Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Behavior
Click here for the English version

Behavior

Høy gjennomstrømningmetode for måling av alkoholsedasjonstid for individuell drosofilmelanogaster

Published: April 20, 2020 doi: 10.3791/61108
Automatic Translation
*1, *1, 1, 1
1Department of Genetics and Biochemistry and Center for Human Genetics, Clemson University
* These authors contributed equally

Summary

Nåværende metoder for å måle alkoholfølsomhet i Drosophila er designet for å teste grupper av fluer. Vi presenterer en enkel, rimelig, høy gjennomstrømningsanalyse for å vurdere alkoholsedasjonsfølsomhet i et stort antall enkeltfluer. Metoden krever ikke spesialiserte verktøy og kan utføres i et laboratorium ved hjelp av vanlige materialer.

Abstract

Drosophila melanogaster gir en utmerket modell for å studere den genetiske underbyggelsen av alkoholfølsomhet. I motsetning til studier i menneskelige populasjoner, gir Drosophila-modellen streng kontroll over genetisk bakgrunn, og nesten ubegrenset antall individer av samme genotype kan oppdras raskt under godt kontrollerte miljøforhold uten regulatoriske restriksjoner og til relativt lave kostnader. Fluer utsatt for etanol gjennomgår fysiologiske og atferdsmessige endringer som ligner menneskelig alkoholforgiftning, inkludert tap av postural kontroll, sedasjon og utvikling av toleranse. Her beskriver vi en enkel, rimelig, høy gjennomstrømningsanalyse for å vurdere alkoholsedasjonsfølsomhet i et stort antall enkeltfluer. Analysen er basert på videoopptak av enkeltfluer introdusert uten anestesi i 24-brønncellekulturplater i et oppsett som muliggjør synkron initiering av alkoholeksponering. Systemet gjør det mulig for en enkelt person å samle inn individuelle etanolsedasjonsdata på så mange som 2000 fluer innen en 8-h arbeidsperiode. Analysen kan i prinsippet utvides for å vurdere effekten av eksponering for ethvert flyktig stoff og brukes til å måle effekter av akutt toksisitet av flyktige på andre insekter, inkludert andre fluearter.

Introduction

National Institute on Alcohol Abuse and Alcoholism rapporterer at i 2015 overdreven alkoholforbruk, utpekt som "alkoholbruk lidelse", påvirket anslagsvis 16 millioner mennesker i USA. Alkoholmisbruk forårsaker et bredt spekter av negative fysiologiske effekter og er en viktig dødsårsak i USA. Hos mennesker har redusert følsomhet, eller lavt nivå av respons på alkohol, en sterk genetisk komponent og er forbundet med en høyere risiko for å utvikle alkoholbruksforstyrrelser1,2,3,4.4 Genetiske risikostudier på menneskers populasjoner er utfordrende på grunn av befolkningsblanding, ulike utviklingshistorier og miljøeksponeringer, og avhengighet av selvrapporterte spørreskjemaer for å kvantifisere alkoholrelaterte fenotyper, som ofte er forvirret med andre nevropsykiatriske tilstander.

Drosophila melanogaster gir en utmerket modell for å studere den genetiske underbyggelsen av alkoholfølsomhet5,,6,,7,8. Drosophila-modellen gir streng kontroll over genetisk bakgrunn, og nesten ubegrenset antall individer av samme genotype kan oppdras raskt under godt kontrollerte miljøforhold uten regulatoriske restriksjoner og til relativt lave kostnader. I tillegg til offentlig tilgjengelige mutasjoner og RNAi-linjer som retter seg mot et flertall av gener i genomet, har tilgjengeligheten av Drosophila melanogaster Genetic Reference Panel (DGRP), en populasjon av 205 innavlede villavledede linjer med komplette genomsekvenser, aktivert genomomfattende foreningsstudier9,10. Slike studier har identifisert genetiske nettverk forbundet med effekter på utviklingstid og levedyktighet ved utviklingseksponering for etanol11,12. Evolusjonær bevaring av grunnleggende biologiske prosesser gjør det mulig å trekke oversettelsesslutninger ved å overliste menneskelige orthologs på sine flykolleger.

Fluer utsatt for etanol gjennomgår fysiologiske og atferdsmessige endringer som ligner menneskelig alkoholforgiftning, inkludert tap av postural kontroll8, sedasjon og utvikling av toleranse13,14,15. Alkohol indusert sedasjon i Drosophila kan kvantifiseres ved hjelp av inebriometre. Dette er 122 cm lange vertikale glasssøyler med skråmaskepartisjoner som fluer kan feste16,,17,18. En gruppe på minst 50 fluer (kjønn kan analyseres separat) innføres i toppen av kolonnen og utsettes for etanoldamp. Fluer som mister postural kontroll faller gjennom kolonnen og samles med 1 min intervaller. Gjennomsnittlig elutiontid tjener som et mål på følsomhet for alkoholforgiftning. Når fluer blir utsatt for alkohol en gang etter å ha kommet seg etter den første eksponeringen, kan de utvikle toleranse, som tydelig fra et skifte i gjennomsnittlig elutiontid13,15,19,20. Mens inebriometer analyser har ført til identifisering av gener, genetiske nettverk og cellulære veier forbundet med alkoholsedasjonsfølsomhet og utvikling av toleranse12,13,14,21, er analysen tidkrevende, lavgjennomstrømning og ineffektiv for måling av alkoholfølsomhet i enkeltfluer.

Alternative etanol sedasjon analyser som ikke krever den forseggjorte inebriometer oppsett tillate for mer praktiske målinger, men er fortsatt begrenset i gjennomstrømning og generelt krever analyser av grupper av fluer i stedet for enkeltpersoner21,22,23,24,25. Vurdering av enkeltfluer minimerer potensialet for forvirrende effekter på grunn av gruppeinteraksjoner, for eksempel de som stammer fra sosial atferd. Her presenterer vi en enkel, rimelig, høy gjennomstrømningsanalyse for å vurdere alkoholsedasjonsfølsomhet i et stort antall enkeltfluer.

Protocol

1. Bygging av testapparatet

  1. Lag en pappmal på størrelse med en 24-brønncellekulturplate ved å spore rundt platen på papp og kutte ut det angitte området.
  2. Klipp et stykke lite insektskjermnett på størrelse med cellekulturplaten ved hjelp av pappmalen fra trinn 1.1.
  3. Forbered en 24-brønncellekulturplate ved å plassere en liten linje med varmt lim rundt omkretsen av toppen av platen ved hjelp av en varm limpistol og feste skjermnettet på toppen av de åpne brønnene.
  4. Fest en trehåndverkspinne til hver av tre sider av samme cellekulturplate fra trinn 1.3 ved hjelp av en varm limpistol. Den modifiserte cellekulturplaten skal nå ligne platediagrammet som vises i figur 1A og det eksperimentelle oppsettet som vises i figur 2.
    MERK: Forbered minst like mange cellekulturplater som vil passe i filmkamrene (se nedenfor).

Figure 1
Figur 1: Diagram over testapparatet og filmkammeret. (A) Øvre diagrammer. Topp-, side- og frontvisninger av testapparatet vises henholdsvis. Et skjermnett ligger flatt på toppen av en 24-brønncellekulturplate. Trehåndverkspinnene, representert ved pilhodene, er festet til tre tilstøtende sider for stabilitet og justeringshjelp, to på siden av brønnplaten med seks brønner og en på siden av platen med fire brønner. Alle tilbehør er varme limt på apparatet. (B) Lavere diagrammer. Topp-, side- og frontvisningene for analyseoppsettet vises henholdsvis. En spalte er kuttet i høyre side av boksen, fra åpningen for lokket til baksiden av åpningen, med bunnen av spaltenivået til den indre overflaten. Hullet på toppen av boksen, overflaten parallelt med bakken, er sentrert for maksimal videoeksponering. Den skyggelagte boksen representerer videokameraet. Vennligst klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Figure 2
Figur 2: Fotografi av analysesystemet. Videokameraet er plassert på toppen av polystyrenkammeret, med linsen satt inn i det utskårne hullet, illustrert i diagrammene til figur 1B. To sett med modifiserte 24-brønncellekulturplater hviler på toppen av en belysningspute som settes inn i en spalte gjennom siden av kammeret. Vennligst klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

2. Bygging av filmkammeret

  1. Lag et filmkammer ved å kutte et hull på størrelse med videokameralinsen på siden av en polystyrenboks. Klipp en ekstra spalte bredden på belysningsputen på motsatt side av polystyrenboksen. Filmkammeret skal ligne filmkammeret vist i figur 1B og figur 2.
  2. Forbered filmkammeret for bruk ved å sette belysningsputen inn i spalten og plassere kameraet i linsehullet over belysningsputen.
  3. Plasser alle materialer og utfør alle påfølgende tester i et kontrollert miljø, fortrinnsvis et atferdskammer med ca. 30 % fuktighet, 25 °C temperatur, jevn luftstrøm og støynivåer mindre enn 65 dB.

3. Utarbeidelse av testapparatet og fluer

  1. Pipette 1 ml 100% etanol gjennom skjermnettet inn i hver brønn.
  2. Tørk skjermnettet med et stykke cheesecloth.
  3. Klipp to stykker cheesecloth dimensjonene på cellekulturplaten ved hjelp av pappmalen som er opprettet i trinn 1.1. Plasser dem på toppen av tørrskjermnettet til den modifiserte cellekulturplaten som inneholder etanol fra trinn 3.2.
  4. Lag et lite stykke tynt, fleksibelt skjærebrett i plast ved å spore rundt pappmalen som ble opprettet i trinn 1.1 som en generell guide og utvide det sporede området med 1–2 cm på en av kortsidene. Klipp ut det utvidede sporede området fra det tynne, fleksible plastskjærebrettet. Etter kutting må du sørge for at plasten fortsatt passer mellom de tre trebåtene på testapparatet, men henger av den ene enden med 1–2 cm.
  5. (Valgfritt) Hvis en aspirator må opprettes, montere en aspirator som den som vises i figur 3 ved først å kutte en P1000 pipette spiss i to. Sett stykket med en større diameter i den ene enden av et ~ 30 cm stykke fleksibelslange for å tjene som et munnstykke.

Figure 3
Figur 3: En flyaspirator der fluer samles med et utskiftbart munnstykke festet til fleksibel slange og et bredt borende serologisk pipette med en bomullsgasbindpropp. Operatøren kan aspirere en enkelt flue inn i pipetten for overføring uten anestesi. Vennligst klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

  1. (Valgfritt) For å fullføre aspiratorenheten, dekk den brede enden av en 10 cm stykke serologisk pipette med gasbind for å hindre fluer fra å komme inn i slangen og sette pipetten, gasbind først, inn i den åpne enden av slangen for å tjene som et flykammer. Aspiratoren skal ligne som vist i figur 3.
  2. Ved hjelp av en aspirator (Figur 3,trinn 3.5 og 3.6), aspirere en fly per brønn inn i en egen 24-brønn celle kultur plate. Bruk den fleksible plasten til å dekke brønner som inneholder tidligere aspirerede fluer. Registrer brønnposisjonen og relevant genotype eller fenotypeinformasjon for hver fly.
  3. Hold den fleksible plastflushen med toppen av cellekulturplaten som inneholder fluene for å forhindre at de unnslipper og inverterer platen på toppen av den modifiserte cellekulturplaten med etanolen. Arket med fleksibel plast skal hvile på toppen av arkene med cheesecloth. Juster den inverterte cellekulturplaten som inneholder fluer ved hjelp av håndverkspinnene for å sikre at hver brønn med etanol samsvarer med hver brønn som inneholder en flue.
  4. Det eksperimentelle oppsettet skal ligne figur 2.

4. Teste fluene

  1. Kontroller at belysningsputen lyser med full lysstyrke for maksimal visuell kontrast. Begynn å ta opp med videokameraet.
  2. For å utsette fluene for etanol, fjern forsiktig plasten fra mellom brønnplaten og testapparatet, og pass på at du ikke løsner ostekluten.
  3. Avslutt videoopptaket når alle fluer har mistet postural kontroll. Når det er mistanke om at alle fluer har mistet postural kontroll, trykk fast i midten av platen for å sikre at alle fluer har fullstendig tap av postural kontroll. Hvis det er bevegelse, fortsett å ta opp. Fortsett å trykke med jevne mellomrom (hver 1–2 min) til det ikke oppstår bevegelse.
  4. (Valgfritt) For raskt å gjenopprette fluene, fjern bare toppplaten fra testapparatet, og avslører bedøve fluer som hviler på ostekluten. Aspirer individuelle fluer inn i utvalgte beholdere for utvinning.
  5. Erstatt etanol i de modifiserte cellekulturplatene med 1 ml fersk 100% etanol minst 1x hver time for å kontrollere fordampning og fukting av etanol og for å opprettholde konsekvent etanoleksponering gjennom analysen. Tørk skjermnettet med cheesecloth.
  6. Gjenta for så mange prøver som ønsket.
    MERK: For høyeste gjennomstrømning, aspirere neste runde av fluer inn i nye cellekulturplater under videoopptaket. Protokollen kan settes på pause her, da videoopptaket kan gjennomgås senere.

5. Fastsettelse av flysedasjonstid

  1. Ta opp sedasjonstid for hver enkelt fly ved å se videoopptaket. Sedasjonstid er definert som det øyeblikket en flue mister fullstendig postural kontroll og lokomotoriske evner. Det anbefales å se filmen i revers og registrere tiden som flyet begynner å bevege seg for å sikre nøyaktighet.

Representative Results

To 24-brønnmikrotiterplater kan generere data samtidig på 48 individuelle fluer innenfor så lite som 10 min. Tabell 1 viser målinger av etanolsedasjonstider for 48 individuelle fluer, menn og kvinner separat, av to DGRP-linjer med forskjellige følsomheter for alkoholeksponering på utviklingstid og levedyktighet13. Fluer av linje RAL_555 var mindre følsomme enn linje RAL_177 (Figur 4, Tabell 2; p < 0.0001, ANOVA). Menn og kvinner i RAL_177 viste ingen seksuelt dimorfe effekt (Figur 4, Tabell 2; p > 0,1, ANOVA), mens kvinner på linje RAL_555 var mindre følsomme for etanoleksponering enn mennene ( Figur4, Tabell 2; p < 0,006, ANOVA). Det store antallet fluer som kan måles samtidig og evnen til å måle kjønn og ulike linjer samtidig kan øke nøyaktigheten ved å redusere feil på grunn av miljøvariasjon.

A. Etanol Sedasjon Tid (er) B. Etanol Sedasjon Tid (er)
Kvinner Menn Kvinner Menn
414 365 477 423 568 309 937 742 622 460 331 498
201 384 498 411 523 626 791 619 197 467 455 562
228 364 333 440 403 267 504 744 513 570 582 506
440 416 404 408 422 384 970 540 369 865 533 492
888 283 285 322 369 287 595 550 606 392 544 345
1079 519 315 393 376 284 418 709 553 308 477 388
718 287 432 275 206 411 366 564 558 385 576 377
598 337 398 279 631 372 437 692 578 460 511 412
241 398 364 347 374 808 665 729 484 532 425 354
229 423 534 386 396 628 312 576 305 334 531 506
388 488 451 523 322 533 682 638 420 560 548 379
252 529 375 427 330 540 1045 741 708 832 509 472
674 401 303 401 307 311 394 675 381 477 449 784
303 453 351 429 525 262 540 690 520 556 495 226
258 483 302 389 562 319 356 615 336 454 524 590
346 426 385 416 596 287 626 678 840 634 677 509

Tabell 1: Målinger av etanolsedasjonstider (s) av individuelle fluer av (A) DGRP-linjer RAL_177 og (B) RAL_555 for separate kjønn ( n =48). Se også Tabell 2, Figur 4.

Figure 4
Figur 4: Alkoholsedasjonstider av DGRP-linjer RAL_177 og RAL_555. Stolpene representerer midler og feilfeltene SEM (n = 48). Sedasjonstider for RAL_177 fluer var mindre enn de for RAL_55 fluer (p < 0.0001, ANOVA). Individuelle datapunkter er angitt i tabell 1. Ytterligere statistisk signifikante forskjeller mellom kjønn og linjer er angitt i teksten og i tabell 2. Vennligst klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Analyse Kilde til variasjon Df Ss F-verdi P-verdi
Full modell samlet Linje 1 769627 34.869 <0.0001
sex 1 105001 4.757 0.0304
Linje x Kjønn 1 86021 3.897 0.0498
Feil 188 4149491
Redusert modell kvinner Linje 1 685126 23.58 <0.0001
Feil 94 2730718
Redusert modell menn Linje 1 170522 11.3 0.0011
Feil 94 1418774
Redusert modell RAL_177 sex 1 473 0.023 0.8800
Feil 94 1943741
Redusert modell RAL_555 sex 1 190549 8.12 0.0054
Feil 94 2205751

Tabell 2: Analyser av varians for sedasjonstid på tvers av kjønn og DGRP-linje. Modellen som ble brukt var Y = μ + L + S + LxS + ε, hvor μ er det totale gjennomsnittet, L er den faste effekten av DGRP-linjen (RAL_177, RAL_555), S er den faste effekten av kjønn (mann, kvinne), LxS er interaksjonsbegrepet (fast), og ε er feilbegrepet. Modellene Y = μ + L + ε og Y = μ + S + ε ble brukt til de reduserte modellene. Line, Sex og Line x Sex interaksjonsbegrepet var alle signifikante i hele modellen på α < 0,05. Reduserte modeller etter kjønn og DGRP linje RAL_555 var også signifikant ved α < 0,01. Se også Tabell 1, Figur 4. df = frihetsgrader, SS = Type I Summer av firkanter.

Discussion

Her presenterer vi en enkel, billig og høy gjennomstrømningsmetode for å vurdere sedasjonstid på grunn av etanoleksponering i Drosophila melanogaster. I motsetning til mange nåværende metoder, som krever gruppeanalyser, gjør denne analysen det mulig for en enkelt person å samle inn individuelle sedasjonstidsdata for ~ 2000 fluer innen en 8-timer. Vi fant ut at en enkelt person kan score 48 fluer for sedasjonstid på ca 5 min. Med denne hastigheten kan 2000 fluer scores på ca 4 timer, men scoring kan gjennomføres senere. Med vår analyse varierer den registrerte sedasjonstiden for de fleste fluer fra 5–15 min ved eksponering til 1 ml 100% etanol. Lavere konsentrasjoner av etanol eller mindre leveringsvolumer vil resultere i lengre sedasjonstider.

Gjeldende metoder for å vurdere sedasjonstid krever testing av et stort antall fluer uten lett å aktivere målinger på enkeltpersoner15,16,17,18,19,20,21,22,23,24,25,26. Mange nåværende sedasjon og følsomhetanalyser er avhengige av ST5022,23,24, tidspunktet hvor 50% av fluene er bedøvet som følge av etanoleksponering. Selv om det å skaffe ST50 for grupper av fluer ikke var den primære motivasjonen for å utvikle denne analysen, viser videoopptakene høyere verktøy sammenlignet med dagens metoder, da opptakene kan brukes til å fastslå ST50 for grupper av individuelt testede fluer og for å måle prosentandelen av fluer som tilfredsstiller et gitt kriterium (f.eks. tap av postural kontroll) når som helst. Det bør bemerkes at slike videoanalyser ville kreve ekstra tid.

I motsetning til dagens inebriometer analyser, krever metoden vi beskriver ikke spesialiserte verktøy for å sette opp og kan utføres i etlaboratorium ved hjelp av vanlige materialer. Ved hjelp av denne metoden har vi oppnådd pålitelige og konsekvente sedasjonstider for individuelle fluer. Analysen kan i prinsippet utvides for å vurdere effekten av eksponering for ethvert flyktig stoff. Analysen kan også brukes til å måle effekter av akutt toksisitet av flyktige på andre insekter, inkludert andre fluearter. Individuelle sedasjonstidsdata kan brukes til å vurdere omfanget av fenotypisk variasjon i en populasjon, for eksempel DGRP.

Vi brukte lite insektskjermnett for å forhindre direkte kontakt med etanolløsningen, samtidig som tilstrekkelige mengder etanoldamp er tilgjengelig for å nå flyet. Laget av hvit osteklut på toppen av skjermnettet gir visuell kontrast mellom fluen og overflaten under, og sikrer at fluer ikke blir fanget i skjermnettet, noe som kan føre til tvetydig bestemmelse av tap av postural kontroll. Kommersielt tilgjengelige membraner som er porøse for vann og luft ga inkonsekvente resultater og var utilstrekkelig penetrerbare for etanoldamper. Vi brukte med vilje lite insektskjermnett fordi det er et jevnt porøs materiale som minimerer variasjon i etanoleksponering som følge av flyposisjon i en brønn. Modifikasjoner kan gjøres i denne protokollen basert på tilgjengelige materialer, selv om vi anbefaler et kontrollert atferdskammer, tilgang til 90%-100% etanol nær flyet, og ensartet etanoleksponering.

Flyposisjon i cellekulturplatene bør randomiseres mellom replikater for å unngå posisjonsbias. For større eksperimenter som krever bruk av denne analysen over flere dager og derfor er underlagt miljøvariasjon som kan påvirke analyseresultater (f.eks. endringer i barometrisk trykk)27, anbefaler vi sterkt at fluer testes samtidig hver dag og randomiseres både i og på tvers av dager, spesielt hvis ulike linjer og / eller kjønn skal sammenlignes med hverandre.

Metoden vi utviklet er best egnet for måling av effekten av akutt alkoholeksponering, men er ikke egnet for å skaffe forbruksdata eller modelleringsavhengighet. Alkoholsedasjonsfølsomhetsdata hentet fra denne analysen kan imidlertid integreres med andre tiltak for alkoholrelaterte fenotyper. En begrensning av systemet er at den vertikale høyden på standard cellekulturplater gir mulighet for vertikal flybevegelse som ikke lett kan spores av video for detaljert vurdering av generell aktivitet eller bevegelse. Denne begrensningen påvirker imidlertid ikke nøyaktig vurdering av sedasjonstid. Ved bruk av fluer av forskjellige genotyper (f.eks. i DGRP-avledede utavlede populasjoner28),gjør denne analysen også mulig for henting av individuelle fluer å samle bassenger av fluer med kontrasterende fenotyper for bulk DNA sekvensering og ekstrem QTL kartlegging29,30. Samlet sett tillater denne analysen rask, billig innsamling av alkoholsedasjonsdata på et stort antall enkeltfluer.

Disclosures

Forfatterne har ingenting å avsløre.

Acknowledgments

Dette arbeidet ble støttet av tilskudd DA041613 og GM128974 fra National Institutes of Health til TFCM og RRHA.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
24-well Cell Culture Plates Corning 3526 Flat-bottomed; will house flies throughout assay
Aspirator
Cheesecloth Genesee Scientific 53-100 Widely available.
Ethanol Decon Labs V1001 Widely available.
Flexible Plastic Cutting Board (Plate Cover) Walmart 550098612 Any flat plastic that can slide easily and cover a 24-well plate completely. Flexible plastic cutting board works well.
Gauze (for aspirator) Honeywell North 67622 Widely available.
Illumination Pad Amazon (AGPtek) ASIN B00YA9GP0G Any light pad to provide contrast is suitable.
Jumbo Craft Sticks Michaels 10334892 Any craft stick at least 7 cm long is suitable.
P1000 Pipette Tip (for aspirator) Genesee Scientific 24-165RL Any P1000 pipette tip is suitable.
Serological Pipette (for aspirator) Genesee Scientific 12-104
Small Insect Screen Mesh Lowe's (Saint-Gobain ADFORS) 89322 Any small insect screen mesh is suitable.
Testing Chamber Interior space dimension big enough to encompass light pad. Can be constructed from a polystyrene box.
Tygon Tubing (for aspirator) Grainger 9CUG7 Widely available.
Video Camera Canon 1959C001AA Any video camera is suitable.

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Heath, A. C., et al. Genetic differences in alcohol sensitivity and the inheritance of alcoholism risk. Psychological Medicine. 29 (5), 1069-1081 (1999).
  2. Schuckit, M. A., Smith, T. L. The relationships of a family history of alcohol dependence, a low level of response to alcohol and six domains of life functioning to the development of alcohol use disorders. Journal of Studies on Alcohol. 61 (6), 827-835 (2000).
  3. Trim, R. S., Schuckit, M. A., Smith, T. L. The relationships of the level of response to alcohol and additional characteristics to alcohol use disorders across adulthood: a discrete-time survival analysis. Alcoholism: Clinical and Experimental Research. 33 (9), 1562-1570 (2009).
  4. Schuckit, M. A., Smith, T. L. Onset and course of alcoholism over 25 years in middle class men. Drug and Alcohol Dependence. 113 (1), 21-28 (2011).
  5. Morozova, T. V., Mackay, T. F. C., Anholt, R. R. H. Genetics and genomics of alcohol sensitivity. Molecular Genetics and Genomics. 289 (3), 253-269 (2014).
  6. Heberlein, U., Wolf, F. W., Rothenfluh, A., Guarnieri, D. J. Molecular genetic analysis of ethanol intoxication in Drosophila melanogaster. Integrative and Comparative Biology. 44 (4), 269-274 (2004).
  7. Engel, G. L., Taber, K., Vinton, E., Crocker, A. J. Studying alcohol use disorder using Drosophila melanogaster in the era of 'Big Data'. Behavioral and Brain Functions. 15 (1), 7 (2019).
  8. Singh, C. M., Heberlein, U. Genetic control of acute ethanol-induced behaviors in Drosophila. Alcoholism: Clinical and Experimental Research. 24 (8), 1127-1136 (2000).
  9. Mackay, T. F. C., et al. The Drosophila melanogaster Genetic Reference Panel. Nature. 482 (7384), 173-178 (2012).
  10. Huang, W., et al. Natural variation in genome architecture among 205 Drosophila melanogaster Genetic Reference Panel lines. Genome Research. 24 (7), 1193-1208 (2014).
  11. Morozova, T. V., et al. A Cyclin E centered genetic network contributes to alcohol-induced variation in Drosophila development. G3. 8 (8), Bethesda, Md. 2643-2653 (2018).
  12. Morozova, T. V., et al. Polymorphisms in early neurodevelopmental genes affect natural variation in alcohol sensitivity in adult drosophila. BMC Genomics. 16, 865 (2015).
  13. Scholz, H., Ramond, J., Singh, C. M., Heberlein, U. Functional ethanol tolerance in Drosophila. Neuron. 28 (1), 261-271 (2000).
  14. Berger, K. H., Heberlein, U., Moore, M. S. Rapid and chronic: two distinct forms of ethanol tolerance in Drosophila. Alcoholism: Clinical and Experimental Research. 28 (10), 1469-1480 (2004).
  15. Morozova, T. V., Anholt, R. R. H., Mackay, T. F. C. Transcriptional response to alcohol exposure in Drosophila melanogaster. Genome Biology. 7 (10), 95 (2006).
  16. Weber, K. E. An apparatus for measurement of resistance to gas-phase agents. Drosophila Information Service. 67, 91-93 (1988).
  17. Weber, K. E., Diggins, L. T. Increased selection response in larger populations. II. Selection for ethanol vapor resistance in Drosophila melanogaster at two population sizes. Genetics. 125 (3), 585-597 (1990).
  18. Cohan, F. M., Graf, J. D. Latitudinal cline in Drosophila melanogaster for knockdown resistance to ethanol fumes and for rates of response to selection for further resistance. Evolution. 39 (2), 278-293 (1985).
  19. Scholz, H., Franz, M., Heberlein, U. The hangover gene defines a stress pathway required for ethanol tolerance development. Nature. 436 (7052), 845-847 (2005).
  20. Morozova, T. V., Anholt, R. R. H., Mackay, T. F. C. Phenotypic and transcriptional response to selection for alcohol sensitivity in Drosophila melanogaster. Genome Biology. 8 (10), 231 (2007).
  21. Morozova, T. V., et al. Alcohol sensitivity in Drosophila: Translational potential of systems genetics. Genetics. 83, 733-745 (2009).
  22. Bhandari, P., Kendler, K. S., Bettinger, J. C., Davies, A. G., Grotewiel, M. An assay for evoked locomotor behavior in Drosophila reveals a role for integrins in ethanol sensitivity and rapid ethanol tolerance. Alcoholism: Clinical and Experimental Research. 33 (10), 1794-1805 (2009).
  23. Sandhu, S., Kollah, A. P., Lewellyn, L., Chan, R. F., Grotewiel, M. An inexpensive, scalable behavioral assay for measuring ethanol sedation sensitivity and rapid tolerance in Drosophila. Journal of Visualized Experiments. (98), e52676 (2015).
  24. Urizar, N. L., Yang, Z., Edenberg, H. J., Davis, R. L. Drosophila homer is required in a small set of neurons including the ellipsoid body for normal ethanol sensitivity and tolerance. The Journal of Neuroscience. 27 (17), 4541-4551 (2007).
  25. Wolf, F. W., Rodan, A. R., Tsai, L. T., Heberlein, U. High-resolution analysis of ethanol-induced locomotor stimulation in Drosophila. The Journal of Neuroscience. 22 (24), 11035-11044 (2002).
  26. Cohan, F. M., Hoffmann, A. A. Genetic divergence under uniform selection. II. Different responses to selection for knockdown resistance to ethanol among Drosophila melanogaster populations and their replicate lines. Genetics. 114 (1), 145-164 (1986).
  27. Pohl, J. B., et al. Circadian genes differentially affect tolerance to ethanol in Drosophila. Alcoholism: Clinical and Experimental Research. 37 (11), 1862-1871 (2013).
  28. Huang, W., et al. Epistasis dominates the genetic architecture of Drosophila quantitative traits. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 109, 15553-15559 (2012).
  29. Ehrenreich, I. M., et al. Dissection of genetically complex traits with extremely large pools of yeast segregants. Nature. 464 (7291), 1039-1042 (2010).
  30. Anholt, R. R. H., Mackay, T. F. C. The road less traveled: From genotype to phenotype in flies and humans. Mammalian Genome. 29, 5-23 (2018).

Tags

Atferd Utgave 158 atferd genetikk etanol modell organisme screening Drosophila Genetisk ReferansePanel
Høy gjennomstrømningmetode for måling av alkoholsedasjonstid for individuell <em>drosofilmelanogaster</em>
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Sass, T. N., MacPherson, R. A.,… More

Sass, T. N., MacPherson, R. A., Mackay, T. F. C., Anholt, R. R. H. High-Throughput Method for Measuring Alcohol Sedation Time of Individual Drosophila melanogaster. J. Vis. Exp. (158), e61108, doi:10.3791/61108 (2020).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter