Summary
Здесь мы представляем протокол безопасного и эффективного введения обезболивающего газа мышам с помощью цифровой системы анестезии низкого потока со встроенным вентилятором и модулями физиологического мониторинга.
Abstract
Цифровые испарители с низким потоком обычно используют шприц-насос для непосредственного введения летучих анестетики в поток газа-носителя. В соответствии с рекомендациями по защите животных, животные нагреваются и контролируются во время процедур, требующих анестезии. Общие анестезии и физиологического мониторинга оборудования включают газовые баллоны, обезболивающие испарители и стенды, потепление контроллеров и колодки, механические вентиляторы, и импульсные оксиметры. Компьютер также необходим для сбора данных и запуска программного обеспечения оборудования. В небольших помещениях или при выполнении полевых работ может быть сложно настроить все это оборудование в ограниченном пространстве.
Цель этого протокола состоит в том, чтобы продемонстрировать лучшие практики для использования низкотекутного цифрового испарителя с использованием как сжатого кислорода, так и комнатного воздуха, наряду со встроенным механическим вентилятором, импульсным оксиметром и дальним инфракрасным потеплением в качестве комплексной анестезии и физиологического мониторинга, идеально подходит для грызунов.
Introduction
Исследования с участием моделей животных часто требуют специализированного оборудования для сбора данных. Есть два распространенных типа обезболивающего испарителя обычно используется для небольших животных хирургии. Традиционные анестетические испарители полагаются на пассивное испарение летучих анестетики на основе атмосферного давления и потока газа1,2,3,4,5,6,7,8,9,10. Они предназначены для работы со скоростью потока от 0,5 л/мин до 10 л/мин, что делает их идеальными для крупных моделейживотных 11.
Недавно мы продемонстрировали эффекты низкотекутного цифрового испарителя по сравнению с традиционнымиспарителем 12,13. Низкотекутная цифровая система анестезии может быть использована для поддержания животного на носовом конусе при очень низких скоростях потока в 1,5-2,2 раза большеминутного объема животного 14,15,16.
Использование цифровой системы анестезии имеет множество преимуществ. Он включает в себя встроенный насос, который привлекает в окружающем воздухе для использования в качестве несущего газа. Это позволяет пользователю проводить анестезию без использования сжатого газа. Недавниеисследования 17,18 предположили, что использование воздуха вместо кислорода в качестве несущего газа может быть полезным для многих процедур.
Возможности физиологического мониторинга и потепления также могут быть установлены в цифровую систему анестезии с низким потоком. В большинстве учреждений потепление животных и физиологический мониторинг необходимы институциональным комитетам по уходу за животными ииспользованию19,20,21,22. Исследования, сравнивающие физиологические эффекты анестезии, показали резкое снижение температуры тела, сердечной функции идыхательной функции 23,24,25. Размещение животного на нагревая площадку для мониторинга и поддержания нормальной температуры тела часто требуется. Есть много методов потепления животных доступны, такие как теплые водонагреватели, электрические грелки, и тепловые лампы, но каждый из них имеют значительные недостатки. В исследованиях, сравнивая различные методы потепления животных, далеко инфракрасное потепление было установлено, что наиболее полезным26. Цифровой испаритель включает в себя встроенный в гомеотермических далеко инфракрасного потепления для поддержания конкретной температуры тела животных. Это устраняет потребности в любых дополнительных контроллерах нагрева колодки.
Помимо мониторинга температуры тела, оксиметрия пульса является популярным методом мониторинга сердечного ритма животного и насыщения кислородом. Этот неинвазивный метод прост, точен и дает общую оценку способности животного регулировать уровень оксигенации крови. Датчик лапы для оксиметрии пульса может быть подключен к системе анестезии, как мы ранее продемонстрировали2.
Механическая вентиляция часто требуется, когда животное находится под более длительными периодами анестезии, или всякий раз, когда дыхание животного картина должна контролироваться. Цифровой испаритель с низким потоком способен доставлять контролируемые вдохи в контроле давления или громкости. Интегрированный вентилятор устраняет необходимость в внешнем вентиляторе и избыточных требованиях к установке труб.
Поскольку все эти общие мониторы и функции объединены в одно оборудование, установка труб существенно упрощается. Целью данного протокола является продемонстрировать установку и использование системы цифровой анестезии «все-в-одном».
Protocol
Все исследования на животных были одобрены Комитетом по уходу за животными Пердью.
1. Настройка низкотекутного испарителя
- Доставка изофлюрана или севофлюрана
- Выберите источник газа перевозчика. Чтобы использовать внутренний воздушный насос, удалите красную крышку из порта впуска на задней части системы, что позволяет системе впускать воздух комнаты. Чтобы использовать сжатый газ, используйте регулятор давления или снижение давления, установленный до 15 PSI, и подключайтесь к порту сжатого газа на задней стороне системы.
- Подключите угольную канистру к выхлопному порту.
- Подключите аксессуар-разъем к портам Inspiratory и Expiratory на передней панели системы. Подключите индукционные камеры к ветвям с синими зажимами и конусом носа к ветвям с белыми зажимами(рисунок 1).
- Для механической вентиляции легких
- Подключите трубки разъема intubation к желтым закодированным клипам(рисунок 2).
- Калибруйте вентилятор, выполняя калибровку мертвого пространства. С экрана Vent Run, сенсорный настройки, а затем Калиб и тесты. Выберите калибровку Deadspace и нажмите Наберите B.
- Для импульсной оксиметрии
- Подключите датчик к порту на задней стороне системы, помеченной MouseSTAT.
- Для потепления
- Подключите нагревая площадку к порту «Pad Power» на передней части системы.
- Подключите один датчик к порту "Датчик тела", а другой к порту "Pad Sensor". Защитите датчик колодки к нагреваемой площадке.
2. Настройка настроек
- Для анестезии
- Питание в системе анестезии. С экрана Anest Run ,touch Set Up.
- Выберите обезболивающее средство. Сенсорный тип Anest, а затем включите Dial B, чтобы выбрать Isoflurane или Sevoflurane.
- Установите размер шприца. Коснитесь размерашприца , а затем поверните Dial B, чтобы выбрать размер.
- Коснитесь назад, чтобы вернуться к экрану Anest Run.
- Используя верхний адаптер бутылки, заполните шприц анестезией.
- Подключите шприц к системе анестезии. Коснитесь Удалить, чтобы переместить блок толкатель назад, если это необходимо.
- Премьер шприц. Коснитесь и удерживайте Prime, чтобы переместить блок толкатель вперед, пока блок толкатель не коснется верхней части поршеня шприца. Поворот B при проведении кнопки Prime регулирует скорость блока толкатель.
- Для механической вентиляции легких
- Коснитесь вкладки Vent Run Screen, а затем установите.
- Коснитесь веса тела и введите вес животного.
- Сенсорный приоритет для выбора громкости или управляемой давлением вентиляции. Настройка веса тела автоматически устанавливает соответствующие частоты дыхания и приливные объемы.
- Для импульсной оксиметрии
- Коснитесь вкладки Oxi Run Screen, а затем установите.
- Коснитесь HR и поверните Dial B, чтобы установить минимальное разрешено чтение сердечного ритма. Пресеты доступны.
- Для потепления
- От теплого экрана запуска,настройка касания. Выберите метод потепления и настройки целевой температуры.
3. Начало родов анестезии
- Обезботь мышь
- С экрана Anest Run ,touch Start Induction, чтобы начать воздушный поток. Скорость индукционных потоков по умолчанию составляет 500 мл/мин. По мере необходимости Turning Dial A регулирует скорость потока.
- Поместите мышь в индукционной камере, плотно закрывая крышку. Отрегулируйте набор концентрации анестезии агента до 3% для изофлюрана.
- Монитор до тех пор, пока мышь не достигла желаемой обезболивающей плоскости, определяемой снижением скорости дыхания и потерей правого рефлекса, когда камера наклонена. При необходимости отрегулируйте набор анестетических веществ Концентрация.
- После того, как животное потеряло правильный рефлекс и достаточно анестезируется, коснитесь Stop Induction.
- При желании коснитесь флеш-камеры, чтобы опорожнить камеру остаточного обезболивающего газа.
- Откройте зажимы, ведущие к конусу носа, и закройте зажимы, ведущие к камере.
- Сенсорный начало нос конуса. Настройка веса тела определяет скорость потока конуса носа, хотя его можно вручную регулировать, поворачивая Dial A.
- Сразу же подходят нос конуса, и центр животного на инфракрасном потепление площадку.
- Вставьте датчик животных в качестве ректального зонда.
4. Начало механической вентиляции легких
- Обитать животное.
- Перенесите животное на стадию инкубации, сохраняя при этом животное под наркозом.
- Приостановите животное от верхних резцев с помощью нити, закрепленной на вертикальной стадии интубации(рисунок 3).
- Аккуратно вытесните язык животного в сторону и визуализируете трахею, используя огни, предусмотренные в комплекте intubation.
- Тщательно вставьте трахеи трубки и проверить правильное размещение путем подключения малого мочевого пузыря воздуха к трубке и проверки, если легкие надуть.
- Подключите эндотрахеаонную трубку к вентиляционной трубе.
- Коснитесь Stop Nose Cone,а затем коснитесь Start Ventilator.
ПРИМЕЧАНИЕ: Настройка веса тела автоматически определяет правильную скорость дыхания и приливные объемы. Для выполнения управляемой давлением вентиляции установите целевое испираторическое давление между 15-18 см H2O. Внесите коррективы в настройки вентилятора по мере необходимости в хирургические протоколы.
5. Начать физиологический мониторинг
- Поместите датчик над задней лапой животного(рисунок 4). Импульсный оксиметр автоматически начнет читать HR и SpO2. Коснитесь вкладки Oxi Run Screen Tab для просмотра данных о оксиметрии импульса.
Representative Results
Десять недель, мужчины, дикий тип C57Bl6j мышей весом 25,41 ± 0,8 г были использованы для этого исследования. Мышей обезболили и поддерживали на носовом конусе или интубировали и поддерживали на интегрированном механическом аппарате искусственной вентиляции легких с 1,5-2,5% изофлюраном, в то время как частота сердечных сокращений и насыщение кислородом отслеживались. Эти животные были сгруппированы в микроизоляционные качки и обеспечивали свободный доступ к стандартной чау-чау грызунов и воде за бутылкой.
Частота сердечных сокращений и SpO2 были проверены во время обслуживания с помощью импульснойоксиметрии(рисунок 5 , рисунок 6, и рисунок 7,). Температура тела поддерживалась на уровне 36,5-37,5 градусов по Цельсию с помощью инфракрасной грелки и тепловой лампы. Вентилируемые животные получали непрерывную доставку изофлюрана во время процедуры инкубации через инубирование стенда со встроенным конусом носа. Каждая мышь успешно проветривалась или поддерживалась на носовом конусе при низких скоростях потока, не превышающих 141 мл/мин комнатного воздуха (РА) или кислорода (O2)в течение 15 минут. Частота сердечных сокращений животных и насыщение кислородом в крови оставались стабильными с некоторыми значительными изменениями в обоих измерениях для всех групп. SpO2 остался между 82-99% для всех групп, в то время как температура тела была сохранена между 36,5-37,5 градусов по Цельсию. Мы заметили, что как положение пульса-оксиметра, так и температура тела повлияли на измерения SpO2. Если мы наблюдали недействительные показания пульс-оксиметра, мы скорректировали расположение датчика и уровень нагрева, чтобы поддерживать стабильную температуру тела ядра.
Для определения значимости данных на рисунке 5,рисунке 6 и рисунке 7 была выполнена двухгодовая ANOVA с коррекцией Бонферрони. P-значениеменее 0,05 было сочтено значительным.
Рисунок 1: Диаграмма настройки труб для анестезии индукции и обслуживания носового конуса. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть большую версию этой цифры.
Рисунок 2: Диаграмма установки труб для анестезии индукции, индубации и вентиляции. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть большую версию этой цифры.
Рисунок 3: Мыши получили непрерывную доставку изофлюрана во время процедуры инубации через подставку с интегрированным конусом носа. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть большую версию этой цифры.
Рисунок 4: Комплексное размещение датчика оксиметра импульса над задней лапой. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть большую версию этой цифры.
Рисунок 5: Средняя скорость сердечных сокращений в течение 15 минут ± SD с комнатным воздухом (RA) или 100% кислородом (O2) доставляется через нос конуса или проветривается через трахею трубки (n'5/group). Существенной разницы между группами не наблюдалось. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть большую версию этой цифры.
Рисунок 6: Значения сердечного ритма (bpm), записанные после первоначальной анестезии индукции с низким потоком анестезии системы. Средние значения сердечного ритма, рассчитанные из 30-секундных интервалов времени в течение 15-минутного периода. Каждая точка данных представляет ± SD всех животных в каждой группе (n'5). Никаких существенных изменений сердечного ритма в течение 15-минутного периода в какой-либо группе не наблюдалось. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть большую версию этой цифры.
Рисунок 7: Уровни насыщения тканей кислородом (%) после первоначальной анестезии индукции с низким потоком анестезии системы. Средние значения SpO2, рассчитанные из 30-секундных интервалов времени в течение 15-минутного периода. Каждая точка данных представляет ± SD всех животных в каждой группе (n'5). За 15-минутныйпериод в какой-либо группе существенных изменений в SpO 2 не наблюдалось. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть большую версию этой цифры.
Discussion
Эта цифровая система анестезии с низким потоком интегрирует системы анестезии, вентиляции, потепления и физиологического мониторинга в единое оборудование. Кроме того, система содержит внутренний насос, что позволяет ему использовать окружающий воздух для использования в качестве несущего газа, устраняя необходимость в источнике сжатого газа.
В этой процедуре система используется в качестве единственного оборудования для замены обезболивающего испарителя, механической вентиляции легких, импульсного оксиметра и согревающего колодка. Ранее мы демонстрировали анестезию при скорости потока 100 мл/мин2. Настройки скорости потока имеют решающее значение для этого метода анестезии доставки, так как скорость потока непосредственно контролирует объем используемой жидкой анестезии. Мы также ранее продемонстрировали, как с помощью низких скоростей потока сохранить анестезиажидкости 1,2. Когда традиционный испаритель подключен к механической вентиляции легких, испаритель должен работать непрерывно в то время как вентилятор вход образцов из газового потока. В случае цифрового испарителя со встроенным вентилятором, только газ, необходимый для вентиляции, выводится вентилятором. Это снижает затраты, связанные с анестезией жидкости, несущей газы, и угольные фильтры.
Хотя Есть много преимуществ использования низкотекутного цифрового испарителя, Есть ограничения, а также. Эта система предназначена для работы с низкими скоростями потока идеально подходит для грызунов и других мелких млекопитающих, но не поставляет анестезию выше скорости потока 1000 мл/мин. Таким образом, эта конкретная система подходит только для мелких видов животных. Интегрированный импульсный оксиметр включает в себя датчик только для использования лап. Датчик не рекомендуется для использования на хвосте, что может быть ограничением для некоторых хирургических процедур. Кроме того, в то время как скорость дыхания может контролироваться через эту систему с помощью датчика лапы, это может быть трудно получить последовательные респираторные записи в течение длительного периода времени. Наконец, в отличие от традиционного испарителя, эта цифровая система требует электричества. Аккумуляторы доступны для использования в тех случаях, когда электроэнергия недоступна или в случае отключения электроэнергии, и может привести систему в энергию в течение нескольких часов использования.
Эта настройка и протокол демонстрируют безопасное и эффективное использование цифровой системы анестезии с низким потоком с интегрированным вентилятором и модулями физиологического мониторинга. Эта установка будет полезна для любых лабораторий с ограниченными скамейками, или там, где невозможно в доме несколько единиц оборудования и труб вблизи хирургического поля. Система «все-в-одном» имеет многочисленные преимущества, включая ликвидацию сжатых газовых баллонов и отдельного оборудования физиологического мониторинга. В целом, эта интегрированная система может быть рассмотрена группами, где использование традиционного испарителя не является идеальным.
Disclosures
Этот проект был поддержан оборудованием и финансированием Кентской научной корпорацией. Авторы Криста Bigiarelli и Дэйв FitzMiller являются сотрудниками Кент Научная корпорация, которая производит оборудование, используемое в этой статье. Открытый доступ публикации этой статьи спонсируется Кент Научная корпорация.
Acknowledgments
Авторы не имеют подтверждений.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Intubation Kit | Kent Scientific Corporation | ETM-MSE | Includes intubation stage, intubation tube, LED light |
| Isoflurane Liquid Inhalation 99.9% | Henry Schein, Inc. | 1182097 | Glass bottle 250mL |
| MouseSTAT Pulse Oximeter | Kent Scientific Corporation | SS-03 | Integrated into SomnoSuite |
| Oxygen Tank | Indiana Oxygen Company | 23-160246 | Medical Grade O2 99% |
| RoVent Automatic Ventilator | Kent Scientific Corporation | SS-04 | Integrated into SomnoSuite |
| SomnoSuite Low Flow Digital Anesthesia System | Kent Scientific Corporation | SS-01 | Includes RightTemp Homeothermic Warming control, pad, and temperature sensors |
| SomnoSuite Mouse Starter Kit | Kent Scientific Corporation | SOMNO-MSEKIT | Includes nose cone, syringes, induction chamber, and charcoal canister |
References
- El-Attar, A. M. Guided isoflurane injection in a totally closed circuit. Anaesthesia. 46 (12), 1059-1063 (1991).
- Lockwood, G., Chakrabarti, M. K., Whitwam, J. G. A computer-controller closed anaesthetic breathing system. Anaesthesia. 48 (8), 690-693 (1993).
- Lowe, H. J., Cupic, M.
- Walker, T. J., Chackrabarti, M. K., Lockwood, G. G.
- Weingarten, M., Lowe, H. J. A new circuit injection technic for syringe-measured administration of methoxyflurane: a new dimension in anesthesia. Anesthesia & Analgesia. 52 (4), 634-642 (1973).
- Enlund, M., Wiklund, L., Lambert, H. A new device to reduce the consumption of a halogenated anaesthetic agent. Anaesthesia. 56 (5), 429-432 (2001).
- Kelly, J. M., Kong, K. L. Accuracy of ten isoflurane vaporisers in current clinical use. Anaesthesia. 66 (8), 682-688 (2011).
- Matsuda, Y., et al. NARCOBIT - A newly developed inhalational anesthesia system for mice. Experimental Animals. 56 (2), 131-137 (2007).
- Soro, M., et al. The accuracy of the anesthetic conserving device (Anaconda) as an alternative to the classical vaporizer in anesthesia. Anesthesia & Analgesia. 111 (5), 1176-1179 (2010).
- Ward, C. S. Physical principles and maintenance. Anaesthetic equipment. , W. B. Saunders. London. (1985).
- Ambrisko, T. D., Klide, A. M. Evaluation of isoflurane and Sevoflurane vaporizers over a wide range of oxygen flow rates. American Journal of Veterinary Research. 67 (6), 936-940 (2006).
- Damen, F. W., Adelsperger, A. R., Wilson, K. E., Goergen, C. J. Comparison of traditional and integrated digital anesthetic vaporizers. Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 54 (6), 756-762 (2015).
- Adelsperger, A. R., Bigiarelli-Nogas, K. J., Toore, I., Goergen, C. J. Use of a Low-flow Digital Anesthesia System for Mice and Rats. Journal of Visualized Experiments. (115), e54436 (2016).
- Flecknell, P. Laboratory animal anaesthesia. , Academic Press, Elsevier. London, UK. (2009).
- Mapleson, W. W. The elimination of rebreathing in various semiclosed anaesthetic systems. British Journal of Anaesthesia. 26 (5), 323-332 (1954).
- Chakravarti, S., Basu, S.
- Mullin, L., et al. Effect of anesthesia carrier gas on in vivo circulation times of ultrasound microbubble contrast agents in rats. Contrast Media & Molecular Imaging. 6 (3), 126-131 (2011).
- Flores, J. E., et al. The effects of anesthetic agent and carrier gas on blood glucose and tissue uptake in mice undergoing dynamic FDG-PET imaging: sevoflurane and isoflurane compared in air and in oxygen. Molecular Imaging and Biology. 10 (4), 192 (2008).
- Carroll, G. Small Animal Anesthesia and Analgesia. , Blackwell Publishing. Ames, IO. (2008).
- Thomas, J., Lerche, P. Anesthesia and Analgesia for Veterinary Technicians, 4th ed. 335, Mosby. St. Louis, MI. (2011).
- McKelvey, D. H. Veterinary Anesthesia and Analgesia. , Mosby. St. Louis, MI. (2003).
- Tranquilli, W. J., Thurmon, J. C., Grimm, K. A. Lumb and Jones' veterinary anesthesia and analgesia. , John Wiley & Sons. Hoboken, NJ. 23-86 (2013).
- Matsuda, Y., et al. Comparison of newly developed inhalation anesthesia system and intraperitoneal anesthesia on the hemodynamic state in mice. Biological and Pharmaceutical Bulletin. 30 (9), 1716-1720 (2007).
- Garber, J., et al. Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. 8th edn. , The National Academic Press. Washington DC. (2011).
- Zarndt, B. S., et al. Use of a far-infrared active warming device in Guinea pigs (Cavia porcellus). Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 54 (6), 779-782 (2015).
- Wolforth, J., Dyson, M. C. Flushing induction chambers used for rodent anesthesia to reduce waste anesthetic gas. Lab Animal. 40 (3), 76-83 (2011).
