Summary
Qui presentiamo un protocollo per somministrare in modo sicuro ed efficace gas anestetico ai topi utilizzando un sistema di anestesia digitale a basso flusso con ventilatore integrato e moduli di monitoraggio fisiologico.
Abstract
I vaporizzatori digitali a basso flusso utilizzano comunemente una pompa per siringhe per somministrare direttamente anestetici volatili in un flusso di gas vettore. Secondo le raccomandazioni sul benessere degli animali, gli animali vengono riscaldati e monitorati durante le procedure che richiedono l'anestesia. Le attrezzature comuni per l'anestesia e il monitoraggio fisiologico includono serbatoi di gas, vaporizzatori e supporti anestetici, regolatori e pastiglie di riscaldamento, ventilatori meccanici e ossimetri a impulsi. Un computer è anche necessario per la raccolta dei dati e per l'esecuzione di software per apparecchiature. In spazi più piccoli o quando si esegue il lavoro sul campo, può essere difficile configurare tutte queste apparecchiature in uno spazio limitato.
L'obiettivo di questo protocollo è dimostrare le migliori pratiche per l'uso di un vaporizzatore digitale a basso flusso utilizzando sia ossigeno compresso che aria ambiente, insieme a un ventilatore meccanico integrato, un pulsossimetro e un lontano riscaldamento infrarosso come anestesia all-inclusive e suite di monitoraggio fisiologico ideale per i roditori.
Introduction
La ricerca che coinvolge modelli animali richiede spesso attrezzature specializzate per la raccolta dei dati. Esistono due tipi comuni di vaporizzatore anestetico comunemente usato per la chirurgia di piccoli animali. I vaporizzatori anestetici tradizionali si basano sulla vaporizzazione passiva di anestetici volatili basati sulla pressione atmosferica e sul flusso di gas1,2,3,4,5,6,7,8,9,10. Sono progettati per funzionare a portate da 0,5 L / min a 10 L / min, rendendoli ideali per grandi modelli di animali11.
Recentemente abbiamo dimostrato gli effetti di un vaporizzatore digitale a basso flusso rispetto a un vaporizzatoretradizionale 12,13. Il sistema di anestesia digitale a basso flusso può essere utilizzato per mantenere un animale su un cono del naso a portate molto basse di 1,5-2,2 volte il volume minuto dell'animale14,15,16.
Ci sono numerosi vantaggi nell'utilizzo di un sistema di anestesia digitale. Incorpora una pompa integrata, che attinge aria ambiente da utilizzare come gas vettore. Ciò consente all'utente di somministrare l'anestesia senza l'uso di gas compresso. Recenti studi17,18 hanno suggerito che l'uso dell'aria al posto dell'ossigeno come gas vettore può essere utile per molte procedure.
Le capacità fisiologiche di monitoraggio e riscaldamento possono anche essere installate nel sistema digitale di anestesia a basso flusso. Nella maggior parte delle istituzioni, il riscaldamento degli animali e il monitoraggio fisiologico sono richiesti dai comitati istituzionali per la cura el'uso degli animali 19,20,21,22. Studi che confrontano gli effetti fisiologici degli agenti anestetici hanno mostrato una drastica depressione della temperatura corporea, della funzione cardiaca e della funzionerespiratoria 23,24,25. È spesso necessario posizionare l'animale su un tampone riscaldante per monitorare e mantenere una temperatura corporea normale. Ci sono molti metodi di riscaldamento degli animali disponibili, come scaldabagni caldi, pastiglie elettriche e lampade termiche, ma ognuno di questi ha svantaggi significativi. Negli studi che confrontano diversi metodi di riscaldamento animale, il riscaldamento infrarosso lontano è risultato essere il26 più vantaggioso. Il vaporizzatore digitale include il riscaldamento omeotermico lontano dall'infrarosso per mantenere una temperatura corporea animale specifica. Ciò elimina la necessità di eventuali controller di riscaldamento aggiuntivi.
Oltre a monitorare la temperatura corporea, l'ossimametria dell'impulso è un metodo popolare per monitorare la frequenza cardiaca e la saturazione dell'ossigeno dell'animale. Questo metodo non invasivo è semplice, accurato e fornisce una valutazione complessiva della capacità dell'animale di regolare i livelli di ossigenazione del sangue. Un sensore di zampa per l'ossimametria dell'impulso può essere collegato al sistema di anestesia, come abbiamo precedentementedimostrato 2.
La ventilazione meccanica è spesso necessaria quando l'animale si trova in periodi più lunghi di anestesia o ogni volta che il modello di respirazione dell'animale deve essere controllato. Il vaporizzatore digitale a basso flusso ha la capacità di fornire respiri controllati sotto il controllo della pressione o del volume. Un ventilatore integrato elimina la necessità di un ventilatore esterno e di requisiti di configurazione dei tubi in eccesso.
Poiché tutti questi monitor e funzionalità comuni sono combinati in un'unica apparecchiatura, la configurazione dei tubi è sostanzialmente semplificata. Lo scopo di questo protocollo è dimostrare la configurazione e l'uso di un sistema di anestesia digitale all-in-one.
Protocol
Tutti gli studi sugli animali sono stati approvati dal Purdue Animal Care and Use Committee.
1. Installazione del vaporizzatore a basso flusso
- Consegna isoflurana o sevoflurane
- Selezionare una fonte di gas portante. Per utilizzare la pompa dell'aria interna, rimuovere il tappo rosso dalla porta di ingresso sul retro del sistema, consentendo al sistema di aspirazione dell'aria della stanza. Per utilizzare gas compresso, utilizzare un regolatore di pressione o un riduttore di pressione impostato su 15 PSI e connettersi alla porta gas compresso sul retro del sistema.
- Collegare il contenitore a carbone alla porta di scarico.
- Collegare il connettore accessorio alle porte inspiratorie ed espiratorie nella parte anteriore del sistema. Collegare la camera di induzione ai rami con clip blu e il cono del naso ai rami con clip bianche (Figura 1).
- Per la ventilazione meccanica
- Collegare il tubo del connettore di intubazione alle clip codificate gialle (Figura 2).
- Calibrare il ventilatore eseguendo una calibrazione dello spazio morto. Dallo schermo di esecuzione dello sfiato toccareSetup , quindi Calib & Tests. Selezionate Calibrazione spazi morti (Deadspace Calibration) e premete Il quadrante B.
- Per l'ossimametria a impulsi
- Collegare il sensore alla porta sul retro del sistema, etichettata MouseSTAT.
- Per il riscaldamento
- Collegare il pad di riscaldamento alla porta "Pad Power" nella parte anteriore del sistema.
- Collegare un sensore alla porta "Body Sensor" e l'altro alla porta "Pad Sensor". Fissare il sensore pad al pad di riscaldamento.
2. Configurare le impostazioni
- Per anestesia
- Accensione del sistema di anestesia. Dalla schermata di esecuzione dell'aest, toccare Configura.
- Scegli l'agente anestetico. Toccare Tipo di aest, quindi attivare Il quadrante B per selezionare Isoflurane o Sevoflurane.
- Impostare le dimensioni della siringa. Toccare Dimensione siringa, quindi attivare Il quadrante B per selezionare una dimensione.
- Toccare Indietro per tornare alla schermata di esecuzione di Anest.
- Utilizzando l'adattatore superiore della bottiglia, riempire la siringa con anestetico.
- Collegare la siringa al sistema di anestesia. Toccare Rimuovi per spostare il blocco pusher all'indietro, se necessario.
- Innescare la siringa. Toccare e tenere Prime per spostare il blocco pusher in avanti fino a quando il blocco pusher tocca la parte superiore dello stantuffo della siringa. La rotazione B tenendo premuto il pulsante Prime regola la velocità del blocco del pulsante.
- Per la ventilazione meccanica
- Toccare la scheda Esegui schermo di sfiato, quindi impostare.
- Tocca il peso corporeo ed entra nel peso dell'animale.
- Touch Priority per scegliere il volume o la ventilazione controllata dalla pressione. L'impostazione Peso corporeo imposta automaticamente la frequenza respiratoria appropriata e i volumi di marea.
- Per l'ossimametria a impulsi
- Toccare la scheda Esegui schermo di Oxi, quindiimpostare .
- Toccare HR e attivare Il quadrante B per impostare la lettura minima consentita della frequenza cardiaca. Sono disponibili preimpostazioni.
- Per il riscaldamento
- Dalla schermata Warm Run , toccare Setup. Scegli un metodo di riscaldamento e l'impostazione della temperatura target.
3. Inizia la consegna dell'anestesia
- Anestetizzare il mouse
- Dallo schermo di esecuzione anest , toccareAvvia induzione per iniziare il flusso d'aria. La portata di induzione predefinita è di 500 mL/min.
- Posizionare il mouse nella camera di induzione, chiudendo saldamente il coperchio. Regolare il quadrante di concentrazione dell'agente anestetico al 3% per l'isoflurane.
- Monitorare fino a quando il mouse non ha raggiunto il piano anestetico desiderato, determinato da una diminuzione della velocità di respirazione e da una perdita del riflesso di destro quando la camera è ribaltata. Regolare il quadrante di concentrazione dell'agente anestetico in base alle esigenze.
- Una volta che l'animale ha perso il riflesso di destra ed è sufficientemente anestetizzato, toccare Stop Induction.
- Se lo si desidera, toccare Camera di scarico per svuotare la camera di gas anestetico residuo.
- Aprire i morsetti che conducono al cono del naso e chiudere i morsetti che portano alla camera.
- Touch Start Nose Cone. L'impostazione Peso corporeo determina la portata del cono del naso, anche se può essere regolata manualmente ruotando il quadrante A.
- Montare immediatamente il cono del naso e centrare l'animale sul tampone riscaldante a infrarossi.
- Inserire il sensore animale come sonda rettale.
4. Iniziare la ventilazione meccanica
- Intubare l'animale.
- Trasferire l'animale nella fase di intubazione mantenendo l'animale anestetizzato.
- Sospendere l'animale dagli incisivi superiori utilizzando un filo fissato nella fase di intubazione verticale (Figura 3).
- Spostare delicatamente la lingua dell'animale di lato e visualizzare la trachea utilizzando le luci fornite nel kit di intubazione.
- Inserire con cura il tubo tracheale e verificare il corretto posizionamento collegando la vescica dell'aria piccola al tubo e controllando se i polmoni si gonfiano.
- Collegare il tubo endotracheale ai tubi di ventilazione.
- Toccare Stop Nose Cone,quindi toccare Avvia ventilatore.
NOTA: l'impostazione Peso corporeo determina automaticamente la corretta velocità di respirazione e i volumi delle maree. Per eseguire la ventilazione controllata dalla pressione, impostare la pressione inspiratoria target tra 15-18 cm H2O. Apportare modifiche alle impostazioni del ventilatore in base alle esigenze per protocolli chirurgici.
5. Inizia il monitoraggio fisiologico
- Posizionare il sensore sopra la zampa posteriore dell'animale (Figura 4). Pulse Oximeter inizierà a leggere automaticamente HR e SpO2. Toccare la scheda Esegui schermo Oxi per visualizzare i dati di prossimità a impulsi.
Representative Results
Per questo studio sono stati utilizzati topi C57Bl6j di dieci settimane, maschi, di tipo selvaggio del peso di 25,41 ± 0,8 g. I topi sono stati anestetizzati e mantenuti su un cono nasale o intubati e mantenuti su un ventilatore meccanico integrato con isoflurane dell'1,5-2,5% mentre la frequenza cardiaca e la saturazione di ossigeno sono state monitorate. Gli animali erano alloggiati in gruppo in una gabbia di microisolazione e fornivano libero accesso al chow standard dei roditori e all'acqua per bottiglia.
La frequenza cardiaca e spo2 sono state monitorate durante la manutenzione tramite ossimametria a impulsi(Figura 5, Figura 6e Figura 7,). La temperatura corporea è stata mantenuta a 36,5-37,5 °C tramite un riscaldatore a infrarossi e una lampada termica. Gli animali ventilati hanno ricevuto la consegna continua di isoflurane durante la procedura di intubazione tramite supporto di intubazione con cono naso integrato. Ogni topo è stato ventilato o mantenuto con successo su un cono nasale a basse portate non superiori a 141 mL/min di aria ambiente (RA) o ossigeno (O2)per 15 minuti. La frequenza cardiaca e la saturazione dell'ossigeno nel sangue degli animali sono rimaste stabili, con pochi cambiamenti significativi in entrambe le misurazioni per tutti i gruppi. SpO2 rimase tra l'82 e il 99% per tutti i gruppi, mentre la temperatura corporea fu mantenuta tra 36,5-37,5 °C. Abbiamo osservato che sia la posizione dell'impulso-ossimetro che la temperatura corporea hanno influenzato le misurazioni di SpO2. Se abbiamo osservato una lettura non valida dall'pulsossimetro, abbiamo regolato il posizionamento del sensore e il livello di riscaldamento per mantenere stabile la temperatura corporea del nucleo.
È stata eseguita un'ANOVA bi senso con correzione Bonferroni per determinare il significato dei dati nella figura 5, nella figura 6 e nella figura 7. Un valore pinferiore a 0,05 è stato considerato significativo.
Figura 1: Diagramma della configurazione dei tubi per l'induzione anestetica e la manutenzione del cono del naso. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 2: Diagramma della configurazione dei tubi per l'induzione anestetica, l'intubazione e la ventilazione. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 3: I topi hanno ricevuto la consegna continua di isoflurane durante la procedura di intubazione tramite un supporto di intubazione con un cono nasale integrato. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 4: Posizionamento integrato del sensore dell'ossimetro a impulsi sopra la zampa posteriore. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 5: Frequenza cardiaca media superiore a 15 minuti ± SD con aria ambiente (RA) o ossigeno al 100% (O2)erogata attraverso il cono del naso o ventilata attraverso tubo tracheale (n=5/gruppo). Non è stata osservata alcuna differenza significativa tra i gruppi. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 6: Valori di frequenza cardiaca (bpm) registrati dopo l'induzione anestetica iniziale con il sistema di anestesia a basso flusso. Valori medi di frequenza cardiaca calcolati da intervalli di tempo di 30 secondi in un periodo di 15 minuti. Ogni punto dati rappresenta la ± SD di tutti gli animali in ciascun gruppo (n=5). Non sono stati osservati cambiamenti significativi nella frequenza cardiaca nel periodo di 15 minuti in nessun gruppo. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 7: Livelli di saturazione di ossigeno nei tessuti (%) dopo l'iniziale induzione anestetica con il sistema di anestesia a basso flusso. Valori medi di SpO2 calcolati da intervalli di tempo di 30 secondi in un periodo di 15 minuti. Ogni punto dati rappresenta la ± SD di tutti gli animali in ciascun gruppo (n=5). Non sono state osservatevariazioni significative in SpO 2 nel periodo di 15 minuti in nessun gruppo. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Discussion
Questo sistema digitale di anestesia a basso flusso integra sistemi di anestesia, ventilazione, riscaldamento e monitoraggio fisiologico in un'unica apparecchiatura. Inoltre, il sistema contiene una pompa interna, che gli consente di attingere aria ambiente per l'uso come gas vettore, eliminando la necessità di una fonte di gas compresso.
In questa procedura, il sistema viene utilizzato come unica apparecchiatura per sostituire un vaporizzatore anestetico, un ventilatore meccanico, un pulsossimetro e un pad riscaldante. In precedenza abbiamo dimostrato la consegna anestetica ad una portata di 100mL / min2. Le impostazioni della portata sono fondamentali per questa tecnica di erogazione anestetica, poiché la portata controlla direttamente il volume dell'anestetico liquido utilizzato. In precedenza abbiamo anche dimostrato come l'utilizzo di basse portate consente di risparmiare liquido anestetico1,2. Quando un vaporizzatore tradizionale è collegato a un ventilatore meccanico, il vaporizzatore deve funzionare continuamente mentre il ventilatore ineleva campioni dal flusso di gas. Nel caso del vaporizzatore digitale con ventilatore integrato, solo il gas necessario per la ventilazione viene prodotto dal ventilatore. Ciò riduce i costi associati al liquido anestetico, ai gas portanti e ai filtri a carbone.
Sebbene ci siano molti vantaggi nell'utilizzo di un vaporizzatore digitale a basso flusso, ci sono anche limitazioni. Questo sistema è progettato per funzionare a basse portate ideali per roditori e altri piccoli mammiferi, ma non fornisce anestesia al di sopra delle portate di 1000 mL / min. Questo particolare sistema è quindi adatto solo per piccole specie animali. L'ossimetro a impulsi integrato include un sensore solo per l'uso della zampa. Il sensore non è raccomandato per l'uso sulla coda, il che potrebbe essere un limite per alcune procedure chirurgiche. Inoltre, mentre il tasso di respirazione può essere monitorato attraverso questo sistema tramite il sensore della zampa, può essere difficile ottenere registrazioni respiratorie coerenti per un lungo periodo di tempo. Infine, a differenza di un vaporizzatore tradizionale, questo sistema digitale richiede elettricità. Le batterie sono disponibili per l'uso nei casi in cui l'energia elettrica non è disponibile o in caso di interruzione dell'alimentazione e possono alimentare il sistema attraverso diverse ore di utilizzo.
Questa configurazione e protocollo dimostrano l'uso sicuro ed efficace di un sistema di anestesia digitale a basso flusso con ventilatore integrato e moduli di monitoraggio fisiologico. Questa configurazione sarà utile per tutti i laboratori con spazi di banco limitati, o dove non è possibile ospitare più pezzi di attrezzature e tubi vicino a un campo chirurgico. Ci sono numerosi vantaggi per un sistema all-in-one, tra cui l'eliminazione dei serbatoi di gas compresso e apparecchiature di monitoraggio fisiologico separate. Nel complesso, questo sistema integrato potrebbe essere considerato da gruppi in cui l'uso di un vaporizzatore tradizionale non è l'ideale.
Disclosures
Questo progetto è stato sostenuto con attrezzature e finanziamenti dalla Kent Scientific Corporation. Gli autori Krista Bigiarelli e Dave FitzMiller sono dipendenti della Kent Scientific Corporation che produce attrezzature utilizzate in questo articolo. La pubblicazione ad accesso aperto di questo articolo è sponsorizzata da Kent Scientific Corporation.
Acknowledgments
Gli autori non hanno riconoscimenti.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Intubation Kit | Kent Scientific Corporation | ETM-MSE | Includes intubation stage, intubation tube, LED light |
| Isoflurane Liquid Inhalation 99.9% | Henry Schein, Inc. | 1182097 | Glass bottle 250mL |
| MouseSTAT Pulse Oximeter | Kent Scientific Corporation | SS-03 | Integrated into SomnoSuite |
| Oxygen Tank | Indiana Oxygen Company | 23-160246 | Medical Grade O2 99% |
| RoVent Automatic Ventilator | Kent Scientific Corporation | SS-04 | Integrated into SomnoSuite |
| SomnoSuite Low Flow Digital Anesthesia System | Kent Scientific Corporation | SS-01 | Includes RightTemp Homeothermic Warming control, pad, and temperature sensors |
| SomnoSuite Mouse Starter Kit | Kent Scientific Corporation | SOMNO-MSEKIT | Includes nose cone, syringes, induction chamber, and charcoal canister |
References
- El-Attar, A. M. Guided isoflurane injection in a totally closed circuit. Anaesthesia. 46 (12), 1059-1063 (1991).
- Lockwood, G., Chakrabarti, M. K., Whitwam, J. G. A computer-controller closed anaesthetic breathing system. Anaesthesia. 48 (8), 690-693 (1993).
- Lowe, H. J., Cupic, M.
- Walker, T. J., Chackrabarti, M. K., Lockwood, G. G.
- Weingarten, M., Lowe, H. J. A new circuit injection technic for syringe-measured administration of methoxyflurane: a new dimension in anesthesia. Anesthesia & Analgesia. 52 (4), 634-642 (1973).
- Enlund, M., Wiklund, L., Lambert, H. A new device to reduce the consumption of a halogenated anaesthetic agent. Anaesthesia. 56 (5), 429-432 (2001).
- Kelly, J. M., Kong, K. L. Accuracy of ten isoflurane vaporisers in current clinical use. Anaesthesia. 66 (8), 682-688 (2011).
- Matsuda, Y., et al. NARCOBIT - A newly developed inhalational anesthesia system for mice. Experimental Animals. 56 (2), 131-137 (2007).
- Soro, M., et al. The accuracy of the anesthetic conserving device (Anaconda) as an alternative to the classical vaporizer in anesthesia. Anesthesia & Analgesia. 111 (5), 1176-1179 (2010).
- Ward, C. S. Physical principles and maintenance. Anaesthetic equipment. , W. B. Saunders. London. (1985).
- Ambrisko, T. D., Klide, A. M. Evaluation of isoflurane and Sevoflurane vaporizers over a wide range of oxygen flow rates. American Journal of Veterinary Research. 67 (6), 936-940 (2006).
- Damen, F. W., Adelsperger, A. R., Wilson, K. E., Goergen, C. J. Comparison of traditional and integrated digital anesthetic vaporizers. Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 54 (6), 756-762 (2015).
- Adelsperger, A. R., Bigiarelli-Nogas, K. J., Toore, I., Goergen, C. J. Use of a Low-flow Digital Anesthesia System for Mice and Rats. Journal of Visualized Experiments. (115), e54436 (2016).
- Flecknell, P. Laboratory animal anaesthesia. , Academic Press, Elsevier. London, UK. (2009).
- Mapleson, W. W. The elimination of rebreathing in various semiclosed anaesthetic systems. British Journal of Anaesthesia. 26 (5), 323-332 (1954).
- Chakravarti, S., Basu, S.
- Mullin, L., et al. Effect of anesthesia carrier gas on in vivo circulation times of ultrasound microbubble contrast agents in rats. Contrast Media & Molecular Imaging. 6 (3), 126-131 (2011).
- Flores, J. E., et al. The effects of anesthetic agent and carrier gas on blood glucose and tissue uptake in mice undergoing dynamic FDG-PET imaging: sevoflurane and isoflurane compared in air and in oxygen. Molecular Imaging and Biology. 10 (4), 192 (2008).
- Carroll, G. Small Animal Anesthesia and Analgesia. , Blackwell Publishing. Ames, IO. (2008).
- Thomas, J., Lerche, P. Anesthesia and Analgesia for Veterinary Technicians, 4th ed. 335, Mosby. St. Louis, MI. (2011).
- McKelvey, D. H. Veterinary Anesthesia and Analgesia. , Mosby. St. Louis, MI. (2003).
- Tranquilli, W. J., Thurmon, J. C., Grimm, K. A. Lumb and Jones' veterinary anesthesia and analgesia. , John Wiley & Sons. Hoboken, NJ. 23-86 (2013).
- Matsuda, Y., et al. Comparison of newly developed inhalation anesthesia system and intraperitoneal anesthesia on the hemodynamic state in mice. Biological and Pharmaceutical Bulletin. 30 (9), 1716-1720 (2007).
- Garber, J., et al. Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. 8th edn. , The National Academic Press. Washington DC. (2011).
- Zarndt, B. S., et al. Use of a far-infrared active warming device in Guinea pigs (Cavia porcellus). Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 54 (6), 779-782 (2015).
- Wolforth, J., Dyson, M. C. Flushing induction chambers used for rodent anesthesia to reduce waste anesthetic gas. Lab Animal. 40 (3), 76-83 (2011).
