Summary
Her præsenterer vi en protokol til sikker og effektiv administration af bedøvelsesgas til mus ved hjælp af et digitalt, lavt flow anæstesisystem med integrerede ventilator- og fysiologiske overvågningsmoduler.
Abstract
Low-flow digitale vaporizers almindeligvis bruge en sprøjte pumpe til direkte at administrere flygtige bedøvelsesmidler i en strøm af luftfartsselskab gas. I henhold til dyrevelfærdsanbefalinger opvarmes og overvåges dyrene under forsøg, der kræver anæstesi. Fælles anæstesi og fysiologisk overvågning udstyr omfatter gastanke, bedøvelse fordampere og stande, opvarmning controllere og puder, mekaniske ventilatorer, og pulsoximetre. En computer er også nødvendig for dataindsamling og for at køre udstyrssoftware. I mindre rum eller ved udførelse af feltarbejde kan det være udfordrende at konfigurere alt dette udstyr i begrænset plads.
Målet med denne protokol er at demonstrere bedste praksis for brug af en lav-flow digital vaporizer ved hjælp af både komprimeret ilt og rumluft, sammen med en integreret mekanisk ventilator, pulsoximeter, og langt infrarød opvarmning som en altomfattende anæstesi og fysiologisk overvågning suite ideel til gnavere.
Introduction
Forskning, der involverer dyremodeller, kræver ofte specialiseret dataindsamlingsudstyr. Der er to almindelige typer af bedøvelsesmiddel, der almindeligvis anvendes til små dyrekirurgi. Traditionelle bedøvelsesdampere er afhængige af passiv fordampning af flygtige anæstesi baseret på atmosfærisk tryk og gasstrøm1,2,3,4,5, 6,7,8,9,10. De er designet til at fungere med strømningshastigheder på 0,5 L/min. til 10 L/min, hvilket gør dem ideelle til store dyremodeller11.
Vi har for nylig demonstreret virkningerne af en lav-flow digital vaporizer i forhold til en traditionel vaporizer12,13. Det digitale anæstesisystem med lavt flow kan bruges til at holde et dyr på en næsekegler ved meget lave strømningshastigheder på 1,5-2,2 gange dyrets minutvolumen14,15,16.
Der er mange fordele ved at bruge et digitalt anæstesisystem. Det indeholder en indbygget pumpe, der trækker i omgivende luft til brug som en bæregas. Dette giver brugeren mulighed for at administrere anæstesi uden brug af komprimeret gas. Nylige undersøgelser17,18 har antydet, at brug af luft i stedet for ilt som en bæregas kan være til gavn for mange procedurer.
Fysiologisk overvågning og opvarmning kapaciteter kan også installeres i den digitale lav-flow anæstesi system. I de fleste institutioner kræves dyreopvarmning og fysiologisk overvågning af institutionelle dyrepleje - og brugsudvalg19,20,21,22. Undersøgelser, der sammenligner de fysiologiske virkninger af bedøvelsesmidler, har vist en drastisk fordybning af kropstemperatur, hjertefunktion og åndedrætsfunktion23,24,25. Placering af dyret på en opvarmningspude for at overvåge og opretholde en normal kropstemperatur er ofte påkrævet. Der er mange metoder til dyreopvarmning til rådighed, såsom varmtvandsvarmere, elektriske varmepuder og varmelamper, men hver af disse har betydelige ulemper. I undersøgelser, der sammenligner forskellige metoder til opvarmning af dyr, har langt infrarød opvarmning vist sig at være den mest gavnlige26. Den digitale vaporizer omfatter indbygget homeothermic langt infrarød opvarmning for at opretholde en bestemt dyrs kropstemperatur. Dette eliminerer behovet for yderligere opvarmning pad controllere.
Ud over at overvåge kropstemperaturen er pulsoximetri en populær metode til overvågning af dyrets puls og iltmætning. Denne ikke-invasive metode er enkel, præcis og giver en samlet vurdering af dyrets evne til at regulere iltningsniveauet i blodet. En potesensor til pulsoximetri kan tilsluttes anæstesisystemet, som vi tidligere har demonstreret2.
Mekanisk ventilation er ofte påkrævet, når dyret er under længere perioder med anæstesi, eller når dyrets åndedrætsmønster skal kontrolleres. Den lav-flow digitale vaporizer har evnen til at levere kontrollerede vejrtrækninger i enten tryk-eller volumen-kontrol. En integreret ventilator eliminerer behovet for en ekstern ventilator og overskydende røropsætningskrav.
Da alle disse almindelige skærme og funktioner kombineres til et enkelt stykke udstyr, forenkles slangeopsætningen betydeligt. Formålet med denne protokol er at demonstrere opsætning og brug af et alt-i-en digitalt anæstesisystem.
Protocol
Alle dyreforsøg blev godkendt af Purdue Animal Care and Use Committee.
1. Opsætning af lav-flow vaporizer
- Isoflurane eller sevoflurane levering
- Vælg en fragtmandsgaskilde. For at udnytte den interne luftpumpe skal du fjerne den røde hætte fra indløbsporten på bagsiden af systemet, så systemet kan indtage rumluft. Hvis du vil bruge komprimeret gas, skal du bruge en trykregulator eller trykredikator, der er indstillet til 15 PSI, og oprette forbindelse til komprimeret gasport på bagsiden af systemet.
- Tilslut kulbeholderen til udstødningsporten.
- Tilslut tilbehørsstikket til inspiratoriske porte og expiratory-porte på forsiden af systemet. Tilslut induktionskammeret til grene med blå klip og næsekeglerne med grene med hvide klip (Figur 1).
- Til mekanisk ventilation
- Tilslut intubationsstikrøret til de gule kodede klip (Figur 2).
- Kalibrere ventilatoren ved at udføre en deadspace kalibrering. Fra skærmen Vent Runskal du trykke på Installationog derefter På Calib & Tests. Vælg Deadspace Calibration , og tryk på Dial B.
- Til pulsoximetry
- Tilslut sensoren til porten på bagsiden af systemet med navnet MouseSTAT.
- Til opvarmning
- Tilslut opvarmningspuden til 'Pad Power'-porten på forsiden af systemet.
- Tilslut den ene sensor til "Body Sensor"-porten, og den anden til 'Pad Sensor'-porten. Fastgør padsensoren til opvarmningspuden.
2. Konfigurer indstillingerne
- For anæstesi
- Tænd bedøvelsessystemet. Fra anest run-skærmenskal du trykke på Konfigurer.
- Vælg bedøvelsesmidlet. Tryk på Type Anest, og drej derefter Ring op til Type B for at vælge Isoflurane eller Sevoflurane.
- Indstil sprøjtens størrelse. Tryk på Sprøjtestørrelse, og drej derefter Ring op til B for at vælge en størrelse.
- Tryk tilbage for at vende tilbage til Anest Run Screen.
- Fyld sprøjten med bedøvelse ved hjælp af flaskens topadapter.
- Tilslut sprøjten til anæstesisystemet. Tryk på Fjern for at flytte skubbeblokken baglæns, hvis det er nødvendigt.
- Prime sprøjten. Tryk på og hold Prime nede for at flytte skubbeblokken fremad, indtil skubbeblokken rører toppen af sprøjtestemplet. Hvis du drejer B, mens du holder Prime-knappen nede, reguleres trykblokkens hastighed.
- Til mekanisk ventilation
- Tryk på fanen Vent Run Screen , og konfigurerderefter .
- Tryk på kropsvægt og indtast dyrets vægt.
- Tryk på Prioritet for at vælge lydstyrke eller trykstyret ventilation. Indstillingen Kropsvægt indstiller automatisk passende åndedrætsfrekvens og tidevandsvolumener.
- Til pulsoximetry
- Tryk på fanen Oxi Run Screen , og konfigurerderefter .
- Tryk på HR, og drej Ring til B for at indstille den tilladte minimumspulsaflæsning. Forudindstillinger er tilgængelige.
- Til opvarmning
- Fra skærmbilledet Varmt løbskal du trykke på Installation. Vælg en opvarmningsmetode og måltemperaturindstilling.
3. Begynd anæstesi levering
- Bedøve musen
- Fra Anest Run Screenskal du trykke på Start Induktion for at starte luftstrømmen. Standardinduktionsflowhastigheden er 500 mL/min. Drejeknappen A justerer strømningshastigheden efter behov.
- Placer musen i induktionskammeret og luk låget tæt. Ansemidlets koncentrationsknap justeres til 3% for isofluran.
- Overvåg, indtil musen har nået det ønskede bedøvelsesplan, bestemt af et fald i åndedrætshastigheden og et tab af retsrefleks, når kammeret tippes. Juster koncentrationsknappen for bedøvelsesmiddel efter behov.
- Når dyret har mistet højreorienterede refleks og er tilstrækkeligt bedøvet, touch Stop Induktion.
- Hvis det ønskes, skal du trykke på Skyllekammeret for at tømme kammeret med resterende bedøvelsesgas.
- Åbn klemmerne, der fører til næsekeglerne, og luk klemmerne, der fører til kammeret.
- Touch Start Næse Kegle. Indstillingen Kropsvægt bestemmer strømningshastigheden for næsekegler, selvom den kan justeres manuelt ved at dreje Opkald A.
- Sæt straks næsekeglen, og centrer dyret på den infrarøde opvarmningspude.
- Indsæt dyresensoren som en rektal sonde.
4. Begynd mekanisk ventilation
- Intubere dyret.
- Overfør dyret til intubationsstadiet, mens dyret bedøves.
- Dyret suspenderes fra dets øverste fortænder ved hjælp af en tråd, der er fastgjort på det lodrette intubationsstadie (figur 3).
- Forskyd forsigtigt dyrets tunge til siden og visualiser luftrøret ved hjælp af lysene i intubationssættet.
- Sæt forsigtigt luftrøret i, og kontroller den korrekte placering ved at forbinde den lille luftblære til røret og kontrollere, om lungerne pustes op.
- Tilslut endotrachealrøret til ventilationsrøret.
- Tryk på Stop næsekegler, og tryk derefter på Start ventilator.
BEMÆRK: Indstillingen Kropsvægt bestemmer automatisk korrekt åndedrætshastighed og tidevandsvolumener. For at udføre trykstyret ventilation skal du indstille målindsugningstrykket mellem 15-18 cm H2O. Foretag justeringer af ventilatorindstillingerne efter behov pr. kirurgiske protokoller.
5. Begynd fysiologisk overvågning
- Placer sensoren over dyrets bagpote (Figur 4). Pulse Oximeter begynder at aflæse HR og SpO2 automatisk. Tryk på fanen Oxi Run Screen for at få vist pulsoximetridata.
Representative Results
Ti uger gamle, mandlige, vilde type C57Bl6j mus vejer 25,41 ± 0,8 g blev brugt til denne undersøgelse. Musene blev bedøvet og vedligeholdt på en næsekegler eller intuberet og vedligeholdt på en integreret mekanisk ventilator med 1,5-2,5% isofluran, mens puls og iltmætning blev overvåget. Dyrene var gruppeopstaldet i mikroisolations caging og gav fri adgang til standard gnaver chow og vand med flaske.
Puls og SpO2 blev overvåget under vedligeholdelse via pulsoximetry(figur 5, figur 6og figur 7). Kropstemperaturen blev fastholdt ved 36,5-37,5 °C via en infrarød varmepude og varmelampe. Ventilerede dyr modtog kontinuerlig levering af isoflurane under intubationsproceduren via intubationsstand med integreret næsekegle. Hver mus blev med succes ventileret eller vedligeholdt på en næsekegler ved lave strømningshastigheder på højst 141 mL/min rumluft (RA) eller ilt (O2)i 15 minutter. Dyrenes hjertefrekvenser og iltmætning i blodet forblev stabile med få væsentlige ændringer i begge målinger for alle grupper. SpO2 forblev mellem 82-99% for alle grupper, mens kropstemperaturen blev opretholdt mellem 36,5-37,5 °C. Vi observerede, at både puls-oximeterets position og kropstemperaturen påvirkede SpO 2-målingerne. Hvis vi observerede en ugyldig aflæsning fra puls-oximeteret, justerede vi placeringen af sensoren og opvarmningsniveauet for at holde kernetemperaturen stabil.
Der blev udført en tovejs ANOVA med en Bonferroni-korrektion for at bestemme betydningen af data i figur 5, figur 6 og figur 7. En p-værdi mindre end 0,05 blev anset for signifikant.
Figur 1: Diagram over røropsætning til vedligeholdelse af bedøvelsesinduktion og næsekegler. Klik her for at se en større version af dette tal.
Figur 2: Diagram over røropsætning til bedøvelsesinduktion, intubation og ventilation. Klik her for at se en større version af dette tal.
Figur 3: Mus modtog kontinuerlig levering af isoflurane under intubationsproceduren via et intubationsstativ med en integreret næsekegle. Klik her for at se en større version af dette tal.
Figur 4: Integreret pulsoximetersensorplacering over bagpoten. Klik her for at se en større version af dette tal.
Figur 5: Gennemsnitlig puls over 15 minutter ± SD med rumluft (RA) eller 100% ilt (O2),der leveres gennem næsekegler eller ventileres gennem luftrør (n=5/gruppe). Der blev ikke observeret nogen signifikant forskel mellem grupperne. Klik her for at se en større version af dette tal.
Figur 6: Pulsværdier (bpm), der registreres efter den første bedøvelsesinduktion med systemet med lav flowbedøvelse. Gennemsnitlige pulsværdier beregnet ud fra 30 sekunders tidsintervaller over en periode på 15 minutter. Hvert datapunkt repræsenterer middel ± SD for alle dyr i hver gruppe (n=5). Der blev ikke observeret signifikante ændringer i pulsen i løbet af 15-minutters perioden i nogen gruppe. Klik her for at se en større version af dette tal.
Figur 7: Iltmætningsniveauerne i vævet (%) efter indledende bedøvelse induktion med lav flow anæstesi system. Gennemsnitlige SpO2-værdier beregnet ud fra 30 sekunders tidsintervaller over en periode på 15 minutter. Hvert datapunkt repræsenterer middel ± SD for alle dyr i hver gruppe (n=5). Der blev ikke observeret væsentlige ændringer i SpO2 i løbet af 15-minutters perioden i nogen gruppe. Klik her for at se en større version af dette tal.
Discussion
Dette digitale lavstrømsbedøvelsessystem integrerer anæstesi,ventilations-, opvarmnings- og fysiologiske overvågningssystemer i et enkelt stykke udstyr. Derudover indeholder systemet en intern pumpe, der gør det muligt at trække i omgivende luft til brug som bæregas, hvilket eliminerer behovet for en kilde til komprimeret gas.
I denne procedure bruges systemet som et eneste stykke udstyr til at erstatte en bedøvelsesdamper, mekanisk ventilator, pulsoximeter og opvarmningspude. Vi har tidligere demonstreret bedøvelseslevering med en strømningshastighed på 100mL/min.2. Indstillingerne for strømningshastigheden er afgørende for denne bedøvelsesteknik, da strømningshastigheden direkte styrer mængden af anvendt væskebedøvelse. Vi har også tidligere demonstreret, hvordan brug af lave strømningshastigheder sparer bedøvelsesvæske1,2. Når en traditionel fordamper er forbundet til en mekanisk ventilator, skal fordamperen køre kontinuerligt, mens ventilatorindløbet prøver fra gasstrømmen. I tilfælde af den digitale fordamper med integreret ventilator er kun den gas, der er nødvendig for ventilation, output fra ventilatoren. Dette reducerer omkostningerne forbundet med bedøvelsesvæske, bæregasser og trækulsfiltre.
Selv om der er mange fordele ved at bruge en low-flow digital vaporizer, der er begrænsninger så godt. Dette system er designet til at fungere ved lave strømningshastigheder, der er ideelle til gnavere og andre små pattedyr, men leverer ikke anæstesi over strømningshastigheden på 1000 mL/min. Dette særlige system er derfor kun egnet til små dyrearter. Det integrerede pulsoximeter indeholder kun en sensor til potebrug. Sensoren anbefales ikke til brug på halen, hvilket kan være en begrænsning for visse kirurgiske procedurer. Selvom åndedrætshastigheden kan overvåges gennem dette system via potesensoren, kan det være svært at opnå ensartede åndedrætsregistreringer over en længere periode. Endelig, i modsætning til en traditionel fordamper, kræver dette digitale system elektricitet. Batterier er tilgængelige til brug i tilfælde, hvor elektrisk strøm ikke er tilgængelig eller i tilfælde af strømafbrydelse, og kan drive systemet gennem flere timers brug.
Denne opsætning og protokol demonstrerer sikker og effektiv brug af et digitalt, lavt flow anæstesisystem med integrerede ventilator- og fysiologiske overvågningsmoduler. Denne opsætning vil være nyttig for alle laboratorier med begrænsede bænkpladser, eller hvor det ikke er muligt at huse flere stykker udstyr og slanger i nærheden af et kirurgisk felt. Der er mange fordele ved et alt-i-et-system, herunder eliminering af komprimerede gastanke og separat fysiologisk overvågningsudstyr. Samlet set kan dette integrerede system overvejes af grupper, hvor brugen af en traditionel fordamper ikke er ideel.
Disclosures
Dette projekt blev støttet med udstyr og finansiering af Kent Scientific Corporation. Forfatterne Krista Bigiarelli og Dave FitzMiller er ansatte i Kent Scientific Corporation, der fremstiller udstyr, der anvendes i denne artikel. Open access offentliggørelse af denne artikel er sponsoreret af Kent Scientific Corporation.
Acknowledgments
Forfatterne har ingen anerkendelser.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Intubation Kit | Kent Scientific Corporation | ETM-MSE | Includes intubation stage, intubation tube, LED light |
| Isoflurane Liquid Inhalation 99.9% | Henry Schein, Inc. | 1182097 | Glass bottle 250mL |
| MouseSTAT Pulse Oximeter | Kent Scientific Corporation | SS-03 | Integrated into SomnoSuite |
| Oxygen Tank | Indiana Oxygen Company | 23-160246 | Medical Grade O2 99% |
| RoVent Automatic Ventilator | Kent Scientific Corporation | SS-04 | Integrated into SomnoSuite |
| SomnoSuite Low Flow Digital Anesthesia System | Kent Scientific Corporation | SS-01 | Includes RightTemp Homeothermic Warming control, pad, and temperature sensors |
| SomnoSuite Mouse Starter Kit | Kent Scientific Corporation | SOMNO-MSEKIT | Includes nose cone, syringes, induction chamber, and charcoal canister |
References
- El-Attar, A. M. Guided isoflurane injection in a totally closed circuit. Anaesthesia. 46 (12), 1059-1063 (1991).
- Lockwood, G., Chakrabarti, M. K., Whitwam, J. G. A computer-controller closed anaesthetic breathing system. Anaesthesia. 48 (8), 690-693 (1993).
- Lowe, H. J., Cupic, M.
- Walker, T. J., Chackrabarti, M. K., Lockwood, G. G.
- Weingarten, M., Lowe, H. J. A new circuit injection technic for syringe-measured administration of methoxyflurane: a new dimension in anesthesia. Anesthesia & Analgesia. 52 (4), 634-642 (1973).
- Enlund, M., Wiklund, L., Lambert, H. A new device to reduce the consumption of a halogenated anaesthetic agent. Anaesthesia. 56 (5), 429-432 (2001).
- Kelly, J. M., Kong, K. L. Accuracy of ten isoflurane vaporisers in current clinical use. Anaesthesia. 66 (8), 682-688 (2011).
- Matsuda, Y., et al. NARCOBIT - A newly developed inhalational anesthesia system for mice. Experimental Animals. 56 (2), 131-137 (2007).
- Soro, M., et al. The accuracy of the anesthetic conserving device (Anaconda) as an alternative to the classical vaporizer in anesthesia. Anesthesia & Analgesia. 111 (5), 1176-1179 (2010).
- Ward, C. S. Physical principles and maintenance. Anaesthetic equipment. , W. B. Saunders. London. (1985).
- Ambrisko, T. D., Klide, A. M. Evaluation of isoflurane and Sevoflurane vaporizers over a wide range of oxygen flow rates. American Journal of Veterinary Research. 67 (6), 936-940 (2006).
- Damen, F. W., Adelsperger, A. R., Wilson, K. E., Goergen, C. J. Comparison of traditional and integrated digital anesthetic vaporizers. Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 54 (6), 756-762 (2015).
- Adelsperger, A. R., Bigiarelli-Nogas, K. J., Toore, I., Goergen, C. J. Use of a Low-flow Digital Anesthesia System for Mice and Rats. Journal of Visualized Experiments. (115), e54436 (2016).
- Flecknell, P. Laboratory animal anaesthesia. , Academic Press, Elsevier. London, UK. (2009).
- Mapleson, W. W. The elimination of rebreathing in various semiclosed anaesthetic systems. British Journal of Anaesthesia. 26 (5), 323-332 (1954).
- Chakravarti, S., Basu, S.
- Mullin, L., et al. Effect of anesthesia carrier gas on in vivo circulation times of ultrasound microbubble contrast agents in rats. Contrast Media & Molecular Imaging. 6 (3), 126-131 (2011).
- Flores, J. E., et al. The effects of anesthetic agent and carrier gas on blood glucose and tissue uptake in mice undergoing dynamic FDG-PET imaging: sevoflurane and isoflurane compared in air and in oxygen. Molecular Imaging and Biology. 10 (4), 192 (2008).
- Carroll, G. Small Animal Anesthesia and Analgesia. , Blackwell Publishing. Ames, IO. (2008).
- Thomas, J., Lerche, P. Anesthesia and Analgesia for Veterinary Technicians, 4th ed. 335, Mosby. St. Louis, MI. (2011).
- McKelvey, D. H. Veterinary Anesthesia and Analgesia. , Mosby. St. Louis, MI. (2003).
- Tranquilli, W. J., Thurmon, J. C., Grimm, K. A. Lumb and Jones' veterinary anesthesia and analgesia. , John Wiley & Sons. Hoboken, NJ. 23-86 (2013).
- Matsuda, Y., et al. Comparison of newly developed inhalation anesthesia system and intraperitoneal anesthesia on the hemodynamic state in mice. Biological and Pharmaceutical Bulletin. 30 (9), 1716-1720 (2007).
- Garber, J., et al. Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. 8th edn. , The National Academic Press. Washington DC. (2011).
- Zarndt, B. S., et al. Use of a far-infrared active warming device in Guinea pigs (Cavia porcellus). Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 54 (6), 779-782 (2015).
- Wolforth, J., Dyson, M. C. Flushing induction chambers used for rodent anesthesia to reduce waste anesthetic gas. Lab Animal. 40 (3), 76-83 (2011).
