pour exposer la trachée. Veillez à ne pas endommager les artères carotides et les nerfs vagues, qui longent la trachée.
  2. Passez des pinces sous la trachée pour l’élever. Ensuite, passez une suture chirurgicale en soie 4.0 sous la trachée et faites un nœud potentiel au milieu de la suture, qui sera ensuite resserré pour fixer la sonde endotrachéale (Figure 3A).
  3. À l’aide de ciseaux, faites une petite incision entre les anneaux cartilagineux de la trachée sous le niveau du larynx. Insérez la sonde endotrachéale (Figure 3B).
  4. Connectez la canule de trachéotomie au respirateur et commencez la ventilation avec 100 % d’oxygène et 2 % d’isoflurane. Serrez le nœud autour de la trachée pour fixer la sonde endotrachéale et collez la tubulure du respirateur à la table opératoire. Assurez-vous que la trachée n’est pas obstruée ou affaissée (Figure 3C).

4. Isolement de la jugulaire droite et de la carotide droite

  1. Isolement de la carotide droite
    1. À l’aide d’une dissection contondante, déplacez le muscle sterno-hyoïdien latéralement pour exposer et isoler l’artère carotide droite.
    2. Isolez l’artère carotide du nerf vague par dissection contondante à l’aide d’une pince.
    3. Passer trois sutures chirurgicales (4.0) sous l’artère carotide, à l’exclusion du nerf vague.
  2. Isolement de la veine jugulaire droite
    1. Déplacez latéralement la glande sous-maxillaire et la glande parotide pour visualiser la veine jugulaire droite. Disséquez et exposez sans ménagement la veine jugulaire droite à l’aide d’une pince. Disséquez soigneusement la veine et retirez le fascia environnant.
    2. Passez la pince sous la veine jugulaire.
    3. Passez une suture chirurgicale sous la veine jugulaire, puis attachez-la sur le côté crânien de la veine. Appliquez une légère traction sur cette suture dans le sens de la tête à l’aide d’une pince hémostatique.
    4. Passez deux sutures supplémentaires sous la veine jugulaire. Tirez doucement la suture la plus distale dans le sens caudal à l’aide d’une pince hémostatique. Faites un nœud lâche et potentiel dans la suture du milieu.
    5. Mettez plusieurs gouttes de solution saline physiologique réchauffée sur le vaisseau à l’endroit de la veinotomie prévue.

5. Interventions chirurgicales pour le cathétérisme ventriculaire droit et ventriculaire gauche

  1. cathétérisme ventriculaire droit (figure 4 A-D).
    1. À l’aide du stéréomicroscope, identifiez la veine jugulaire.
    2. Appliquez doucement une traction supérieure sur la veine. Effectuez une veinotomie en insérant une aiguille courbée de 30 G entre la suture crânienne et la suture moyenne. Insérez l’aiguille à un angle de 140° par rapport à la veine pour vous assurer qu’elle entre de manière coaxiale.
    3. Une fois insérée, dilatez la veinotomie en déplaçant l’aiguille. Insérez l’embout du cathéter dans la veinotomie, sous l’aiguille. Ensuite, attachez délicatement la suture du milieu, en fixant le cathéter.
      REMARQUE : Faites très attention à ne pas attacher la suture trop serrée, car une force excessive peut endommager le cathéter.
    4. Relâchez la suture caudale et faites avancer le cathéter dans le ventricule droit, en détectant la forme d’onde de pression ventriculaire droite classique sur un moniteur continu.
    5. Stabiliser la pression ventriculaire droite. Assurez-vous du bon positionnement du cathéter dans le ventricule droit pour générer une boucle PV optimale.
      1. Stabilisez la magnitude, qui reflète le sang et le muscle, pour générer des boucles pression-amplitude (c’est-à-dire la pression de l’axe Y, la magnitude de l’axe X). Si nécessaire, faites pivoter doucement la tige du cathéter pour obtenir un placement optimal du cathéter le long de l’axe du ventricule droit.
        REMARQUE : La valeur de phase maximale, qui reflète le muscle, doit être inférieure à 7°.
    6. Lorsque le signal de la boucle pression-amplitude est optimal, appuyez sur la touche « Entrée » de la console pendant l’acquisition pour effectuer un balayage de la ligne de base. Assurez-vous que la fréquence cardiaque indiquée sur l’écran du moniteur en battements par minute (bpm) se situe dans une plage physiologique (c’est-à-dire 400 à 600 bpm).
    7. Générez les boucles PV. Remplacez « Magnitude » par « Volume » comme paramètre pour l’axe X et conservez la pression comme axe Y. Lorsque le signal des boucles PV est optimal, enregistrez pendant 30 s.
    8. Arrêtez l’enregistrement. Tirez le cathéter vers l’arrière et essuyez-le doucement avec de la gaze. Placez le cathéter dans une solution d’héparine et de chlorure de sodium et attachez la suture caudale pour arrêter le saignement de la veine jugulaire.
  2. cathétérisme ventriculaire gauche (figure 5 A à D).
    1. Élevez doucement la carotide droite, qui était auparavant isolée (5A) en glissant des pinces courbées sous l’artère.
    2. Attachez la suture précédente, obstruant ainsi l’artère. Ensuite, appliquez doucement la traction dirigée crânienne à l’aide d’une pince hémostatique.
    3. Tirez la suture la plus distale dans le sens caudal à l’aide d’une pince hémostatique. Faites un nœud potentiel lâche sur la suture du milieu.
    4. Mettez plusieurs gouttes de solution saline physiologique réchauffée sur le vaisseau à l’endroit de l’artériotomie prévue. Concentrez-vous sur la section crânienne, entre la suture caudale et la suture moyenne, à l’aide du microscope stéréotaxique.
    5. Appliquez doucement une traction supérieure sur l’artère. Réaliser une artériotomie, en insérant une aiguille courbée de 30 G entre la suture crânienne et la suture moyenne. Insérez l’aiguille à 140° par rapport à l’artère pour vous assurer qu’elle entre de manière coaxiale.
    6. Insérez l’extrémité du cathéter dans l’artériotomie, puis serrez la suture du milieu pour fixer le cathéter. Simultanément, relâchez la suture distale et avancez le cathéter dans l’aorte pour commencer l’enregistrement. Assurez-vous que le canal de pression présente une trace typique de l’aorte.
    7. Avancez le cathéter rétrograde à travers la valve aortique dans le ventricule gauche. L’entrée dans le ventricule gauche sera évidente par la chute soudaine et marquée de la pression diastolique de l’aorte.
    8. Stabiliser la pression ventriculaire gauche. Assurez-vous du bon positionnement du cathéter dans le ventricule gauche pour générer une boucle PV optimale.
      1. Stabilisez la magnitude, qui reflète le sang et le muscle, pour générer des boucles pression-amplitude (c’est-à-dire la pression de l’axe Y, la magnitude de l’axe X). Si nécessaire, faites pivoter doucement la tige du cathéter pour obtenir un placement optimal du cathéter le long de l’axe du ventricule gauche.
        REMARQUE : La valeur de phase maximale, qui reflète le muscle, doit être inférieure à 7°.
    9. Arrêtez l’enregistrement. Retirez le cathéter et mettez-le dans une solution d’héparine et de chlorure de sodium. Attachez ensuite la suture caudale.
    10. Nettoyez le cathéter avec un détergent enzymatique (p. ex., endozime).
      REMARQUE : Après la chirurgie, euthanasiez l’animal conformément aux lignes directrices de l’établissement en matière d’études animales. 

6. Analyse des données

  1. Effectuez l’analyse de la boucle photovoltaïque selon les recommandations établies.
    1. Sélectionnez la trace pression-volume optimale (idéalement un enregistrement complet et stable de 30 s). Sur le logiciel, cliquez sur « Avancé », cliquez sur « Boucles », puis cliquez sur « Calcul hors ligne ».
    2. Sélectionnez le volume comme canal de volume et la pression comme canal de pression.
    3. Pour des résultats cohérents, un minimum de 20 boucles est nécessaire.

Representative Results

Le cathéter a été placé dans une seringue de 10 mL contenant une solution de solution saline héparinée à température ambiante 30 minutes avant le cathétérisme (figure 1A). Une aiguille de 30 G a été pliée à ~90° (Figure 1B, C) et une canule de trachéotomie de 1,45 mm de diamètre a été préparée (Figure 1C).

Le maintien de la température corporelle physiologique est essentiel. La souris a été scotchée et reliée au respirateur par un cône nasal. La sonde de rétroaction a été placée entre le pad et l’arrière de la souris. Une sonde rectale a été insérée pour surveiller la température corporelle de l’animal (figure 2A). La température corporelle (37,1 °C) et la température de la coussinette (40,7 °C) ont été surveillées (figure 2B).

Des photographies des étapes critiques de la procédure d’intubation sont présentées à la figure 3A à C. Une intubation réussie et sans obstruction a permis d’obtenir une fréquence respiratoire régulière avec une pression de pointe stable (figure 2B).

Des images des étapes critiques du cathétérisme cardiaque droit, de l’isolement de la veine jugulaire (figure 4A à C) à l’insertion du cathéter dans la veine jugulaire, sont présentées à la figure 4D. La figure 5 montre les étapes critiques du cathétérisme cardiaque gauche, y compris l’isolement de l’artère carotide droite (Figure 5 A, B) et l’insertion du cathéter (Figure 5 C, D)

Le cathéter a été introduit dans la veine jugulaire et a avancé dans le ventricule droit. Ensuite, la pression ventriculaire droite a été stabilisée et le positionnement correct a été vérifié. Toutes les électrodes du cathéter (longueur d’axe de 6 mm de long) devaient se trouver à l’intérieur des cavités du ventricule droit et ne pas être en contact avec les parois du ventricule. Le positionnement optimal du cathéter, tel qu’il est schématiquement représenté à la figure 6A , a généré des boucles PV optimales (c.-à-d. triangulaires, régulières). Un mauvais positionnement tel qu’il est schématiquement représenté à la figure 6B (c.-à-d. le contact avec la paroi ventriculaire) entraînera des boucles PV défectueuses (c.-à-d. des boucles effondrées et irrégulières).

Le cathéter a été introduit dans la carotide, a avancé dans l’aorte, puis a progressé rétrograde à travers la valve aortique dans le ventricule gauche. La pression ventriculaire gauche a été stabilisée et le positionnement droit a été vérifié. Toutes les électrodes du cathéter (longueur d’axe de 6 mm de long) doivent se trouver à l’intérieur des cavités du ventricule gauche et ne pas être en contact avec les parois du ventricule. Le positionnement optimal du cathéter, tel qu’il est schématiquement représenté à la figure 6C , a généré des boucles PV optimales (c.-à-d. rectangulaires, régulières). Un mauvais positionnement tel qu’il est schématiquement représenté à la figure 6D (c.-à-d. le contact avec la paroi ventriculaire) a donné lieu à des boucles PV défectueuses (c.-à-d. des boucles effondrées, non rectangulaires et irrégulières).

L’hémodynamique représentative générée par les boucles PV gauche et droite a montré une fréquence cardiaque de 410 bpm, un débit cardiaque de 9 107 μL/min et un volume d’éjection de 24,5 μL. Les paramètres spécifiques du ventricule droit ont montré une pression systolique ventriculaire droite de 21,9 mm Hg, une pression diastolique de l’extrémité ventriculaire droite de 1,049 mm Hg, une fraction d’éjection de 56,1 %, dp/dt max de 1 469 mm Hg/s, dp/dt max de -1 504 mm Hg/s, volume diastolique final de 38,4 μL, travail de course de 0,068 mJ, surface pression-volume de 0,089 mJ, élastance artérielle pulmonaire (Ea) de 0,83 mm Hg/μL et facteur Tau de 12,8 ms. Les paramètres spécifiques du ventricule gauche ont montré une pression systolique ventriculaire gauche de 77,1 mm Hg, une pression diastolique de l’extrémité ventriculaire gauche de 2,33 mm Hg, une fraction d’éjection de 59,1 %, un dp/dt max de 4 695 mm Hg/s, un dp/dt max de -3 553 mm Hg/s, un volume diastolique final de 36,9 μL, un travail de course de 0,14 mJ, une surface pression-volume de 0,22 mJ, élastance artérielle (Ea) de 5,37 mm Hg/μL et facteur Tau de 15,1 ms (tableau 1).

Paramètres hémodynamiques
RH (BPM) 410,6 ± 23,3
CO (μL/min) 9107 ± 1016
SV (μL) 24,5 ± 2,3
Fonction RV
RVSP (mmHg) 21,9 ± 2,15
RVEDP (mmHg) 1,042 ± 0,12
FE (%) 56,1 ± 4,4
dP/dt max (mmHg/s) 1469 ± 170
dP/dt max (- mmHg/s) 1504 ± 215
EDV (μL) 38,4 ± 3,7
SW (mJoules) 0,068 ± 0,008
PVA (mJoules) 0,084 ± 0,009
Ea (mmHg/μL) 0,83 ± 0,09
Facteur Tau (ms) 12,8 ± 0,8
Fonction BT
LVSP (mmHg) 77,1 ± 2,4
LVEDP (mmHg) 2,33 ± 0,17
FE (%) 59,1 ± 3,6
dP/dt max (mmHg/s) 4695 ± 355
dP/dt max (- mmHg/s) 3553 ± 373
EDV (μL) 36,9 ± 4,8
SW (mJoules) 0,14 ± 0,013
PVA (mJoules) 0,22 ± 0,03
Ea (mmHg/μL) 5,37 ± 0,9
Facteur Tau (ms) 15,07 ± 1,7
CO, débit cardiaque ; Ea, élastance artérielle ; EDV, volume diastolique de fin ; FC, fréquence cardiaque ; LVEDP, volume diastolique de l’extrémité ventriculaire gauche ; LVSP, pression systolique ventriculaire gauche ; PVA, zone volumique de pression ; RVEDP, pression diastolique de l’extrémité ventriculaire droite ; RVSP, pression systolique ventriculaire droite ; SV, volume de course ; SW, travail sur les coups ; Facteur Tau, Tau Mirsky. N = 6 souris. Les valeurs sont exprimées ± MEB

Tableau 1 : Tableau des paramètres hémodynamiques. Paramètre hémodynamique ventriculaire gauche et droit mesuré chez six souris.

Figure 1
Figure 1 : Préparation et montage de l’expérience. (A) Cathéter dans une seringue de 10 mL de solution saline/héparine, (B), (C) aiguille de 30 G pliée à environ 90°, (D) canule de trachéotomie, diamètre de 1,45 mm. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 2
Figure 2 : Anesthésie, contrôle de la température corporelle . (A) Souris avec trois pattes scotchées, reliées au respirateur par un cône nasal, avec rétroaction et sondes rectales insérées. Notez que le coussin chauffant se trouve sous la couverture chirurgicale. (B) Contrôle du moniteur de température indiquant la température du corps (rectal) et du coussinet (rétroaction) et les paramètres de ventilation : fréquence respiratoire (réglage RR), volume courant moyen (Meas TV), pression de pointe (PeakPress) et ventilation minute (MinVol). Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 3
Figure 3 : Procédure d’intubation. (A) La peau a été arrachée et coupée. La glande sous-maxillaire a été doucement écartée. Le sterno-cléido-mastoïdien et le muscle sterno-hyoïdien ont été séparés, puis des pinces ont été passées sous la trachée, à l’aide d’une dissection douce et contondante. (B) De la soie chirurgicale (4.0) a été passée sous la trachée et une petite incision a été pratiquée antérieurement entre deux anneaux cartilagineux de la trachée. La trachéotomie a été insérée et attachée. (C) Le tube de trachéotomie était relié au ventilateur et la suture était attachée autour du tube. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 4
Figure 4 : Cathétérisme ventriculaire droit. (A), (B), (C) La veine jugulaire droite a été isolée, puis une suture chirurgicale a été passée en dessous et attachée à la face crânienne de la veine. Une légère traction a été appliquée sur cette suture en direction de la tête à l’aide d’une pince hémostatique. Deux sutures supplémentaires ont été passées distalement, sous la veine jugulaire. La suture la plus distale a été tirée doucement dans le sens caudal à l’aide d’une pince hémostatique. Un noeud potentiel lâche a été fait dans la suture du milieu. (D) Le cathéter a été inséré dans la veine jugulaire, la suture moyenne a été attachée au cathéter. Les images en (C) et (D) sont agrandies à l’aide d’un stéréomicroscope. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 5
Figure 5 : Cathétérisme ventriculaire gauche. (A), (B) La carotide droite a été isolée, puis une suture chirurgicale a été passée sous la veine jugulaire et attachée sur le côté crânien de la veine. Une légère traction a été appliquée sur cette suture en direction de la tête à l’aide d’une pince hémostatique. Deux sutures supplémentaires ont été passées sous l’artère carotide. La suture la plus distale a été doucement tirée dans le sens caudal à l’aide d’une pince hémostatique. Un nœud potentiel lâche dans la suture médiane a été fait. (C) L’extrémité du cathéter a été insérée dans l’artère carotide, puis la suture moyenne a été attachée au cathéter pour la fixer. (D) Le cathéter a été légèrement avancé rétrograde le long de la carotide vers l’aorte. Les images en (B), (C), (D) sont agrandies à l’aide d’un stéréomicroscope. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 6
Figure 6 : Représentation schématique du positionnement du cathéter et des boucles PV qui en résultent. (A) Positionnement optimal du cathéter dans le ventricule droit. L’extrémité du cathéter se trouve au milieu du ventricule, isolée des parois du ventricule. Boucles PV représentatives résultant d’un positionnement optimal du cathéter dans le ventricule droit (c’est-à-dire stable, triangulaire). (B) Mauvais positionnement du cathéter dans le ventricule droit. L’extrémité du cathéter est en contact avec les parois ventriculaires. Boucle PV représentative du bruit résultant d’un positionnement sous-optimal du cathéter dans le ventricule droit (c.-à-d. affaissé, irrégulier). (C) Positionnement optimal du cathéter dans le ventricule gauche. L’extrémité du cathéter se trouve au milieu du ventricule, isolée des parois du ventricule. Boucles PV représentatives résultant d’un positionnement optimal du cathéter dans le ventricule gauche (c.-à-d. stable, rectangulaire). (D) Mauvais positionnement du cathéter dans le ventricule gauche. L’extrémité du cathéter est en contact avec les parois ventriculaires. Boucles PV représentatives résultant d’un positionnement sous-optimal du cathéter dans le ventricule gauche (c.-à-d. affaissé, irrégulier). Un filtre de bruit FIR de 50 Hz a été appliqué pour générer les boucles PV. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Discussion

L’évaluation de la fonction cardiaque est une étape cruciale pour la recherche préclinique cardiovasculaire et pulmonaire-vasculaire. Dans ce travail, nous avons proposé un protocole d’évaluation biventriculaire de la fonction cardiaque chez la souris. Grâce à cette approche, il est possible de générer les boucles PV du ventricule droit et du ventricule gauche dans la même souris. Cette approche fournit une évaluation robuste et complète de la fonction cardiaque, permettant de mesurer la fonction systolique et diastolique, ainsi que le volume d’AVC et le débit cardiaque. Contrairement à l’approche thoracique ouverte classiquement utilisée pour le cathétérisme chez les rongeurs, cette technique thoracique fermée permet d’obtenir une physiologie plus stable et des données plus pertinentes sur le plan physiologique. Bien qu’elle soit techniquement plus difficile et dépendante des compétences de l’opérateur pour positionner avec succès le cathéter dans les ventricules droit et gauche, l’approche thoracique fermée limite les traumatismes et les hémorragies associés à la chirurgie thoracique ouverte et réduit les changements de pression drastiques associés à l’exposition des poumons à la pression atmosphérique. L’approche thoracique fermée imite également mieux la procédure de cathétérisme cardiaque pratiquée chez les patients, ce qui renforce la pertinence de l’utilisation de cette technique dans la recherche préclinique.

L’intervention chirurgicale est l’étape critique du protocole. Même lors de l’utilisation d’un microscope chirurgical pour l’insertion d’un cathéter dans la veine jugulaire ou l’artère carotide, ce qui est recommandé, cette procédure nécessite de la pratique et des compétences techniques. Une dissection soigneuse des vaisseaux exempts du fascia environnant au moyen d’une dissection douce et contondante augmentera le succès de la canulation tout en minimisant le risque d’hémorragie. Pour minimiser la perte de sang, il est crucial de canuler la carotide par étapes séquentielles : 1) introduire l’extrémité du cathéter dans l’artère carotide ; 2) attachez doucement la suture autour de la partie de l’artère qui contient le cathéter ; 3) libérer la suture sécurisée, permettant le mouvement du cathéter tout en maintenant une légère traction vers le haut pour minimiser les saignements ; et 4) faire avancer le cathéter jusqu’à l’aorte. Le positionnement du cathéter dans le ventricule, tel que déterminé par la surveillance de la forme d’onde en temps réel, est la partie la plus difficile de ce protocole. Toutes les électrodes du cathéter doivent se trouver à l’intérieur de la cavité ventriculaire et aucune ne doit toucher la paroi. Tout mauvais positionnement du cathéter entraînera des boucles PV irrégulières et affectera négativement ou empêchera l’acquisition de données. Reconnaître la forme d’onde pression-volume caractéristique qui résulte de la présence de toutes les électrodes dans le ventricule permet d’être sûr d’une position appropriée du cathéter. Il est essentiel d’obtenir une forme d’onde de pression ventriculaire stable et des boucles pression-amplitude stables avant de passer au mode PV et à l’acquisition de volume. Une bonne connaissance de la physiologie et de l’anatomie cardiaques est essentielle au succès de cette procédure. La lecture en ligne des traces PV, de l’oreillette, de la zone de la valve tricuspide et du ventricule droit, montrera l’avancement du cathéter et aidera à obtenir un positionnement correct. Il est essentiel de connaître la fréquence cardiaque normale (400 à 600 bpm), ainsi que les formes d’onde et les pressions attendues (par exemple, pression systolique ventriculaire droite, 18 à 25 mm Hg, pression diastolique <5 mm Hg ; pression systolique ventriculaire gauche 60 à 120 mm Hg40, pression diastolique <8 mmHg) chez la souris pour permettre à l’opérateur d’évaluer la véracité des données observées.

La qualité et la reproductibilité des données dépendront de la rapidité de la procédure et de la perte de sang ou de l’hémorragie. La procédure de l’anesthésie à la fin de l’acquisition des données prend en moyenne ~30 à 40 minutes par souris. Le cathétérisme du cœur droit, de l’insertion du cathéter à l’acquisition des données, prend 5 à 10 minutes, le cathétérisme du cœur gauche, de l’insertion du cathéter à l’acquisition des données, prend encore 10 à 15 minutes. Les données de qualité de publication sont obtenues dans ~75% des cas. La séquence des étapes du cathétérisme cardiaque doit être maintenue constante entre les animaux. Dans cette procédure, les souris sont d’abord intubées, suivies du cathétérisme ventriculaire droit et enfin du cathétérisme ventriculaire gauche. La décision de procéder dans cet ordre est fondée sur la plus grande difficulté et le plus grand risque de saignement du cathétérisme cardiaque gauche par rapport au cathétérisme cardiaque. Un artefact d’enregistrement de bruit non spécifique de 50 Hz peut être observé. Ce bruit peut être diminué à l’aide d’un filtre FIR avec une coupure haute à 50 Hz et une coupure basse de 0 sur le logiciel. Pour le canal de volume, créez un nouveau filtre de canal/filtre/FIR. Un filtre coupe-bande de 50 Hz peut également être appliqué lors de l’acquisition des données afin d’éliminer le bruit du réseau et d’éliminer toute interférence radiofréquence.

Plus le cathétérisme est rapide, meilleure est la qualité des données. Sur la base de l’expérience précédente, il est recommandé d’acquérir les données dans les 15 minutes. L’augmentation du temps de cathétérisme augmente le stress physiologique sur l’animal et augmente le risque d’arythmie due à la présence du cathéter dans la cavité. Ces forces peuvent réduire le volume de la course et nuire à la reproductibilité et à l’interprétabilité des formes d’onde. De plus, l’extrémité du cathéter est pointue et peut endommager ou perforer le ventricule. Ceci est particulièrement important pour le ventricule droit, qui est ~ 1/3 de l’épaisseur du ventricule gauche.

La trachéotomie invasive et la ventilation mécanique à pression positive permettent une respiration stable et contrôlée des souris et diminuent la variabilité de l’acquisition des boucles PV. Cependant, la pression expiratoire positive (PEEP) contraste nettement avec la ventilation normale, qui est un phénomène de pression négative. Ensemble, la ventilation à pression positive et la PEEP abaissent le débit cardiaque et réduisent la pression cardiaque droite. Ainsi, bien qu’elle soit nécessaire à l’acquisition de données stables, la ventilation mécanique ainsi que les effets cardiodépressifs de l’anesthésie affecteront les boucles PV et devraient être considérés comme une limitation. L’arrêt transitoire de la ventilation mécanique pendant le bref enregistrement des boucles PV est utilisé pour éliminer cette source potentielle d’artefacts. Notez que l’efficacité de la ventilation peut être confirmée par la surveillance capnographie du dioxyde de carbone.

Les compétences techniques requises pour l’approche thoracique fermée peuvent être une limite de cette technique. De même, il est difficile d’obtenir un positionnement correct et stable du cathéter dans le ventricule. Les chances de succès augmentent avec l’expérience de l’opérateur et avec la taille et le poids des souris. Le cathétérisme des souris de moins de 20 g est extrêmement difficile. La géométrie unique de la chambre du ventricule droit peut affecter la mesure du volume et doit être prise en compte. L’anesthésique utilisé, la fréquence cardiaque, la température et la tension animale peuvent affecter les paramètres hémodynamiques et doivent être soigneusement signalés et surveillés.

En conclusion, dans ce protocole, le cathétérisme ventriculaire droit et le cathétérisme ventriculaire gauche sont effectués chez la même souris. Selon les objectifs spécifiques d’un scientifique, le cathétérisme ventriculaire gauche ou droit peut être effectué indépendamment, en utilisant la partie appropriée de la procédure biventriculaire. Cependant, l’approche présentée est optimale pour une évaluation complète de la fonction cardiaque.

Disclosures

Aucun

Acknowledgments

Les auteurs tiennent à remercier le personnel de l’animalerie de l’Université Queen’s pour son aide et sa collaboration. Les auteurs tiennent à remercier Austin Read, candidat à la maîtrise en sciences de TMED, pour son aide.

Cette étude a été financée en partie par les subventions des National Institutes of Health (NIH) des États-Unis NIH 1R01HL113003-01A1 (S.L.A.), NIH 2R01HL071115-06A1 (S.L.A.), de la Fondation canadienne pour l’innovation et de l’Unité cardiopulmonaire de l’Université Queen’s (QCPU) 229252 et 33012 (S.L.A.), Chaire de recherche du Canada de niveau 1 en dynamique mitochondriale et médecine translationnelle 950-229252 (S.L.A.), Subvention Fondation des Instituts de recherche en santé du Canada (IRSC) PND des IRSC 143261, la Fondation William J. Henderson (S.L.A.), la bourse d’études du Réseau vasculaire canadien (F.P.) et la bourse d’études de la famille Paroian de l’Association canadienne d’hypertension pulmonaire (F.P.)

Materials

Name Company Catalog Number Comments
ADVantage Pressure-Volume System (ADV500) Transonic FY097B
Endozime AW triple plus Ruhof 34521
Fiber optic dual Gooseneck Volpi Intralux # 6000-1
Forceps F.S.T 11052-10
Forceps F.S.T 11251-20
Gauze sponges Dermacea 441400
Hemostatic clamp F.S.T 13003-10
Hemostatic clamp F.S.T 13018-14
Heparin sodium Sandoz 023-3086 100 U/L
High-fidelity admittance catheter Scisence; Transonic FTH-1212B-3518
Isofluorane Baxter CA2L9108
labScribe v4 software iworx LS-30PVL
Needle (30 gauge) BD 305106
sodium chloride injection Baxter JB1309M 0.9%(wt/vol)
Stereo microscope Cole-Parmer OF-48920-10
Surgical suture SERAFLEX ID158000 black braided silk, 4.0
Surgical tape 3M, Transpore SN770
Tabletop Single Animal Anesthesia Systems Harvard apparatus 72-6468
Tracheotomy canula 1.45 mm diameter Harvard apparatus 72-1410
Ventilator, far infrared warming pad for mice and rats PhysioSuite Kent scientific corporation # PS-02

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Évaluation biventriculaire de la fonction cardiaque et des boucles pression-volume par cathétérisme thoracique fermé chez la souris
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Potus, F., Martin, A. Y., Snetsinger, B., Archer, S. L. Biventricular Assessment of Cardiac Function and Pressure-Volume Loops by Closed-Chest Catheterization in Mice. J. Vis. Exp. (160), e61088, doi:10.3791/61088 (2020).

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