Summary
Этот протокол направлен на пересадку 3D биопечатного патча на эпикардий инфарктных мышей, моделющих сердечную недостаточность. Она включает в себя подробную информацию об анестезии, хирургическое открытие грудной клетки, постоянная перевязка левой передней нисходящей (LAD) коронарной артерии и применение биопечатного патча на инфарктной области сердца.
Abstract
Тестирование регенеративных свойств 3D биопечатных сердечных пластырей in vivo с использованием муриных моделей сердечной недостаточности с помощью постоянной передней передней перевязки (LAD) является сложной процедурой и имеет высокий уровень смертности из-за своей природы. Мы разработали метод последовательной трансплантации биопечатных участков клеток и гидрогелей на эпикардий инфаркта сердца мыши, чтобы проверить их регенеративные свойства надежным и осуществимым способом. Во-первых, глубоко анестезироваемая мышь тщательно интубирована и проветривается. После левой боковой торакотомии (хирургическое открытие грудной клетки), открытый LAD постоянно лигатирован и биопечатный патч пересажен на эпикардий. Мышь быстро восстанавливается после процедуры после закрытия грудной клетки. Преимущества этого надежного и быстрого подхода включают прогнозируемый 28-дневный уровень смертности до 30% (ниже, чем 44%, о чем сообщалось в других исследованиях с использованием аналогичной модели постоянной перевязки LAD у мышей). Кроме того, подход, описанный в этом протоколе, является универсальным и может быть адаптирован для тестирования биопечатных патчей с использованием различных типов клеток или гидрогелей, где большое количество животных необходимо для оптимального исследования мощности. В целом, мы представляем это как выгодный подход, который может изменить доклинкическое тестирование в будущих исследованиях в области регенерации сердца и тканевой инженерии.
Introduction
Пересадка сердца является золотым стандартом лечения для пациентов с конечной стадией сердечной недостаточности, но существует нехватка донорских органов. Это требует подавления иммунной системы, чтобы предотвратить отторжение трансплантата и один год смертности составляет 15% во всеммире 1. Таким образом, существует давний стимул для регенерации миокарда в доклинических животных моделях с целью перевода наиспытания на людях 2,,3,,4,,5,,6,,7,,8,,9. Последние достижения в 3D биопечати стволовых клеток или стволовых клеток, полученных сердечных клеток получили внимание в качестве перспективного подхода к регенерациимиокарда 2,3,9,10,11,12.
Первые испытания безопасности человека применения патчи для регенерации сердца были зарегистрированы, с аутологичным костного мозга моноядерных клеток приостановлено в коллагена или эмбриональных стволовых клеток полученных сердечных клеток-предшественников в фибрина, пересажены в эпикардий7,8,13. Однако для более точного, масштабируемого, автоматизируемого и воспроизводимого метода 3D-биопечать оптимизированных гидрогелевых патчей, которые будут применяться к эпикардиальной поверхности сердца, является перспективным подходом к регенерации миокарда для пациентов, которымв противном случае потребуется пересадка сердца 2,,10,,11,,12.
Прежде чем перевод на испытания на людях может произойти, доклинические исследования на животных необходимы. Доклинические модели in vivo, преследующие регенерацию миокарда, были зарегистрированы усвиней 5,овец 14,крыс 6 и мышей 4. Распространенная модель инфаркта миокарда (МИ) у мышей использует постоянную перевязку левой передней нисходящей (LAD) коронарнойартерии 15,,16. Среди различных штаммов мышей, используемых, постоянный LAD перевязки в C57BL6 мышей имеет приемлемую выживаемость и, как правило, представляет собой последовательное ремоделирование и сердечные изменения после MI16. В моделях грызунов, несколько подходов были описаны, где сердечная ткань была применена к сердцу в погоне за эффективной регенерации поврежденногомиокарда 4,,6,17. В то время как крупные животные по-прежнему представляют собой более клиническирелевантную модель для проверки сердечныхрегенеративных свойств 5,14 , универсальность и осуществимость мыши модель поддается этой быстро развивающейся области исследования. Это может избежать некоторых ловушек, типичных для крупных исследований на животных, в том числе (но не ограничиваясь): 1) высокой смертности животных (если диагональных коронарных артерий перевязаны приводит к непредсказуемымсегментальных инфарктов 14, или дистальный конец LAD является occluded следуют reperfusion вместо постояннойперевязки 5); 2) этические вопросы с относительно увеличенный вред причиненный большими протоколами животного сравненного кмышам 18; 3) увеличение стоимости и/или технико-экономического обоснования, например, относительная недоступность оборудования для крупных животных, такого как МРТ-сканеры14. Важно также учитывать, что, учитывая обширную продолжительность и приверженность, характерные для крупных исследований на животных, они могут устаревать до того, как они будут закончены, особенно с быстрыми разработками, типичными для этой области. Например, только недавно критическая роль воспалительных клеток и посредников в регулировании сердечной регенерациивозникла 19,20. Кроме того, важнейшая роль доклинических исследований, таких как модели мелких животных, была подчеркнута Комиссией Lancet как важный шаг для получения надежных знаний перед переходом киспытаниям на людях 21.
Чтобы облегчить прогресс в понимании механизмов и оптимизации условий для патч основе сердечной регенерации подходов in vivo, мы представляем новый подход, описывающий "совок и драпировка" метод применения 3D биопечатной альгинат / желатин гидрогель патч на поверхность инфаркта сердца в C57BL6 мышей. Цель этого подхода заключается в предоставлении универсальной модели in vivo для тестирования 3D биопечатных патчей, которые, вероятно, будут осуществимы в широком контексте исследований для быстро развивающейся области сердечной регенерации2. Этот метод может быть адаптирован для тестирования патчей, генерируемых методами не биопечати, различными гидрогелями и аутологичными или аллогенными стволовыми клетками, полученными клетками в патчах in vivo. Тем не менее, детальное рассмотрение биопечати, гидрогели или типов клеток выходит за рамки данного исследования, которое фокусируется на хирургическом методе трансплантации.
Преимущества протокола включают в себя, что инфаркт миокарда и применение биопечатного патча выполняются в одной хирургической процедуре, которая может быть выполнена быстро, с легкодоступными, экономически эффективными лабораторными инструментами и с относительно низким уровнем смертности. Он также обычно позволяет большее количество животных, чем крупные модели животных в меньшем пространстве, что позволяет надежное сравнение нескольких экспериментальных групп, особенно полезно для нескольких групповых сравнений in vivo. С другой стороны, этот протокол имеет недостатки, что: 1) модель мыши является более далеким от человеческого размера сердца, анатомии и физиологии, чем в крупных моделях животных, и это непосредственно не перевести на людей; 2) murine LAD ветви проксимально, со значительной изменчивостью между отдельными мышами, что приводит к вариативности размера инфаркта (проблема, общая с крупными моделями животных); 3) патч должен быть применен по всей передней поверхности сердца, что является менее точным, чем применение в отношении конкретной области инфаркта; и 4) патч применяется непосредственно во время MI (для использования человеком, вероятно, будет более клинически полезно разработать патч для применения к хронически infarcted отсутствии сердца месяцев после первоначального MI14).
Тем не менее, если выбрать надлежащим образом в соответствии с гипотезой испытания, этот протокол может обеспечить критические данные in vivo быстро, с высокими n номера, таким образом, что в соответствии с материалами, бюджетом и опытом, доступными в большинстве лабораторий. По сравнению с крупными моделями животных, это модель in vivo, которая достаточно универсальна, чтобы адаптироваться к новым технологиям биопечати 3D (например, относительная легкость проведения экспериментальных исследований для проверки осуществимости и безопасности перед переходом к более крупным моделям животных). Это было бы хорошо подходит для исследователей, которые хотят генерировать данные in vivo эффективно и недорого, возможно, работает несколько сравнений 3D биопечатных патчей с различными параметрами биопечати, клетки или гидрогели в патчи. Это было бы особенно полезно для тестирования взаимодействия различных смесей стволовых клеток и стволовых клеток, полученных клеток с гидрогелями in vivo без избыточных потерь дорогих клеточных линий или других материалов, которые могут возникнуть при использовании крупномасштабных патчей. Использование мышиной модели также облегчило бы тестирование патчей, содержащих совместимую с видами клетку мыши и линии стволовых клеток или клетки, полученные человеком, где желательны однородные мыши с специфическим иммунодефицитом. Кроме того, тестирование в генетически модифицированных штаммов мыши может позволить исследователям изолировать влияние конкретных генов на сигнальные пути и в конкретных типах клеток, имеющих отношение к сердечно-сосудистым заболеваниям, которые в настоящее время не будет возможно в большой модели животных.
Protocol
Все процедуры, описанные в этом эксперименте, были одобрены Комитетом по этике животных в местном округе Северного Сиднея, штат Новый Джерси, Австралия (номер проекта RESP17/55).
1. Анестезия и итубация
ПРИМЕЧАНИЕ: Включите и настроьте стереомикроскоп, тепловую панель (покрытую абсорбаторным листом) и систему вентиляции.
- Чистые перчатки, хирургическая зона и инструменты с 70% этанолом.
- Взвесить мышь, чтобы рассчитать дозировку анестезии, введенной внутриперитонеальный маршрут (кетамин 40 мг/кг, ксилазин 5 мг/кг, атропин 0,15 мг/кг) и дать инъекцию.
- Как только мышь достигает глубокой плоскости анестезии, побрить брюшной левой стороне грудной клетки с триммером.
- Поместите мышь в камеру, содержащую 2% изофлюран (обеспечение адекватной вентиляции извлечения в помещении).
ПРИМЕЧАНИЕ: Относительно низкая доза инъекции кетамина/ксилазина вместе с 2% ингаляцией изофлюрана снижает риск смерти мыши, позволяя при этом оптимальной инубации, не разбудив мышь. - Поместите мышь на спине и удерживайте его от верхних резных зубов с 3,0 шва приклеены к скамейке, как показано на видео. Подтвердите sedation путем выполнять щепотку ноча. Распоистите высокоинтенсивный иллюминатор над шеей мыши так, чтобы можно было визуализировать орофаник.
ПРИМЕЧАНИЕ: В качестве альтернативы мышь может быть помещена на подпорку из комплекта интубации (например, комплект интубации Kent Mouse) с резинкой, закрепленной под верхними резцами, чтобы держать рот открытым для идентификации трахеи. - Используйте изогнутый шпатель, чтобы открыть челюсть и еще пару шпателем / тупые типсы, чтобы поднять язык мягко в сторону. Будьте уверены, чтобы intubate в то время как расположены на уровне или чуть ниже глаз с телом мыши.
- Визуализуу и закрывая голосовые связки. При открытии вставьте пластиковый катетер 20 G, поставляемый с комплектом инуляции.
- Тщательно перенесите интубированную мышь на операционную поверхность, оборудованную грелкой. Подключите мышь к аппарату искусственной вентиляции легких (например, MouseVent), который автоматически устанавливает целевой объем на основе веса мыши.
- Доставка 1,5-2% изофлюрана с кислородом (который автоматически регулируется вентилятором: обеспечить подключение от кислородного баллона к автоматическому вентилятору при скорости потока 1-2 л/мин к аппарату искусственной вентиляции легких). Проверить intubation путем проверки для двустороннего роста груди. Проверить анестезию, выполняя щипать ногой.
- Нанесите оптальмическую мазь (например, Puralube Vet Opthalmic Ointment) на оба глаза, чтобы предотвратить их высыхание.
2. Подготовка хирургического поля
- Закрепт инозубную трубку лентой на стыковочных площадках между аппаратом искусственной вентиляции легких и дыхательной трубкой/катетером.
- Вырежьте более длинный кусок ленты и закретьте левую переднюю ногу на операционную поверхность в слегка приподнятом положении. Кроме того, лента вниз других конечностей.
- Очистите грудную клетку стерильным 70% изопропанолом и раствором йода повидоне, очищая круговыми движениями, перемещаясь от центра к периферии.
- Проверить анестезию еще раз с ногой щепотку.
- Администрирование 0,08 мг/кг Темвета (бупренорфина) в 0,1 мл 0,9% солевого раствора с помощью подкожной инъекции.
3. Левая боковой торакотомия
- Используйте миппы тонкого наконечника, чтобы аккуратно поднять кожу в точке примерно 5 мм слева от выдающегося кифоидного хряща. Используйте хирургические ножницы, чтобы создать супермедиальный разрез в коже от этой точки вверх и к средней линии, до уровня манубриума.
- Используйте изогнутые типсы, чтобы мягко отделить кожу и мышечные слои. Откройте мышечный слой после разреза кожи.
- Определите и сделайте разрез в третьем межреберном пространстве, следуя естественному углу грудной клетки.
- Используйте ретрактор, чтобы аккуратно разложить 3-е и 4-е ребра.
- Аккуратно удалите тонкий перикард типсами.
- Если LAD не визуализированы, осторожно нажмите левую асикулу (см. Дополнительная цифра 1) вверх и найти коронарных артерий под ним.
4. Левосторонняя нисходящая (LAD) постоянная перевязка коронарной артерии
- Вырезать 3 мм длиной 3-0 шелковый шов и положить это укрепление 3-0 шелковый шов кусок на вершине LAD в том же направлении, как LAD (как показано на видео в точке времени 02:12 - 02:20).
- Определите LAD и пройти 7-0 шелковый шов под LAD. Если LAD не визуализирована четко, вставьте иглу на 1 мм ниже и медиальной к самой низкой точке, достигнутой кончиком левой асикулы во время динамического движения сердца.
ПРИМЕЧАНИЕ: Эта структура светлее красный цвет желудочковых камер сердца, но темнее, чем соседние легкие и лучше всего визуализировать в видео в точке времени 01:54 - 01:55, где он виден просто уступает верхней рукой втягивателя, превосходит левое легкое (см. Дополнительная цифра 1 для аннотированного видео еще изображение). - Завершите два броска с 7-0 шелковый шов и закрыть его плотно проходя на вершине благоприятной 3-0 шелковый шов для обеспечения LAD. Если перевязка будет успешной, передняя желудочковой области дистальной от лигатуры будет бланшировать.
- Завершите узел третьим броском в противоположном направлении, чтобы закрепить его, гарантируя, что сила восходящей тяги не передается на шов. Дополнительные броски не требуются, чтобы уменьшить риск повреждения миокарда или LAD путем разрезания шва.
5. Трансплантация биопечатного патча на эпикардий
- Тщательно переместите биопечатный патч из шести хорошо пластины в область инфаркта с помощью стерильной внутренней поверхности открытого хирургического скальпеля пакет.
- Тщательно располагайте биопечать патча на передней эпикардиальной поверхности, где она должна покрывать всю поверхность и драпировать нижние и боковой края, покрывая левый желудочек и зону инфаркта (бланшированная область).
- Аккуратно закройте и удалите ретрактор, не направляя острые края к сердцу.
- Используйте 6-0 пролен шов в простой прерванной картины, чтобы закрыть грудную клетку и мышечные слои.
- С функцией Дыхание вздоха при закрытии груди с 6-0 пролен швы, надуть легкие, чтобы удалить избыток воздуха в плевральной полости, которые в противном случае оказались бы в ловушке в грудной полости и привести к пневмоторакс.
- Убедитесь, что грудь плотно запечатана.
- Снижение изофлюрана до 1,0%. Закройте кожу 6-0 пролен шов в простой прерванной картины. Выключите испаритель изофлюрана.
6. Восстановление мыши
- Актуально нанесите 2 мг/мл бутивакаина в 0,9% солевого раствора на разрез. Администрирование также: i) Антизедан (атипамезол) 1 мг/кг; ii) Ласикс (фуросемид) 8 мг/кг; iii) 600 МЛ 0,9% солевого раствора с помощью подкожной инъекции.
ПРИМЕЧАНИЕ: Антиседан заключается в том, чтобы обратить вспять анестезию быстрее; фуросемид для разгрузки избыточной жидкости из-за сердечного компромисса выход и дополнительной жидкости вводят с инъекциями препарата. - Мониторинг мыши и ждать, пока независимое дыхание наблюдается, чтобы удалить мышь из трубки intubation.
- Когда мышь демонстрирует адекватную двустороннюю скорость дыхания и глубину и реагирует на щепотку ноша, поместите мышь в чистую клетку восстановления, помещенную на тепловую площадку.
- Обеспечьте мышь влажной пищей (увлажненной для жевания), бутылкой воды и питательным/увлажняющим гелем. Мониторинг для преувеличенных дыхательных усилий, чрезмерное кровотечение, или другие потенциально опасные для жизни осложнения.
- В течение следующих трех дней, ввигнать 0,08 мг/кг Temvet (бупренорфин) в 0,1 мл 0,9% солевого раствора через подкожной или внутриперитонеальной инъекции, два раза в день, затем один раз в день до пятого дня после процедуры.
- Дом мышей в парах, разделенных клетки разделителей для предотвращения изоляции в то время как предотвращение боевого поведения. Мониторинг мышей по крайней мере ежедневно до конца экспериментов (28 дней) с пристальное внимание к их благополучию и увеличение частоты мониторинга, если Есть какие-либо проблемы.
Representative Results
При трансплантации вязкость пластыря при комнатной температуре (без применения дополнительного кросслинкера) позволяла ему «драпировать» контуры сердца(рисунок 1)и динамически двигаться с сердечным циклом. После операции, мы оставили патчи в течение 28 дней in vivo, как исследования показали, что это подходящий период времени, позволяющий патч эффекты на принимающейсердечной функции 3,4 (хотя было сообщено, что полный функциональный эффект не может рассматриваться до трех месяцев после трансплантации)22. Фотография патча, показанного на месте на сердце мыши на рисунке 1, была сделана сразу после нанесения, показывая способность патча драпировать сердце при трансплантации. Этот репрезентативный результат показывает, что гидрогель позволяет патч формировать контуры сердца и где чрезмерное напряжение произошло гидрогель был в состоянии разделить, как показано на голой (гидрогель-свободной) треугольной области на рисунке 1 (указывается черной звездой на изображении). Данные о выживаемости (кривые выживания Каплан-Мейера) показаны на рисунке 2 по сравнению с мышами, проходящими фиктивную процедуру (прохождение иглы и шва под LAD без перевязки с последующим закрытием грудной клетки мыши).
Рисунок 1: Биопечатный сердечный пластырь, надаваемый на эпикардий мышиного сердца C57BL6. 10 мм х 10 мм х 0,4 мм биопечатный патч (сразу после трансплантации), содержащий гидрогель (альгинат 4% (w/v)/gelatine 8% (w/v) в средствах массовой информации) показан драпированные над infarcted области и придерживаясь эпикардиальной поверхности (белые наконечники стрел и пунктирные линии - граница патча). Вязкость патча позволяет ему формировать контуры сердца и где чрезмерное напряжение произошло в превосходном аспекте патч раскололся, чтобы сделать треугольную голую область, не покрытую гидрогелем (черная звезда). Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть большую версию этой цифры.
Рисунок 2: Каплан-Мейер анализа выживания через 28 дней после МИ. Девять мышей в процедурной группе умерли (n'38), чтобы дать общий уровень смертности 24%. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть большую версию этой цифры.
Дополнительная цифра 1: Видео еще изображение (видео времени точки 01:54 - 01:55), показывающие левую иллюкулу (левый придаток предсердий). Стрелка указывает на адский кончик левой овеки, который виден как треугольная структура на верхний левый край сердца. В случае, если LAD четко не визуализированы, кончик левой асикулы может быть использован в качестве ориентира для вступления иглы пройти шв под LAD. Точка входа на 1 мм уступает и медиальная до самой низкой точки кончик левой асикулы достигает во время динамических движений сердца (черная стрелка показывает адский кончик левой асикулы). Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы загрузить эту цифру.
Discussion
Метод облегчает оператору эффективную пересадку биопечатного патча, применяя его к эпикардиальной поверхности инфарктного сердца мыши после постоянной перевязки LAD. В этом технико-экономическом методе, мы можем выполнить эту процедуру на восьми мышах в рабочий день (включая подготовку комнаты до и после). Биопечать запуска производства восьми 1 см2 патчи в колодцах из шести скважин пластин занимает 2-3 часа (в том числе время подготовки до и после). Мы использовали стерильные внутри хирургического скальпеля пакет в качестве совок для нашего патча, который легко доступны и в целом добавляет минимальную стоимость, используя природные клеевые свойства альгината / желатина гидрогель патч драпировки патч через переднюю infarcted поверхности сердца. По нашему опыту, протокол перевязки LAD у мышей зависит от оператора, и более низкий уровень смертности в 28 дней может быть достигнут с опытными операторами, специализирующимися на одной модели. Ван ден Борне идр. 16 сообщили, что C57BL6 мышей представляют 44% смертности после постоянной перевязки LAD на 28 дней без применения патча, который выше, чем верхний предел 30%, что мы наблюдали с методом.
Шаг илюбления имеет решающее значение, и сам по себе может быть источником смертности для мышей, если не выполняется квалифицированным оператором. Это затрудняется из-за крошечных размеров трахеи, поэтому увеличительные очки носят оператор для этого шага. Мы используем инъекционные кетамин / ксилазин, а также вдыхаемый изофторан для индукции анестезии, так что мышь глубоко анестезируется при относительно низких дозах каждого препарата. Таким образом, нет никакого риска для мыши, чтобы проснуться во время этого шага инкубации, но высокая смертность, связанная с высокими дозами одного лекарства избежать. Атропин был также дан для противодействия побочным эффектам, таким как брадикардия и гиперсжилия. Использование прожектора применяется к горлу внешне загорается трахеи внутренне, так что это более заметным и голосовые связки должны быть визуализированы открытия и закрытия с дыхательной скоростью мыши (как правило, 120 вдохов в минуту). Очень важно, чтобы распоставить мышь идеально (именно поэтому твердой поверхности является предпочтительным, а не потепление коврик под мышью для этого шага) с двумя зубами резец провел зациклено нить и язык втягивается очень мягко с тупыми типсами / пара шпателем, чтобы открыть рот и визуализировать трахею. Как только инубация завершена, оператор должен быть осторожным, чтобы не выбить трубку в передаче из зоны инубации на операционную кровать (которая имеет тепловой коврик под ним, чтобы предотвратить переохлаждение). При подключении дыхательной трубки к аппарату искусственной вентиляции легких крайне важно стабилизировать трубку одной рукой и соединить вентиляционную цепь с другой, чтобы было минимальное движение дыхательной трубки, например, более глубокое нажатие на трахею при подключении к сегменту вентиляции труб.
В этом исследовании мы использовали альгинат 4% (w/v)/gelatine 8% (w/v) в модифицированной игле Dulbecco Medium (DMEM). Альгинат / желатин гидрогели известны своей биосовместимости, низкой стоимости и биомеханических свойств, что делает их полезными для 3D стратегии инженериитканей 23. Эти гидрогели могут быть скрещены мягкой геляцией, добавляя ионы кальция, что позволяет изменять вязкость. После биопечати, мы применили хлорид кальция (CaCl2) 2% (w/v) в фосфатно-буферный солевой раствор (PBS) на патчи, а затем культурные их в DMEM в шести пластин хорошо в течение 7-14 дней до пересадки их. Это было оптимальное окно после патчи, содержащие сердечные клетки начали бить в культуре, но до патчи начали распадаться. Хотя CaCl2 могут быть добавлены регулярно на протяжении всей фазы пост-биопечати, чтобы уменьшить распад патча, мы обнаружили, что внутренняя вязкость гидрогеля было достаточно для патчей для поддержания их структуры до трансплантации только с одной первоначальной дозы CaCl2.
Метод позволил успешно провехать без швов (которые могут повредить сердце) или клея (что может заблокировать интерфейс между патчем и сердцем). Будущие исследования могут подтвердить гипотезу о том, что бездушная и безклея трансплантация не оказывает негативного влияния на притяжение у мышей, так как крайне важно, чтобы патч не соскальзывал с сердца и не мешал легким. Другие исследования оценки engraftment патчей в постоянных моделях перевязки LAD спатч-ремонт 3 измерили engrafted области(мм 2) оставшиесясо временем 24, привитый патч толщиной (мкм) remining современем 25, количественная оценка пересаженных клеток полимеразной цепной реакцией (ПЦР)26 или биолюминесценции фотон-излучения потока помеченных живых донорских клеток (мера фотонов, испускаемых в секунду, которые могут количественно маркировать привитые клетки, выжившие у живых животных стечением времени) 27. Будущие исследования могут использовать эти методы для дальнейшей оценки того, без швов и без клея трансплантации влияет патч engraftment (а также структурные и функциональные последствия для хозяина миокарда). Тем не менее, макроскопически после 28 дней in vivo в наших иммунокомпетентных мышей, передний mediastinum представил переменный материал fibrinous и спайки. Механизм регенерации сердца на основе патча может быть от стимуляции воспалительнойреакции хозяина макрофага 19 или секретных иммунологическихфакторов 20, а не численного пополнения клеток. Если воспаление играет положительную роль, наличие иностранного гидрогеля материал может быть полезным. Кроме того, для уменьшения присутствия иностранного материала может быть полезно, если гидрогель компонент распадается с течением времени. В самом деле, некоторые подходы используют биоматериалы, которые поддерживают клетки сначала, а затем распадаются,оставляя только ткани 28,29. Будущие исследования, чтобы полностью проанализировать патч engraftment и лучше понять механизмы за патч основе сердечной регенерации может привести к оптимизированной экспериментальной конструкции до перевода на испытанияна людях 2.
В целом, этот протокол, вероятно, будет широко осуществим, а также подходит для тестирования нескольких групп 3D биопечатных патчей, например, с различным клеточным содержанием. Будущие направления для этого метода включают биопечать патчей, содержащих передовые гидрогели, ранее не протестированные in vivo, или тестирование эффектов различных аутологичных или аллогенных клеток стволовых клеток, для оптимизации, прежде чем переступить к крупным моделям животных.
Disclosures
Ни один.
ЗАЯВЛЕНИЕ О ФИНАНСИРОВАНИИ:
Кристофер Д. Рош был поддержан стипендией сэра Джона Левенталя 2019 (Университет Сиднея), Фондом Le Gros Legacy Fund New Зеландии (PhD012019) и стипендией PhD PhD в области исследований сердца Австралии (2019-02). Кармин Джентиле была поддержана Университетом Сиднея Kick-Start Грант, Университет Сиднея канцлера докторской программы стимулирования Грант, UTS Семенное финансирование, католическая митрополия Сиднея Грант для взрослых исследований стволовых клеток и Сиднейской медицинской школы Foudation кардиоторакальной хирургии исследований Грант.
Acknowledgments
С благодарностью Натали Джонстон для записи нехирургических кадры и все видео редактирования.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 3-0 non-absorbable black braided treated silk | Ethicon | 232G | |
| 6-0, 24” (60 cm) Prolene (polypropylene) suture, blue monofilament | Ethicon | 8805H | |
| 7-0, 18” (45 cm) silk black braided | Ethicon | 768G | |
| Adjustable stereo microscope with 6.4x magnification | Olympus | SZ 3060 STU1 | |
| Anitisedan (atipamezole) | Zoetis | N/A | |
| Atropine sulphate 0.6 mg, 1 mL vials, 10 pack | Symbion Pharmacy Services | ATRO S I2 | |
| Bupivacaine, 20 mL, 5 vials | Baxter Heathcare | BUPI I C01 | |
| Temvet (buprenorphine), 300 µg/mL, 10 mL bottle | Troy Laboratories | TEMV I 10 | |
| Curved-tip forceps | Kent Scientific | INS650915-4 | Iris dressing forceps, 10 cm-long curved dressing forceps; 0.8 mm serrated tips; stainless steel. |
| Dissecting scissors for cutting muscle/skin | Kent Scientific | INS600393-G | Dissecting scissors, straight, 10 cm long |
| Endotracheal intubation kit | Kent Scientific | ETI-MSE | Including intubation catheter/tube (20 G), fibre-optic light source and dental spatula |
| Fine scissors | Kent Scientific | INS600124 | McPherson-Vannas micro scissors, 8 cm long, straight, 0.1 mm tips, 5 mm blades; stainless steel. |
| Lasix (furosemide) 20 mg, 2 mL, 5 pack | Sigma Company | LASI A 1 | |
| Heat pad for animal recovery post-op | Passwell | PAD | Passwell Cosy Heat Pad for Animals - 26cm x 36cm; 10 Watts; Soft PVC Cover |
| Ketamine 100 mg, 50 mL | CEVA Animal Heath | KETA I 1 | |
| Needle holder | Kent Scientific | INS600137 | Castroviejo needle holder, serrated, 14 cm long, 1.2 mm jaws with lock |
| PhysioSuite with MouseVent G500 automatic ventilator | Kent Scientific | PS-MVG | |
| Puralube Vet Opthalmic Ointment (sterile occular lubricant) | Dechra | 17033-211-38 | |
| Self-retaining toothed mouse retractor | Kent Scientific | INS600240 | ALM serrated self-retaining retractor, 7 cm long |
| Straight forceps | Kent Scientific | INS650908-4 | Super fine dressing forceps, 12.5 cm Long, serrated tips, 0.35 x 0.10 mm; stainless steel. |
| Surgical magnifying glasses | Kent Scientific | SL-001 | |
| VetFlo vaporizer | Kent Scientific | VetFlo-1205S-M | |
| Xylazine 100 mg, 50 mL | Randlab | XYLA I R01 |
References
- Lund, L. H., et al. The registry of the International Society for Heart and Lung Transplantation: thirty-fourth adult heart transplantation report-2017; focus theme: allograft ischemic time. Journal of Heart and Lung Transplantation. 36 (10), 1037-1046 (2017).
- Roche, C. D., Brereton, R. J. L., Ashton, A. W., Jackson, C., Gentile, C. Current challenges in three-dimensional bioprinting heart tissues for cardiac surgery. European Journal of Cardio-Thoracic Surgery. 58 (3), 500-510 (2020).
- Wang, H., Roche, C. D., Gentile, C. Omentum support for cardiac regeneration in ischaemic cardiomyopathy models: a systematic scoping review. European Journal of Cardio-Thoracic Surgery. , Epub ahead of print. ezaa205 (2020).
- Mattapally, S., et al. Spheroids of cardiomyocytes derived from human-induced pluripotent stem cells improve recovery from myocardial injury in mice. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 315 (2), 327-339 (2018).
- Gao, L., et al. Large cardiac muscle patches engineered from human induced-pluripotent stem cell-derived cardiac cells improve recovery from myocardial infarction in swine. Circulation. 137 (16), 1712-1730 (2018).
- Yang, B., et al. A net mold-based method of biomaterial-free three-dimensional cardiac tissue creation. Tissue Engineering Methods (Part C). 25 (4), 243-252 (2019).
- Menasché, P., et al. Human embryonic stem cell-derived cardiac progenitors for severe heart failure treatment: first clinical case report. European Heart Journal. 36 (30), 2011-2017 (2015).
- Menasché, P., et al. Transplantation of human embryonic stem cell-derived cardiovascular progenitors for severe ischemic left ventricular dysfunction. Journal of the American College of Cardiology. 71 (4), 429-438 (2018).
- Beyersdorf, F. Three-dimensional bioprinting: new horizon for cardiac surgery. European Journal of Cardio-Thoracic Surgery. 46 (3), 339-341 (2014).
- Noor, N., et al. 3D printing of personalized thick and perfusable cardiac patches and hearts. Advanced Science. 6 (11), 1900344 (2019).
- Maiullari, F., et al. A multi-cellular 3D bioprinting approach for vascularized heart tissue engineering based on HUVECs and iPSC-derived cardiomyocytes. Scientific Reports. 8 (1), 13532 (2018).
- Zhang, Y. S., et al. Bioprinting 3D microfibrous scaffolds for engineering endothelialized myocardium and heart-on-a-chip. Biomaterials. 110, 45-59 (2016).
- Chachques, J. C., et al. Myocardial assistance by grafting a new bioartificial upgraded myocardium (MAGNUM clinical trial): one year follow-up. Cell Transplant. 16 (9), 927-934 (2007).
- Chachques, J. C., et al. Elastomeric cardiopatch scaffold for myocardial repair and ventricular support. European Journal of Cardio-Thoracic Surgery. 57 (3), 545-555 (2020).
- Reichert, K., et al. Murine left anterior descending (LAD) coronary artery ligation: an improved and simplified model for myocardial infarction. Journal of Visualized Experiments. (122), e55353 (2017).
- van den Borne, S. W. M., et al. Mouse strain determines the outcome of wound healing after myocardial infarction. Cardiovascular Research. 84 (2), 273-282 (2009).
- Noguchi, R., et al. Development of a three-dimensional pre-vascularized scaffold-free contractile cardiac patch for treating heart disease. Journal of Heart and Lung Transplantation. 35 (1), 137-145 (2016).
- Walker, R. L., Eggel, M. From mice to monkeys? Beyond orthodox approaches to the ethics of animal model choice. Animals. 10 (1), 77 (2020).
- Vagnozzi, R. J., et al. An acute immune response underlies the benefit of cardiac stem-cell therapy. Nature. 577, 405-409 (2019).
- Waters, R., et al. Stem cell-inspired secretome-rich injectable hydrogel to repair injured cardiac tissue. Acta Biomaterialia. 69, 95-106 (2018).
- Cossu, G., et al. Lancet Commission: stem cells and regenerative medicine. Lancet. 391 (10123), 883-910 (2018).
- Kawamura, M., et al. Enhanced therapeutic effects of human iPS cell derived-cardiomyocyte by combined cell-sheets with omental flap technique in porcine ischemic cardiomyopathy model. Scientific Reports. 7 (1), 8824 (2017).
- Lee, K. Y., Mooney, D. J. Alginate: properties and biomedical applications. Progress in Polymer Science. 37 (1), 106-126 (2012).
- Kainuma, S., et al. Cell-sheet therapy with omentopexy promotes arteriogenesis and improves coronary circulation physiology in failing heart. Molecular Therapy. 23 (2), 374-386 (2015).
- Suzuki, R., et al. Omentopexy enhances graft function in myocardial cell sheet transplantation. Biochemical and Biophysical Research Communications. 387 (2), 353-359 (2009).
- Zhou, Q., Zhou, J. Y., Zheng, Z., Zhang, H., Hu, S. S. A novel vascularized patch enhances cell survival and modifies ventricular remodeling in a rat myocardial infarction model. Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 140 (6), 1388-1396 (2010).
- Lilyanna, S., et al. Cord lining-mesenchymal stem cells graft supplemented with an omental flap induces myocardial revascularization and ameliorates cardiac dysfunction in a rat model of chronic ischemic heart failure. Tissue Engineering (Part A). 19 (11-12), 1303-1315 (2013).
- Miller, J. S., et al. Rapid casting of patterned vascular networks for perfusable engineered three-dimensional tissues. Nature Materials. 11 (9), 768-774 (2012).
- Zhang, B., et al. Biodegradable scaffold with built-in vasculature for organ-on-a-chip engineering and direct surgical anastomosis. Nature Materials. 15 (6), 669-678 (2016).
