Summary
Här presenterar vi ett protokoll för att på ett säkert och effektivt sätt administrera bedövningsgas till möss med hjälp av ett digitalt anestesisystem med lågt flöde med integrerad ventilator och fysiologiska övervakningsmoduler.
Abstract
Digitala vaporizers med lågt flöde använder ofta en sprutpump för att direkt administrera flyktiga bedövningsmedel i en ström av bärgas. Enligt djurskyddsrekommendationer värms djur upp och övervakas under procedurer som kräver anestesi. Vanlig anestesi och fysiologisk övervakningsutrustning inkluderar gastankar, bedövningsförångare och stativ, värmande styrenheter och kuddar, mekaniska ventilatorer och pulsoximetrar. En dator är också nödvändig för datainsamling och för att köra utrustningsprogram. I mindre utrymmen eller när du utför fältarbete kan det vara utmanande att konfigurera all denna utrustning i begränsat utrymme.
Målet med detta protokoll är att demonstrera bästa praxis för användning av en digital vaporizer med lågt flöde med både komprimerat syre och rumsluft, tillsammans med en integrerad mekanisk ventilator, pulsoximeter och mycket infraröd uppvärmning som en allomfattande anestesi och fysiologisk övervakningssvit idealisk för gnagare.
Introduction
Forskning som involverar djurmodeller kräver ofta specialiserad datainsamlingsutrustning. Det finns två vanliga typer av bedövningsförångare som vanligtvis används för smådjurskirurgi. Traditionella bedövningsmedel förångare förlitar sig på passiv förångning av flyktiga bedövningsmedel baserat på atmosfärstryck ochgasflöde 1,2,3,4,5,6,7,8,9,10. De är utformade för att fungera med flödeshastigheter på 0,5 L/min till 10 L/min, vilket gör dem idealiska för stora djurmodeller11.
Vi visade nyligen effekterna av en lågflödes digital vaporizer jämfört med en traditionell vaporizer12,13. Det digitala anestesisystemet med lågt flöde kan användas för att hålla ett djur på en noskon vid mycket låga flödeshastigheter på 1,5-2,2 gånger djurets minutvolym14,15,16.
Det finns många fördelar med att använda ett digitalt anestesisystem. Den innehåller en inbyggd pump, som drar in omgivningsluft för att användas som bärgas. Detta gör det möjligt för användaren att administrera anestesi utan användning av komprimerad gas. Nyligengenomförda studier 17,18 har föreslagit att använda luft istället för syre som bärgas kan vara fördelaktigt för många förfaranden.
Fysiologiska övervaknings- och uppvärmningsfunktioner kan också installeras i det digitala lågflödesbedövningssystemet. I de flesta institutioner krävs djuruppvärmning och fysiologisk övervakning av institutionella djurvårds- ochanvändningskommittéer 19,20,21,22. Studier som jämför de fysiologiska effekterna av bedövningsmedel har visat en drastisk depression av kroppstemperatur, hjärtfunktion och andningsfunktion23,24,25. Att placera djuret på en uppvärmningsplatta för att övervaka och upprätthålla en normal kroppstemperatur krävs ofta. Det finns många metoder för djuruppvärmning tillgängliga, såsom varma varmvattenberedare, elektriska värmekuddar och värmelampor, men var och en av dessa har betydande nackdelar. I studier som jämför olika metoder för djuruppvärmning har långt infraröd uppvärmning visat sig vara den mest fördelaktiga26. Den digitala vaporizern inkluderar inbyggd homeothermic långt infraröd uppvärmning för att upprätthålla en specifik djurkroppstemperatur. Detta eliminerar behovet av ytterligare värmedynor.
Förutom att övervaka kroppstemperaturen är pulsoximetri en populär metod för att övervaka djurets hjärtfrekvens och syremättnad. Denna icke-invasiva metod är enkel, korrekt och ger en övergripande bedömning av djurets förmåga att reglera syresättningsnivåerna i blodet. En tasssensor för pulsoximetri kan anslutas till anestesisystemet, vilket vi tidigare har visat2.
Mekanisk ventilation krävs ofta när djuret är under längre perioder av anestesi, eller när djurets andningsmönster behöver kontrolleras. Den digitala vaporizern med lågt flöde har förmågan att leverera kontrollerade andetag i antingen tryck- eller volymkontroll. En integrerad ventilator eliminerar behovet av en extern ventilator och överskjutande slanginställningar.
Eftersom alla dessa vanliga bildskärmar och funktioner kombineras till en enda utrustning förenklas slanginställningen avsevärt. Syftet med detta protokoll är att demonstrera installation och användning av ett allt-i-ett digitalt anestesisystem.
Protocol
Alla djurstudier godkändes av Purdue Animal Care and Use Committee.
1. Inställning av lågflödesförångaren
- Isofluran- eller sevofluranleverans
- Välj en bärgaskälla. För att använda den interna luftpumpen, ta bort det röda locket från inloppsporten på baksidan av systemet, så att systemet kan ta in rumsluft. Använd en tryckregulator eller tryckreducerare på 15 PSI för att använda komprimerad gas och anslut till komprimerad gasport på baksidan av systemet.
- Anslut kolbehållaren till frånluftsporten.
- Anslut tillbehörskontakten till inandnings- och utgångsportarna på systemets framsida. Anslut induktionskammaren till grenar med blå klämmor och munstyckskonen till grenar med vita klämmor (bild 1).
- För mekanisk ventilation
- Anslut intuberingskontaktslangen till de gula kodade klämmorna (bild 2).
- Kalibrera fläkten genom att utföra en dödområdeskalibrering. Tryck på Installationsprogrammet ochsedan Calib & Tests påskärmen Vent Run . Välj Deadspace-kalibrering och tryck på Ratt B.
- För pulsoximetri
- Anslut sensorn till porten på baksidan av systemet, märkt MouseSTAT.
- För uppvärmning
- Anslut värmedynan till pad power-porten på systemets framsida.
- Anslut den ena sensorn till "Body Sensor"-porten och den andra till "Pad Sensor"-porten. Fäst dynans sensor på värmedynan.
2. Konfigurera inställningarna
- För anestesi
- Kraft på anestesisystemet. Tryck på Konfigurera på skärmen Anest Run.
- Välj bedövningsmedel. Tryck på Anestoch vrid sedan ratt B för att välja Isoflurane eller Sevoflurane.
- Ställ in sprutstorleken. Tryck på sprutstorlekoch vrid sedan ratten B för att välja en storlek.
- Tryck tillbaka för att återgå till skärmen Anest Run.
- Fyll sprutan med bedövningsmedel med hjälp av flaskadaptern.
- Anslut sprutan till anestesisystemet. Tryck på Ta bort för att flytta skjutblocket bakåt om det behövs.
- Prime sprutan. Tryck och håll Prime för att flytta skjutblocket framåt tills tryckblocket vidrör toppen av sprutkolven. Om du vrider B medan du håller prime-knappen regleras tryckblockshastigheten.
- För mekanisk ventilation
- Tryck på fliken Vent Run Screen och sedan på installationsprogrammet.
- Rör kroppsvikt och ange djurets vikt.
- Tryck på Prioritet för att välja volym eller tryckstyrd ventilation. Inställningen Kroppsvikt ställer automatiskt in lämplig andningshastighet och tidvattenvolymer.
- För pulsoximetri
- Tryck på fliken Oxi Run Screen och sedan på installationsprogrammet.
- Tryck på HR och vrid ratten B för att ställa in minsta tillåtna pulsavläsning. Förinställningar är tillgängliga.
- För uppvärmning
- Tryck på Installationsprogrammet på skärmen Varm körning. Välj en uppvärmningsmetod och måltemperaturinställning.
3. Påbörja anestesileverans
- Bedöva musen
- Från skärmen Anest Run tryckerdu på Starta induktion för att starta luftflödet. Standardinduktionsflödet är 500 ml/min. Vridratten A justerar flödeshastigheten efter behov.
- Placera musen i induktionskammaren och stäng locket ordentligt. Justera anestesimedlet Koncentrationsratten till 3% för isofluran.
- Övervaka tills musen har nått önskat bedövningsplan, bestämt av en minskning av andningshastigheten och förlust av högerreflex när kammaren tippas. Justera anestesimedlet Koncentrationsratten vid behov.
- När djuret har förlorat högerreflex och är tillräckligt bedövad, rör stop induktion.
- Om så önskas, tryck på Flush Chamber för att tömma kammaren med kvarvarande bedövningsgas.
- Öppna klämmorna som leder till noskonen och stäng klämmorna som leder till kammaren.
- Tryck på Start Nose Cone. Body Weight-inställningen bestämmer noskonens flöde, även om den kan justeras manuellt genom att vrida på ratten A.
- Passa omedelbart näskonen och centrera djuret på den infraröda uppvärmningsplattan.
- Sätt in djursensorn som en rektal sond.
4. Påbörja mekanisk ventilation
- Intubera djuret.
- Överför djuret till intuberingsstadiet samtidigt som djuret bedövas.
- Häng upp djuret från dess övre snedställningar med hjälp av en gänga fastsatt på det vertikala intuberingssteget (figur 3).
- Förskjut försiktigt djurets tunga åt sidan och visualisera luftstrupen med hjälp av lamporna i intuberingssatsen.
- Sätt försiktigt in luftstrupsröret och kontrollera korrekt placering genom att ansluta den lilla luftblåsan till röret och kontrollera om lungorna blåser upp.
- Anslut endotrakealröret till ventilationsslangen.
- Touch Stop Nose Cone, och tryck sedan på Start Ventilator.
OBS: Inställningen för kroppsvikt bestämmer automatiskt korrekt andningshastighet och tidvattenvolymer. För att utföra tryckstyrd ventilation, ställ in målinandningstrycket mellan 15-18 cm H2O. Gör justeringar av fläktinställningarna efter behov enligt kirurgiska protokoll.
5. Påbörja fysiologisk övervakning
- Placera sensorn över djurets bakpott (figur 4). Pulsoximetern börjar läsa HR och SpO2 automatiskt. Tryck på skärmfliken Oxi Run för att visa pulsoximetridata.
Representative Results
Tio veckor gamla, hane, vilda C57Bl6j möss som väger 25,41 ± 0,8 g användes för denna studie. Mössen bedövades och bibehölls på en noskon eller intuberas och bibehölls på en integrerad mekanisk ventilator med 1,5-2,5% isofluran medan hjärtfrekvens och syremättnad övervakades. Djuren var gruppinhyst i mikroisoleringskapning och gav fri tillgång till vanlig gnagare och vatten med flaska.
Hjärtfrekvensen och SpO2 övervakades under underhåll via pulsoximetri (figur 5, figur 6och figur 7, ). Kroppstemperaturen bibehölls vid 36,5-37,5 °C via en infraröd värmedyna och värmelampa. Ventilerade djur fick kontinuerlig leverans av isofluran under intuberingsproceduren via intuberingsstativ med integrerad noskon. Varje mus ventilerades eller bibehölls framgångsrikt på en noskon vid låga flödeshastigheter som inte överstiger 141 ml/min rumsluft (RA) eller syre (O2)i 15 minuter. Djurens hjärtfrekvens och syremättnad i blodet förblev stabil med få signifikanta förändringar i någon av mätningarna för alla grupper. SpO2 förblev mellan 82-99% för alla grupper, medan kroppstemperaturen bibehölls mellan 36,5-37,5 °C. Vi observerade att både positionen för pulsoximetern och kroppstemperaturen påverkade SpO2-mätningarna. Om vi observerade en ogiltig avläsning från pulsoximetern, justerade vi placeringen av sensorn och uppvärmningsnivån för att hålla kroppstemperaturen stabil.
En tvåvägs ANOVA med en Bonferroni-korrigering utfördes för att fastställa betydelsen av data i figur 5, figur 6 och figur 7. Ett p-värdeunder 0,05 ansågs signifikant.
Figur 1: Diagram över slanginställningen för bedövningsinduktion och underhåll av noskoner. Klicka här om du vill visa en större version av den här figuren.
Figur 2: Diagram över rörinställning för bedövningsinduktion, intubering och ventilation. Klicka här om du vill visa en större version av den här figuren.
Figur 3: Möss fick kontinuerlig leverans av isofluran under intuberingsproceduren via ett intuberingsställ med en integrerad noskon. Klicka här om du vill visa en större version av den här figuren.
Bild 4: Integrerad pulsoximetersensorplacering över bakpoten. Klicka här om du vill visa en större version av den här figuren.
Figur 5: Genomsnittlig hjärtfrekvens över 15 minuter ± SD med rumsluft (RA) eller 100 % syre (O2)som levereras genom noskon eller ventileras genom luftstrupsrör (n=5/grupp). Ingen signifikant skillnad observerades mellan grupperna. Klicka här om du vill visa en större version av den här figuren.
Figur 6: Pulsvärden (bpm) som registrerats efter inledande bedövningsmedelsinduktion med anestesisystemet med lågt flöde. Genomsnittliga pulsvärden beräknade från 30 sekunders tidsintervall under en 15-minuters period. Varje datapunkt representerar medelvärdet ± SD för alla djur i varje grupp (n=5). Inga signifikanta förändringar i hjärtfrekvensen observerades under 15-minutersperioden i någon grupp. Klicka här om du vill visa en större version av den här figuren.
Figur 7: Vävnadens syremättnadsnivåer (%) efter inledande bedövningsmedel induktion med lågflöde anestesi systemet. Genomsnittliga SpO2-värden beräknade från 30 sekunders tidsintervall under en 15-minuters period. Varje datapunkt representerar medelvärdet ± SD för alla djur i varje grupp (n=5). Inga betydande förändringar i SpO2 observerades under 15-minutersperioden i någon grupp. Klicka här om du vill visa en större version av den här figuren.
Discussion
Detta digitala anestesisystem med lågt flöde integrerar anestesi-, ventilations-, uppvärmnings- och fysiologiska övervakningssystem i en enda utrustning. Dessutom innehåller systemet en intern pump som gör det möjligt att dra in omgivningsluft för användning som bärgas, vilket eliminerar behovet av en källa till komprimerad gas.
I detta förfarande används systemet som en enda utrustning för att ersätta en bedövningsförångare, mekanisk ventilator, pulsoximeter och uppvärmningsplatta. Vi har tidigare visat bedövningsmedel leverans med en flödeshastighet på 100mL/min2. Flödeshastighetsinställningarna är avgörande för denna bedövningsteknik, eftersom flödeshastigheten direkt styr volymen av flytande bedövningsmedel som används. Vi har också tidigare visat hur låga flödeshastigheter sparar bedövningsmedel1,2. När en traditionell vaporizer är ansluten till en mekanisk ventilator måste förångaren köras kontinuerligt medan fläktens inloppsprover från gasströmmen. När det gäller den digitala förångaren med integrerad ventilator är endast den gas som behövs för ventilation uteffekt av fläkten. Detta minskar kostnaderna i samband med bedövningsmedel, bärgaser och kolfilter.
Även om det finns många fördelar med att använda en digital vaporizer med lågt flöde, finns det också begränsningar. Detta system är utformat för att fungera vid låga flödeshastigheter som är idealiska för gnagare och andra små däggdjur, men levererar inte anestesi över flödeshastigheter på 1000 ml/min. Detta särskilda system är därför endast lämpligt för små djurarter. Den integrerade pulsoximetern innehåller en sensor endast för tassanvändning. Sensorn rekommenderas inte för användning på svansen, vilket kan vara en begränsning för vissa kirurgiska ingrepp. Dessutom, medan andningshastigheten kan övervakas genom detta system via tasssensorn, kan det vara svårt att få konsekventa andningsinspelningar under en längre tid. Slutligen, till skillnad från en traditionell vaporizer, kräver detta digitala system el. Batterier finns tillgängliga för användning i fall där elkraft inte är tillgänglig eller i händelse av strömavbrott, och kan driva systemet genom flera timmars användning.
Denna inställning och protokoll visar säker och effektiv användning av ett digitalt, lågt flöde anestesi system med integrerad ventilator och fysiologiska övervakningsmoduler. Denna inställning kommer att vara användbar för alla laboratorier med begränsade bänkutrymmen, eller där det inte är möjligt att hysa flera utrustningsdelar och slangar nära ett kirurgiskt fält. Det finns många fördelar med ett allt-i-ett-system, inklusive eliminering av komprimerade gastankar och separat fysiologisk övervakningsutrustning. Sammantaget kan detta integrerade system övervägas av grupper där användning av en traditionell vaporizer inte är idealisk.
Disclosures
Detta projekt stöddes med utrustning och finansiering av Kent Scientific Corporation. Författarna Krista Bigiarelli och Dave FitzMiller är anställda vid Kent Scientific Corporation som tillverkar utrustning som används i denna artikel. Open access-publicering av denna artikel sponsras av Kent Scientific Corporation.
Acknowledgments
Författarna har inga erkännanden.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Intubation Kit | Kent Scientific Corporation | ETM-MSE | Includes intubation stage, intubation tube, LED light |
| Isoflurane Liquid Inhalation 99.9% | Henry Schein, Inc. | 1182097 | Glass bottle 250mL |
| MouseSTAT Pulse Oximeter | Kent Scientific Corporation | SS-03 | Integrated into SomnoSuite |
| Oxygen Tank | Indiana Oxygen Company | 23-160246 | Medical Grade O2 99% |
| RoVent Automatic Ventilator | Kent Scientific Corporation | SS-04 | Integrated into SomnoSuite |
| SomnoSuite Low Flow Digital Anesthesia System | Kent Scientific Corporation | SS-01 | Includes RightTemp Homeothermic Warming control, pad, and temperature sensors |
| SomnoSuite Mouse Starter Kit | Kent Scientific Corporation | SOMNO-MSEKIT | Includes nose cone, syringes, induction chamber, and charcoal canister |
References
- El-Attar, A. M. Guided isoflurane injection in a totally closed circuit. Anaesthesia. 46 (12), 1059-1063 (1991).
- Lockwood, G., Chakrabarti, M. K., Whitwam, J. G. A computer-controller closed anaesthetic breathing system. Anaesthesia. 48 (8), 690-693 (1993).
- Lowe, H. J., Cupic, M.
- Walker, T. J., Chackrabarti, M. K., Lockwood, G. G.
- Weingarten, M., Lowe, H. J. A new circuit injection technic for syringe-measured administration of methoxyflurane: a new dimension in anesthesia. Anesthesia & Analgesia. 52 (4), 634-642 (1973).
- Enlund, M., Wiklund, L., Lambert, H. A new device to reduce the consumption of a halogenated anaesthetic agent. Anaesthesia. 56 (5), 429-432 (2001).
- Kelly, J. M., Kong, K. L. Accuracy of ten isoflurane vaporisers in current clinical use. Anaesthesia. 66 (8), 682-688 (2011).
- Matsuda, Y., et al. NARCOBIT - A newly developed inhalational anesthesia system for mice. Experimental Animals. 56 (2), 131-137 (2007).
- Soro, M., et al. The accuracy of the anesthetic conserving device (Anaconda) as an alternative to the classical vaporizer in anesthesia. Anesthesia & Analgesia. 111 (5), 1176-1179 (2010).
- Ward, C. S. Physical principles and maintenance. Anaesthetic equipment. , W. B. Saunders. London. (1985).
- Ambrisko, T. D., Klide, A. M. Evaluation of isoflurane and Sevoflurane vaporizers over a wide range of oxygen flow rates. American Journal of Veterinary Research. 67 (6), 936-940 (2006).
- Damen, F. W., Adelsperger, A. R., Wilson, K. E., Goergen, C. J. Comparison of traditional and integrated digital anesthetic vaporizers. Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 54 (6), 756-762 (2015).
- Adelsperger, A. R., Bigiarelli-Nogas, K. J., Toore, I., Goergen, C. J. Use of a Low-flow Digital Anesthesia System for Mice and Rats. Journal of Visualized Experiments. (115), e54436 (2016).
- Flecknell, P. Laboratory animal anaesthesia. , Academic Press, Elsevier. London, UK. (2009).
- Mapleson, W. W. The elimination of rebreathing in various semiclosed anaesthetic systems. British Journal of Anaesthesia. 26 (5), 323-332 (1954).
- Chakravarti, S., Basu, S.
- Mullin, L., et al. Effect of anesthesia carrier gas on in vivo circulation times of ultrasound microbubble contrast agents in rats. Contrast Media & Molecular Imaging. 6 (3), 126-131 (2011).
- Flores, J. E., et al. The effects of anesthetic agent and carrier gas on blood glucose and tissue uptake in mice undergoing dynamic FDG-PET imaging: sevoflurane and isoflurane compared in air and in oxygen. Molecular Imaging and Biology. 10 (4), 192 (2008).
- Carroll, G. Small Animal Anesthesia and Analgesia. , Blackwell Publishing. Ames, IO. (2008).
- Thomas, J., Lerche, P. Anesthesia and Analgesia for Veterinary Technicians, 4th ed. 335, Mosby. St. Louis, MI. (2011).
- McKelvey, D. H. Veterinary Anesthesia and Analgesia. , Mosby. St. Louis, MI. (2003).
- Tranquilli, W. J., Thurmon, J. C., Grimm, K. A. Lumb and Jones' veterinary anesthesia and analgesia. , John Wiley & Sons. Hoboken, NJ. 23-86 (2013).
- Matsuda, Y., et al. Comparison of newly developed inhalation anesthesia system and intraperitoneal anesthesia on the hemodynamic state in mice. Biological and Pharmaceutical Bulletin. 30 (9), 1716-1720 (2007).
- Garber, J., et al. Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. 8th edn. , The National Academic Press. Washington DC. (2011).
- Zarndt, B. S., et al. Use of a far-infrared active warming device in Guinea pigs (Cavia porcellus). Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 54 (6), 779-782 (2015).
- Wolforth, J., Dyson, M. C. Flushing induction chambers used for rodent anesthesia to reduce waste anesthetic gas. Lab Animal. 40 (3), 76-83 (2011).
