Summary
Denne protokollen tar sikte på å transplantere en 3D bioprinted patch på epicardium av infarcted mus modellering hjertesvikt. Det inkluderer detaljer om anestesi, kirurgisk bryståpning, permanent ligation av venstre fremre synkende (LAD) koronararterie og anvendelse av en bioprinted patch på det infarcted området av hjertet.
Abstract
Testing av regenerative egenskaper av 3D bioprinted hjertepatcher in vivo ved hjelp av murine modeller av hjertesvikt via permanent venstre fremre synkende (LAD) ligation er en utfordrende prosedyre og har en høy dødelighet på grunn av sin natur. Vi utviklet en metode for konsekvent å transplantere bioprinted patcher av celler og hydrogeler på epicardium av en infarcted mus hjerte for å teste sine regenerative egenskaper på en robust og gjennomførbar måte. Først blir en dypt bedøvet mus forsiktig intubert og ventilert. Etter venstre lateral thoracotomi (kirurgisk åpning av brystet), er den eksponerte LAD permanent ligated og bioprinted patch transplantert på epicardium. Musen gjenoppretter raskt fra prosedyren etter brystlukking. Fordelene med denne robuste og raske tilnærmingen inkluderer en spådd 28-dagers dødelighet på opptil 30% (lavere enn de 44% rapportert av andre studier ved hjelp av en lignende modell for permanent LAD ligation hos mus). Videre er tilnærmingen beskrevet i denne protokollen allsidig og kan tilpasses for å teste bioprinted patcher ved hjelp av forskjellige celletyper eller hydrogeler der høyt antall dyr er nødvendig for å optimalt kraftstudier. Samlet sett presenterer vi dette som en fordelaktig tilnærming som kan endre preklinisk testing i fremtidige studier for feltet hjerteregenerering og vevsteknikk.
Introduction
En hjertetransplantasjon er gullstandardbehandling for pasienter med hjertesvikt i sluttfasen, men det er mangel på donororganer. Det krever immunsystem undertrykkelse for å hindre graft avvisning og ett års dødelighet er 15% over hele verden1. Derfor er det et langvarig incitament til å regenerere myokardiet i prekliniske dyremodeller med sikte på å oversette til menneskeligeforsøk 2,3,4,5,6,7,8,9. Nylige fremskritt i 3D bioprinting av stamceller eller stamcelleavledede hjerteceller har fått oppmerksomhet som en lovende tilnærming til å regenerere myokardiet2,,3,,9,,10,,11,,12.
De første menneskelige sikkerhetsforsøkene som bruker patcher for å regenerere hjertet er rapportert, med autologe benmargmonukleære celler suspendert i kollagen eller embryonale stamcelleavledede hjertetamtamceller i fibrin, transplantert til epicardium7,8,13. Men for en mer presis, skalerbar, automatisk og reproduserbar metode, er 3D-bioprinting av optimaliserte hydrogelpatcher som skal brukes på hjertets epiardiale overflate en lovende tilnærming for å regenerere myokardiet for pasienter som ellers ville trengeen hjertetransplantasjon 2,10,11,12.
Før oversettelse til menneskelige studier kan oppstå, er det nødvendig med prekliniske dyrestudier. Prekliniske in vivo modeller som forfølger regenerering av myokardiet er rapportert hosgriser 5,sauer 14,rotter6 og mus4. En vanlig modell av hjerteinfarkt (MI) hos mus bruker permanent ligation av venstre fremre synkende (LAD) koronararterie15,16. Blant de forskjellige stammene av mus som brukes, har permanent LAD-ligation hos C57BL6-mus en akseptabel overlevelsesrate og presenterer vanligvis konsekvent ombygging og hjerteendringer etter MI16. I gnagermodeller har flere tilnærminger blitt beskrevet hvor hjertevev har blitt påført hjertet i jakten på effektiv regenerering av skadet myokardi4,6,17. Mens store dyr fortsatt representerer en mer klinisk relevant modell for å teste hjerte regenerativeegenskaper 5,14, gir allsidigheten og gjennomførbarheten til musemodellen seg til dette raske studieområdet. Dette kan unngå noen av fallgruvene som er typiske for store dyrestudier, inkludert (men ikke begrenset til): 1) høy dyredødelighet (med mindre diagonale koronararterier er ligated fører til uforutsigbarsegmentale infarkter14, eller den distale enden av LAD er okkludert etterfulgt av reperfusjon i stedet for permanent ligation5); 2) etiske problemer med relativt økt skade forårsaket av store dyreprotokoller sammenlignet med mus18; 3) økte kostnader og / eller mulighetsproblemer, for eksempel den relative utilgjengeligheten av stort dyreutstyr som MR-skannere14. Det er også viktig å vurdere at gitt den omfattende varigheten og engasjementet som er typisk for store dyrestudier, har de potensial til å bli utdaterte før de er ferdige, spesielt med den raske utviklingen som er typisk for dette feltet. For eksempel er det først nylig at den kritiske rollen som inflammatoriske celler og mediatorer spiller i å regulere hjerteregenerering har dukketopp 19,20. Videre har den kritiske rollen til prekliniske studier, som små dyremodeller, blitt fremhevet av en Lancet Commission som et viktig skritt for å få robust kunnskap før de går over til menneskeligeforsøk 21.
For å lette fremdriften i forståelsen av mekanismer og optimaliseringsforhold for patchbaserte hjerteregenereringsmetoder in vivo, presenterer vi en ny tilnærming som beskriver en "scoop and drape"-metode for å bruke en 3D-bioprinted alginat / gelatinhydrogelplastapp på overflaten av utfarende hjerter i C57BL6-mus. Målet med denne tilnærmingen er å gi en allsidig in vivo modell for å teste 3D bioprinted patcher som sannsynligvis vil være mulig i brede forskningssammenhenger for det raskt utviklende feltet for hjerteregenerering2. Denne metoden kan tilpasses testpatcher generert av ikke-bioprinting metoder, ulike hydrogeler og autologe eller allogene stamcelle-avledede celler i patcher in vivo. Imidlertid er detaljert vurdering av bioprinting, hydrogeler eller celletyper utenfor omfanget av denne studien som fokuserer på den kirurgiske transplantasjonsmetoden.
Fordelene med protokollen inkluderer at hjerteinfarkt og anvendelse av et biotrykt plaster utføres i en kirurgisk prosedyre som kan utføres raskt, med lett tilgjengelige, kostnadseffektive laboratorieverktøy og med relativt lav dødelighet. Det gir også vanligvis et høyere antall dyr enn store dyremodeller i et mindre rom, noe som tillater robust sammenligning av flere eksperimentelle grupper, spesielt nyttig for flere gruppesammenligning in vivo. På den annen side har denne protokollen ulempene som: 1) musemodellen er fjernere fra menneskelig hjertestørrelse, anatomi og fysiologi enn i store dyremodeller, og den oversetter ikke direkte til mennesker; 2) murine LAD grener proksimalt, med betydelig variasjon mellom individuelle mus, noe som fører til infarkt størrelse variabilitet (et problem som deles med store dyremodeller); 3) plasteret må påføres over hele den fremre hjerteoverflaten, noe som er mindre presist enn å påføre over et bestemt infarktområde; og 4) plasteret påføres umiddelbart på tidspunktet for MI (for menneskelig bruk er det sannsynlig å være mer klinisk nyttig å utvikle en patch for bruk på kronisk infarcted sviktende hjerte måneder etter den første MI14).
Likevel, hvis valgt hensiktsmessig i henhold til hypotesen som testes, kan denne protokollen gi kritiske in vivo-data raskt, med høye n tall, på en måte som er i samsvar med materialene, budsjettet og ekspertisen som er tilgjengelig i de fleste laboratorier. Sammenlignet med store dyremodeller, er det en in vivo modell som er allsidig nok til å tilpasse seg nye 3D bioprinting teknologier (for eksempel ved den relative enkel å utføre pilotstudier for å teste gjennomførbarhet og sikkerhet før du flytter til større dyremodeller). Det ville være godt egnet for forskere som ønsker å generere in vivo data effektivt og billig, kanskje kjører flere sammenligninger av 3D bioprinted patcher med ulike bioprinting parametere, celler eller hydrogeler i patcher. Det ville være spesielt nyttig for å teste interaksjoner av ulike blandinger av stamceller og stamcelle-avledede celler med hydrogeler in vivo uten overflødig sløse av dyre celleavstamninger eller andre materialer som kan oppstå hvis du bruker store flekker. Ved hjelp av en musemodell vil også lette testing av patcher som inneholder artskompatible mus-avledede celle- og stamcellelinjer eller menneskeavledede celler der ensartede mus med en bestemt immunmangel er ønskelig. I tillegg kan testing i genmodifiserte musestammer tillate forskere å isolere effekten av spesifikke gener på signalveier og i bestemte celletyper som er relevante for kardiovaskulær sykdom, som for øyeblikket ikke ville være mulig i en stor dyremodell.
Protocol
Alle prosedyrer beskrevet i dette eksperimentet ble godkjent av Animal Ethics Committee ved Northern Sydney Local Health District, NSW, Australia (prosjektnummer RESP17/55).
1. Anestesi og intubasjon
MERK: Slå på og sett opp stereomikroskopet, varmeputen (dekket med et absorberende ark) og ventilatorsystem.
- Rengjør hansker, operasjonsområdet og verktøyene med 70% etanol.
- Vei musen for å beregne doseringen av anestesi injisert av intraperitoneal rute (ketamin 40 mg/kg, xyazin 5 mg/kg, atropin 0,15 mg/kg) og gi injeksjonen.
- Når musen når et dypt anestesiplan, barber ventral venstre side av thoraxen med en trimmer.
- Plasser musen i et kammer som inneholder 2% isofluran (sikre tilstrekkelig ekstraksjon ventilasjon i rommet).
MERK: Den relativt lave dosen av ketamin/xylazininjeksjon sammen med 2 % isofluraninnånding reduserer risikoen for musedød samtidig som optimal intubasjon ikke vekker musen. - Plasser musen liggende og hold den fra sine øvre fortenner med en 3,0 sutur teipet til benken, som vist i videoen. Bekreft sedasjon ved å utføre en tåklem. Plasser en høyintensitets illuminator over musehalsen slik at oropharynx kan visualiseres.
MERK: Alternativt kan musen plasseres på stativet fra intubasjonssettet (f.eks. Kent Mouse Intubation Kit) med et elastisk bånd festet under de øverste fortennene for å holde munnen åpen for å identifisere luftrøret. - Bruk en buet slikkepott til å åpne kjeven og et annet par slikkepoler /stumpe tang for å løfte tungen forsiktig ut av veien. Pass på å intubere mens du er plassert på eller litt under øyenivå med musens kropp.
- Visualiser åpningen og lukkingen av stemmebåndene. Når det er åpent, setter du inn 20 G plastkateteret som følger med intubasjonssettet.
- Overfør den intuberte musen forsiktig til en driftsflate utstyrt med en varmepute. Koble musen til ventilatoren (f.eks. MouseVent) som automatisk angir målvolumet basert på musevekt.
- Lever 1,5-2 % isofluran med oksygen (som automatisk reguleres av ventilatoren: Sørg for at det er en forbindelse fra en oksygensylinder til den automatiske ventilatoren ved 1-2 l/min strømningshastighet til ventilatoren). Kontroller intuberingen ved å se etter bilateral bryststigning. Kontroller anestesi ved å utføre en tåklem.
- Påfør opthalmisk salve (f.eks Puralube Vet Opthalmic Ointment) på begge øynene for å hindre dem i å tørke ut.
2. Klargjøring av operasjonsfeltet
- Fest innubasjonsrøret med tape på tilkoblingsstedet mellom ventilatoren og pusterøret/kateteret.
- Klipp et lengre stykke tape og fest den venstre forfoten til driftsflaten i en litt forhøyet stilling. Også tape ned de andre ekstremiteter.
- Rengjør brystet med steril 70% isopropanol og povidon jodoppløsning, rengjøring i en sirkulær bevegelse som beveger seg fra sentrum til periferi.
- Kontroller anestesi en gang til med en tåklem.
- Administrer 0,08 mg/kg Temvet (buprenorfin) i 0,1 ml 0,9 % saltvann via subkutan injeksjon.
3. Venstre lateral thoracotomi
- Bruk finspiss tang for å forsiktig løfte huden på et punkt ca 5 mm til venstre for den fremtredende xiphoid brusk. Bruk kirurgisk saks for å skape et superomedialt snitt i huden fra dette punktet og oppover og mot midtlinjen, til nivået av manubrium.
- Bruk buede tang for å forsiktig skille hud og muskellag. Åpne muskellaget, etter hud snitt.
- Identifiser og gjør et snitt i det tredje interkostalrom, etter den naturlige vinkelen på brystkassen.
- Bruk en retractor til å forsiktig spre fra hverandre tredje og fjerde ribbein.
- Fjern forsiktig det tynne perikardiet med tang.
- Hvis LAD ikke visualiseres, skyv forsiktig venstre auricle (se Supplerende figur 1) oppover og finn koronararteriene under.
4. Venstre fremre synkende (LAD) permanent koronar arterie ligation
- Klipp en ~ 3 mm lang 3-0 silkesutur og legg dette forsterkende 3-0 silkesuturstykket på toppen av LAD i samme retning som LAD (som vist i videoen på tidspunktet 02:12 - 02:20).
- Identifiser LAD og passere en 7-0 silke sutur under LAD. Hvis LAD ikke er tydelig visualisert, sett nålen 1 mm dårligere og medial til det dårligste punktet nådd av spissen av venstre auricle under dynamisk bevegelse av hjertet.
MERK: Denne strukturen er en lysere farge rød til hjertekamrene, men mørkere enn den tilstøtende lungen og visualiseres best i videoen på tidspunkt 01:54 - 01:55 hvor den er synlig bare dårligere enn den overlegne armen til retractoren, bedre enn venstre lunge (se Supplerende figur 1 for kommentert video stillbilde). - Fullfør to kast med 7-0 silkesutur og lukk den tett forbi toppen av den støttende 3-0 silkesuturen for å sikre LAD. Hvis ligation er vellykket, vil det fremre ventrikulære området distal fra ligaturen blanch.
- Fullfør knuten med et tredje kast i motsatt retning for å feste den, slik at ingen oppadgående trekkraft overføres til suturen. Ytterligere kast er ikke nødvendig for å redusere risikoen for skade på myokardiet eller LAD ved suturskjæring gjennom.
5. Transplantasjon av bioprinted patch på epicardium
- Flytt forsiktig den bioprintede fra en seksbrønnplate til det infarktområdet ved hjelp av den sterile innsiden av en åpnet kirurgisk skalpellpakke.
- Plasser den bioprintede plasteret forsiktig på den fremre epigrafiske overflaten, hvor den skal dekke hele overflaten og drapere over de underlegne og laterale kantene, som dekker venstre ventrikkel og infarktsonen (blanched-området).
- Lukk forsiktig og fjern inntrekkeren uten å rette skarpe kanter mot hjertet.
- Bruk 6-0 prolen suturer i et enkelt avbrutt mønster for å lukke brystkassen og muskellagene.
- Med Sigh Breath-funksjonen mens du lukker brystet med 6-0 prolensuturer, blås lungene for å fjerne overflødig luft i pleuralhulen, som ellers ville bli fanget i brysthulen og resultere i en pneumothorax.
- Sørg for at brystet er tett forseglet.
- Reduser isofluranen til 1,0 %. Lukk huden med 6-0 prolensuturer i et enkelt avbrutt mønster. Slå av isofluranfordamperen.
6. Mus utvinning
- Lokalt gjelder 2 mg / ml bupivacaine i 0,9% saltvann til snittet. Administrer også: i) Antisedan (atipamezol) 1 mg/kg; ii) Lasix (furosemid) 8 mg/kg; iii) 600 μL med 0,9 % saltvannsoppløsning via en subkutan injeksjon.
MERK: Antisedan er å reversere bedøvelsen raskere; furosemid er å avlaste overflødig væske på grunn av hjerteutgang kompromiss og ekstra væske administreres med medikament injeksjoner. - Overvåk musen og vent til uavhengig pusting observeres for å fjerne musen fra intubasjonsrøret.
- Når musen viser en tilstrekkelig bilateral pustehastighet og dybde og reagerer på en tåklem, plasser musen i et rent gjenopprettingsbur plassert på en varmepute.
- Gi musen fuktig mat (fuktet for tyggeevne), en vannflaske og næringsstoff / fuktighetsgivende gel. Monitor for en overdrevet pusteinnsats, overdreven blødning, eller andre potensielt livstruende komplikasjoner.
- I de neste tre dagene skal du administrere 0,08 mg/kg Temvet (buprenorfin) i 0,1 ml 0,9 % saltvann via subkutan eller intraperitoneal injeksjon, to ganger daglig, deretter én gang daglig opp til femte dag etter prosedyren.
- Husmus i par atskilt av burskillevegger for å forhindre isolasjon samtidig som de forhindrer kampatferd. Overvåk mus minst daglig til slutten av forsøkene (28 dager) med nøye oppmerksomhet til deres velvære og økt hyppighet av overvåking hvis det er noen bekymringer.
Representative Results
Ved transplantasjon tillot viskositeten til plasteret ved romtemperatur (uten ekstra krysskoblinger) det å "drapere" over hjertets konturer (figur 1) og bevege seg dynamisk med hjertesyklusen. Etter operasjonen forlot vi patchene i 28 dager in vivo som studier har funnet dette å være en passende tidsperiode som tillater patch effekter på verten hjertefunksjon3,4 (selv om det har blitt rapportert at full funksjonelle effekter ikke kan ses før tre måneder ettertransplantasjon) 22. Bildet av en vist in situ på et musehjerte i figur 1 ble tatt umiddelbart etter påføring, som viser evne til å drapere over hjertet ved transplantasjon. Dette representative resultatet viser at hydrogelen gjør det mulig for plasteret å forme til hjertets konturer og hvor overdreven spenning oppstod hydrogelen var i stand til å splitte som vist av det nakne (hydrogelfrie) trekantede området i figur 1 (indikert av en svart stjerne i bildet). Overlevelsesdata (Kaplan-Meier overlevelseskurver) er vist i figur 2 sammenlignet med mus som gjennomgår en sham prosedyre (passasje av en nål og sutur under LAD uten ligation etterfulgt av lukking av musebrystet).
Figur 1: En bioprinted hjertepatch påføres epikondium av en C57BL6 mus hjerte. En 10 mm x 10 mm x 0,4 mm biotrykt patch (umiddelbart etter transplantasjon) som inneholder hydrogel (alginat 4% (w/v)/gelatin 8% (w/v) i media) vises drapert over det infarcted området og følge den epiardiale overflaten (hvite pilspisser og stiplede linjer = grensen til lappen). Patch viskositeten gjør det mulig å forme til konturene av hjertet og hvor overdreven spenning oppstod på det overlegne aspektet har delt for å lage et trekantet bart område som ikke dekkes av hydrogel (svart stjerne). Vennligst klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 2: Kaplan-Meier overlevelse analyse gjennom 28 dager etter MI. Ni mus i prosedyregruppen døde (n=38) for å gi en samlet dødelighet på 24 %. Vennligst klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Tilleggsfigur 1: Video stillbilde (videotidspunkt 01:54 – 01:55) som viser venstre auricle (venstre atrievedheng). Pilen peker på inferomedial spissen av venstre auricle som er synlig som en trekantet struktur på den overlegne venstre kanten av hjertet. I tilfelle LAD ikke er tydelig visualisert, kan spissen av venstre auricle brukes som et landemerke for nåleoppføring for å passere en sutur under LAD. Inngangspunktet er 1 mm dårligere og medial til det dårligereste punktet spissen av venstre auricle når under dynamiske bevegelser av hjertet (svart pil viser inferomedial tuppen av venstre auricle). Vennligst klikk her for å laste ned dette tallet.
Discussion
Metoden gjør det mulig for operatøren å effektivt transplantere en bioprinted patch ved å bruke den på den episke overflaten av et infarcted musehjerte etter permanent LAD ligation. I denne mulighetsfokuserte metoden kan vi utføre denne prosedyren på åtte mus per arbeidsdag (inkludert fremstilling av rommet før og etterpå). En bioprinting kjøre som produserer åtte 1 cm2 patcher i brønner av seks-brønner plater tar 2-3 timer (inkludert forberedelsestid før og etter). Vi brukte steril innsiden av en kirurgisk skalpellpakke som scoop for vår patch, som er lett tilgjengelig og generelt legger minimal kostnad, ved hjelp av de naturlige klebende egenskapene til alginat / gelatinhydrogel patch for å drapere over den fremre infarkt overflaten av hjertet. Etter vår erfaring er protokollen for LAD ligation hos mus operatøravhengig og en lavere dødelighet på 28 dager kan oppnås med erfarne operatører spesialisert på en modell. Van den Borne et al.16 rapporterte at C57BL6 mus utgjør en 44% dødelighet etter permanent LAD ligation ved 28 dager uten bruk av en, som er høyere enn den øvre grensen på 30% som vi observerte med metoden.
Intubasjonstrinnet er kritisk, og i seg selv kan være en kilde til dødelighet for mus med mindre det utføres av en dyktig operatør. Det er gjort vanskelig på grunn av den lille størrelsen på luftrøret, og derfor er forstørrelsesglass slitt av operatøren for dette trinnet. Vi bruker injisert ketamin/xylazin samt inhalert isofluorane for induksjon av bedøvelse slik at musen er dypt bedøvet ved relativt lave doser av hvert legemiddel. Derfor er det ingen risiko for musen å våkne opp under dette intubasjonstrinnet, men den høye dødeligheten forbundet med høye enkeltdoser unngås. Atropin ble også gitt for å motvirke bivirkninger som bradykardi og hypersalivasjon. Bruken av en spotlight påføres eksternt lyser opp luftrøret internt slik at den er mer synlig og stemmebåndene må visualiseres åpning og lukking med musens respirasjonshastighet (vanligvis ~ 120 åndedrag per minutt). Det er viktig å plassere musen perfekt (det er derfor en hard overflate foretrekkes i stedet for en varmematte under musen for dette trinnet) med de to fortennene holdt av en loopet tråd og tungen trukket ekstremt forsiktig med stumpe tang / par slikkepotter for å åpne munnen og visualisere luftrøret. Når intubasjonen er fullført, må operatøren være forsiktig så du ikke løsner røret i overføringen fra innvindusområdet til operasjonssengen (som har en varmematte under den for å forhindre hypotermi). Når du kobler pusterøret til ventilatorapparatet, er det avgjørende å stabilisere røret med den ene hånden og koble ventilatorkretsen til den andre, slik at det er minimal bevegelse av pusterøret, for eksempel å skyve det dypere inn i luftrøret når du kobler ventilatorsegmentet av slangen.
I denne studien brukte vi alginat 4% (w / v) / gelatin 8% (w / v) i Dulbecco's Modified Eagle Medium (DMEM). Alginat / gelatin hydrogeler er kjent for sin biokompatibilitet, lave kostnader og biomekaniske egenskaper gjør dem nyttige for 3D vev engineering strategier23. Disse hydrogelene kan kryssbindes ved mild gelasjon ved å legge til kalsiumioner, noe som gjør at viskositeten kan endres. Etter bioprinting brukte vi kalsiumklorid (CaCl2) 2% (w / v) i fosfatbufret saltvann (PBS) på patcher og deretter dyrket dem i DMEM i seks brønnplater i 7-14 dager før transplantering dem. Dette var det optimale vinduet etter patcher som inneholder hjerteceller begynte å slå i kultur, men før patcher begynte å gå i oppløsning. Mens CaCl2 kunne legges regelmessig gjennom post-bioprinting fasen for å redusere patch oppløsning, fant vi at iboende viskositet av hydrogel var tilstrekkelig for patcher å opprettholde sin struktur opp til transplantasjon med bare en startdose av CaCl2.
Metoden tillatt for vellykket transplantasjon uten suturer (som kan skade hjertet) eller lim (som kan blokkere grensesnittet mellom og hjertet). Fremtidige studier kan bekrefte hypotesen om at suturløs og limløs transplantasjon ikke negativt påvirker engraftment hos mus, da det er kritisk at plasteret ikke glir av hjertet eller forstyrrer lungene. Andre studier som vurderer engraftment av patcher i permanente LAD ligation modeller med patch-basert reparasjon3 har målt engrafted område (mm2) gjenværende med tid24, podet patch tykkelse (μm) remining med tid25, kvantifisering av transplanterte celler ved polymerasekjedereaksjon (PCR)26 eller bioluminescens foton utslippsfluks av merkede levende donorceller (et mål på fotoner som slippes ut per sekund som kan kvantifisere merkede transplanterte celler som overlever hos levende dyr over tid)27. Fremtidige studier kan bruke disse metodene til å vurdere om suturløs og limfri transplantasjon påvirker patch engraftment (samt strukturelle og funksjonelle effekter på verten myokardiet). Likevel, makrooskopisk etter 28 dager in vivo i våre immunkompetentmus, presenterte det fremre mediastinum variabelt fibrinous materiale og adhesjoner. Mekanismen for patch-basert hjerteregenerering kan være fra stimulering av vert makrofaginflammatoriske responser 19 eller utskilles immunologiskefaktorer 20 i stedet for numerisk celle etterfylling. Hvis betennelse spiller en positiv rolle, kan tilstedeværelsen av utenlandsk hydrogelmateriale være gunstig. Alternativt, for å redusere tilstedeværelsen av fremmedmateriale kan det være gunstig hvis hydrogelkomponenten går i oppløsning over tid. Faktisk bruker noen tilnærminger biomaterialer som støtter celler i utgangspunktet og deretter går i oppløsning, slik at barevev 28,29. Fremtidige studier for å fullt ut analysere patch engraftment og bedre forstå mekanismene bak patch-basert hjerteregenerering kan føre til optimalisert eksperimentell design før oversettelse til menneskelige studier2.
Samlet sett er denne protokollen sannsynligvis allment mulig og også egnet til å teste flere grupper av 3D bioprinted patcher, for eksempel med forskjellig mobilinnhold. Fremtidige retninger for denne metoden inkluderer bioprinting av patcher som inneholder avanserte hydrogeler som ikke tidligere er testet in vivo eller tester effekten av forskjellige autologe eller allogene stamcelleavledede celler, for optimalisering før de går videre til store dyremodeller.
Disclosures
Ingen.
FINANSIERINGSERKLÆRING:
Christopher D. Roche ble støttet av et Sir John Loewenthal Scholarship 2019 (University of Sydney), Le Gros Legacy Fund New Zealand (PhD012019) og et Heart Research Australia PhD Scholarship (2019-02). Carmine Gentile ble støttet av et University of Sydney Kick-Start Grant, University of Sydney Chancellor's Doctoral Incentive Programme Grant, UTS Seed Funding, Catholic Archdiocese of Sydney Grant for Adult Stem Cell Research og en Sydney Medical School Foudation Cardiothoracic Surgery Research Grant.
Acknowledgments
Med takk til Natalie Johnston for opptak av ikke-kirurgiske opptak og all videoredigering.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 3-0 non-absorbable black braided treated silk | Ethicon | 232G | |
| 6-0, 24” (60 cm) Prolene (polypropylene) suture, blue monofilament | Ethicon | 8805H | |
| 7-0, 18” (45 cm) silk black braided | Ethicon | 768G | |
| Adjustable stereo microscope with 6.4x magnification | Olympus | SZ 3060 STU1 | |
| Anitisedan (atipamezole) | Zoetis | N/A | |
| Atropine sulphate 0.6 mg, 1 mL vials, 10 pack | Symbion Pharmacy Services | ATRO S I2 | |
| Bupivacaine, 20 mL, 5 vials | Baxter Heathcare | BUPI I C01 | |
| Temvet (buprenorphine), 300 µg/mL, 10 mL bottle | Troy Laboratories | TEMV I 10 | |
| Curved-tip forceps | Kent Scientific | INS650915-4 | Iris dressing forceps, 10 cm-long curved dressing forceps; 0.8 mm serrated tips; stainless steel. |
| Dissecting scissors for cutting muscle/skin | Kent Scientific | INS600393-G | Dissecting scissors, straight, 10 cm long |
| Endotracheal intubation kit | Kent Scientific | ETI-MSE | Including intubation catheter/tube (20 G), fibre-optic light source and dental spatula |
| Fine scissors | Kent Scientific | INS600124 | McPherson-Vannas micro scissors, 8 cm long, straight, 0.1 mm tips, 5 mm blades; stainless steel. |
| Lasix (furosemide) 20 mg, 2 mL, 5 pack | Sigma Company | LASI A 1 | |
| Heat pad for animal recovery post-op | Passwell | PAD | Passwell Cosy Heat Pad for Animals - 26cm x 36cm; 10 Watts; Soft PVC Cover |
| Ketamine 100 mg, 50 mL | CEVA Animal Heath | KETA I 1 | |
| Needle holder | Kent Scientific | INS600137 | Castroviejo needle holder, serrated, 14 cm long, 1.2 mm jaws with lock |
| PhysioSuite with MouseVent G500 automatic ventilator | Kent Scientific | PS-MVG | |
| Puralube Vet Opthalmic Ointment (sterile occular lubricant) | Dechra | 17033-211-38 | |
| Self-retaining toothed mouse retractor | Kent Scientific | INS600240 | ALM serrated self-retaining retractor, 7 cm long |
| Straight forceps | Kent Scientific | INS650908-4 | Super fine dressing forceps, 12.5 cm Long, serrated tips, 0.35 x 0.10 mm; stainless steel. |
| Surgical magnifying glasses | Kent Scientific | SL-001 | |
| VetFlo vaporizer | Kent Scientific | VetFlo-1205S-M | |
| Xylazine 100 mg, 50 mL | Randlab | XYLA I R01 |
References
- Lund, L. H., et al. The registry of the International Society for Heart and Lung Transplantation: thirty-fourth adult heart transplantation report-2017; focus theme: allograft ischemic time. Journal of Heart and Lung Transplantation. 36 (10), 1037-1046 (2017).
- Roche, C. D., Brereton, R. J. L., Ashton, A. W., Jackson, C., Gentile, C. Current challenges in three-dimensional bioprinting heart tissues for cardiac surgery. European Journal of Cardio-Thoracic Surgery. 58 (3), 500-510 (2020).
- Wang, H., Roche, C. D., Gentile, C. Omentum support for cardiac regeneration in ischaemic cardiomyopathy models: a systematic scoping review. European Journal of Cardio-Thoracic Surgery. , Epub ahead of print. ezaa205 (2020).
- Mattapally, S., et al. Spheroids of cardiomyocytes derived from human-induced pluripotent stem cells improve recovery from myocardial injury in mice. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 315 (2), 327-339 (2018).
- Gao, L., et al. Large cardiac muscle patches engineered from human induced-pluripotent stem cell-derived cardiac cells improve recovery from myocardial infarction in swine. Circulation. 137 (16), 1712-1730 (2018).
- Yang, B., et al. A net mold-based method of biomaterial-free three-dimensional cardiac tissue creation. Tissue Engineering Methods (Part C). 25 (4), 243-252 (2019).
- Menasché, P., et al. Human embryonic stem cell-derived cardiac progenitors for severe heart failure treatment: first clinical case report. European Heart Journal. 36 (30), 2011-2017 (2015).
- Menasché, P., et al. Transplantation of human embryonic stem cell-derived cardiovascular progenitors for severe ischemic left ventricular dysfunction. Journal of the American College of Cardiology. 71 (4), 429-438 (2018).
- Beyersdorf, F. Three-dimensional bioprinting: new horizon for cardiac surgery. European Journal of Cardio-Thoracic Surgery. 46 (3), 339-341 (2014).
- Noor, N., et al. 3D printing of personalized thick and perfusable cardiac patches and hearts. Advanced Science. 6 (11), 1900344 (2019).
- Maiullari, F., et al. A multi-cellular 3D bioprinting approach for vascularized heart tissue engineering based on HUVECs and iPSC-derived cardiomyocytes. Scientific Reports. 8 (1), 13532 (2018).
- Zhang, Y. S., et al. Bioprinting 3D microfibrous scaffolds for engineering endothelialized myocardium and heart-on-a-chip. Biomaterials. 110, 45-59 (2016).
- Chachques, J. C., et al. Myocardial assistance by grafting a new bioartificial upgraded myocardium (MAGNUM clinical trial): one year follow-up. Cell Transplant. 16 (9), 927-934 (2007).
- Chachques, J. C., et al. Elastomeric cardiopatch scaffold for myocardial repair and ventricular support. European Journal of Cardio-Thoracic Surgery. 57 (3), 545-555 (2020).
- Reichert, K., et al. Murine left anterior descending (LAD) coronary artery ligation: an improved and simplified model for myocardial infarction. Journal of Visualized Experiments. (122), e55353 (2017).
- van den Borne, S. W. M., et al. Mouse strain determines the outcome of wound healing after myocardial infarction. Cardiovascular Research. 84 (2), 273-282 (2009).
- Noguchi, R., et al. Development of a three-dimensional pre-vascularized scaffold-free contractile cardiac patch for treating heart disease. Journal of Heart and Lung Transplantation. 35 (1), 137-145 (2016).
- Walker, R. L., Eggel, M. From mice to monkeys? Beyond orthodox approaches to the ethics of animal model choice. Animals. 10 (1), 77 (2020).
- Vagnozzi, R. J., et al. An acute immune response underlies the benefit of cardiac stem-cell therapy. Nature. 577, 405-409 (2019).
- Waters, R., et al. Stem cell-inspired secretome-rich injectable hydrogel to repair injured cardiac tissue. Acta Biomaterialia. 69, 95-106 (2018).
- Cossu, G., et al. Lancet Commission: stem cells and regenerative medicine. Lancet. 391 (10123), 883-910 (2018).
- Kawamura, M., et al. Enhanced therapeutic effects of human iPS cell derived-cardiomyocyte by combined cell-sheets with omental flap technique in porcine ischemic cardiomyopathy model. Scientific Reports. 7 (1), 8824 (2017).
- Lee, K. Y., Mooney, D. J. Alginate: properties and biomedical applications. Progress in Polymer Science. 37 (1), 106-126 (2012).
- Kainuma, S., et al. Cell-sheet therapy with omentopexy promotes arteriogenesis and improves coronary circulation physiology in failing heart. Molecular Therapy. 23 (2), 374-386 (2015).
- Suzuki, R., et al. Omentopexy enhances graft function in myocardial cell sheet transplantation. Biochemical and Biophysical Research Communications. 387 (2), 353-359 (2009).
- Zhou, Q., Zhou, J. Y., Zheng, Z., Zhang, H., Hu, S. S. A novel vascularized patch enhances cell survival and modifies ventricular remodeling in a rat myocardial infarction model. Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 140 (6), 1388-1396 (2010).
- Lilyanna, S., et al. Cord lining-mesenchymal stem cells graft supplemented with an omental flap induces myocardial revascularization and ameliorates cardiac dysfunction in a rat model of chronic ischemic heart failure. Tissue Engineering (Part A). 19 (11-12), 1303-1315 (2013).
- Miller, J. S., et al. Rapid casting of patterned vascular networks for perfusable engineered three-dimensional tissues. Nature Materials. 11 (9), 768-774 (2012).
- Zhang, B., et al. Biodegradable scaffold with built-in vasculature for organ-on-a-chip engineering and direct surgical anastomosis. Nature Materials. 15 (6), 669-678 (2016).
