Summary

تحضير اللقاح المخصب بالفيروسات للعدوى الفموية لنحل العسل (Apis mellifera)

Published: August 26, 2020
doi:

Summary

هنا نصف بروتوكولين: الأول لنشر واستخراج وتنقية وقياس كميات كبيرة من جزيئات فيروس نحل العسل غير المغلفة ، بما في ذلك طريقة لإزالة شرانق نحل العسل وثانيا لاختبار آثار العدوى الفيروسية باستخدام فحص حيوي قفص عالي التكرار وعالي الإنتاجية.

Abstract

يتمتع نحل العسل بأهمية بيئية وزراعية كبيرة في جميع أنحاء العالم ولكنه يخضع أيضا لمجموعة متنوعة من الضغوط التي تؤثر سلبا على صحة النحل ، بما في ذلك التعرض لمسببات الأمراض الفيروسية. يمكن أن تسبب هذه الفيروسات مجموعة واسعة من الآثار المدمرة ويمكن أن يكون من الصعب دراستها في كثير من الأحيان بسبب عوامل متعددة تجعل من الصعب فصل آثار العلاجات التجريبية عن عدوى الخلفية الموجودة مسبقا. نقدم هنا طريقة لإنتاج كميات كبيرة من جزيئات الفيروس إلى جانب فحص حيوي عالي الإنتاجية لاختبار العدوى الفيروسية وآثارها. وبسبب النقص الحالي في خط خلايا نحل العسل المستمر والخالي من الفيروسات، يتم تضخيم الجسيمات الفيروسية في الجسم الحي باستخدام شرانق نحل العسل، والتي يتم استخراجها من الخلية بكميات كبيرة باستخدام منهجية الحد الأدنى من الإجهاد. يمكن بعد ذلك استخدام جزيئات الفيروس هذه في المقايسات الحيوية لأقفاص نحل العسل لاختبار صلاحية التلقيح ، بالإضافة إلى العديد من ديناميكيات عدوى الفيروس الأخرى ، بما في ذلك التفاعلات مع التغذية والمبيدات الحشرية ومسببات الأمراض الأخرى. ومن المزايا الرئيسية لاستخدام هذه الجسيمات أنها تقلل إلى حد كبير من فرص إدخال متغيرات غير معروفة في التجارب اللاحقة عند مقارنتها بالبدائل الحالية، مثل العدوى عن طريق هيموليمفاوية النحل المصابة أو المتجانسة، على الرغم من أنه لا يزال ينبغي توخي الحذر عند الحصول على النحل، لتقليل تلوث الفيروسات في الخلفية. واختبارات الأقفاص ليست بديلا عن التجارب الميدانية الواقعية واسعة النطاق التي تختبر آثار عدوى الفيروس على مستوى المستعمرة، ولكنها تعمل بدلا من ذلك كطريقة لإنشاء استجابات فيروسية أساسية يمكن أن تكون بمثابة أدوات مهمة لدراسة الأبعاد المختلفة للتفاعلات الفسيولوجية بين نحل العسل وفيروس العسل.

Introduction

يلعب نحل العسل (Apis mellifera) دورا حاسما في المشهد الزراعي العالمي الحديث ولكنه يعاني حاليا من مزيج من الضغوطات الحيوية وغير الحيوية ، بما في ذلك التعرض لمبيدات الآفات والأعلاف الفقيرة والطفيليات ومسببات الأمراض 1,2. واحدة من أهم مسببات الأمراض المثيرة للقلق هي الفيروسات ، وكثير منها ينتقل بواسطة آخر من الضغوطات الرئيسية لنحل العسل ، سوس الفاروا الطفيلي (Varroa destructor). يمكن أن تسبب هذه الفيروسات مجموعة من الآثار السلبية في نحل العسل بما في ذلك انخفاض بقاء الحضنة ، وعيوب النمو ، والشلل الذي يمكن أن يؤدي إلى انهيار الخلية الكلي قبل وبعد فترات الشتاء3،4،5. على الرغم من وجود تقدم واعد في تطوير التقنيات المستخدمة لمكافحة عدوى الفيروس6،7،8،9 ، إلا أن الديناميكيات التي تنتشر بها العديد من الفيروسات وتنتشر وتتفاعل داخل نحلة العسل أو المستعمرة لا تزال غير مفهومة بشكل جيد 5,10 . إن فهم البيولوجيا الأساسية لنحل العسل وتفاعلات الفيروسات وعلاقاتها مع العوامل البيئية الأخرى أمر بالغ الأهمية لتطوير تقنيات فعالة لإدارة الفيروسات.

ومع ذلك ، فإن دراسة التفاعلات بين نحل العسل وفيروسه تشكل تحديات مع العديد من العوامل المعروفة وغير المعروفة التي تعقد العملية. وتشمل هذه التفاعلات مع النظام الغذائي11،12 ، والتعرض لمبيدات الآفات13 ، والخلفية الوراثية للنحل14،15. حتى عند التركيز على عدوى الفيروس وحدها ، فإن المضاعفات شائعة لأن مجموعات نحل العسل ، سواء المدارة أو البرية ، لديها دائما درجة معينة من عدوى الفيروس الخلفية ، على الرغم من أنها غالبا ما تكون دون إظهار أعراض حادة16,17 ، وآثار العدوى المشتركة للفيروس ليست مفهومة جيدا 18. وقد جعل هذا من الصعب فصل دراسة آثار فيروس نحل العسل.

استخدمت العديد من دراسات فيروس نحل العسل عدوى الفيروسات الظرفية للبحث عن التفاعلات مع الضغوطات الأخرى ، مع ملاحظة كيفية تغير العدوى الخلفية مع العلاجات الأخرى12،19،20،21. وفي حين أن هذا النهج كان ناجحا في تحديد الآثار الهامة، وخاصة اكتشاف كيفية تأثير مبيدات الآفات أو العلاجات الغذائية على مستويات الفيروس وتكراره، فإن التلقيح بعلاج الفيروس بمحتوى وتركيز معروفين أمر بالغ الأهمية للاختبار التجريبي لديناميات عدوى الفيروس. ومع ذلك ، فإن فصل العلاج التجريبي عن العدوى الخلفية يمكن أن يشكل أيضا تحديات. في الدراسات الميدانية ، قام الباحثون بالتمييز بين سلالات فيروس الجناح المشوه (DWV) لتقديم أدلة على انتقال الفيروس من نحل العسل إلى النحل الطنان22 ، ولكن استخدام هذا النهج سيكون صعبا داخل نحل العسل وحده. تعد الحيوانات المستنسخة المعدية للفيروسات أداة قوية ، ليس فقط لتتبع العدوى 23،24،25 ولكن لدراسات علم الوراثة العكسية لفيروسات نحل العسل ولأبحاث التفاعل بين الفيروس والمضيف 26،27،28. ومع ذلك ، في معظم الحالات ، لا تزال هناك حاجة إلى استنساخ المعدية لتحقيق دورة العدوى داخل الخلايا لإنتاج الجسيمات. ويفضل استخدام هذه الجسيمات كلقاح للعلاجات التجريبية لأن عدويتها أعلى من الحمض النووي الريبي الفيروسي العاري والتلقيح بالجينوم المغلف يحاكي العدوى الطبيعية.

كما أن إنتاج لقاح فيروس نحل العسل النقي غير الملوث (سلالات الفيروسات من النوع البري أو تلك المشتقة من الحيوانات المستنسخة المعدية) يشكل أيضا تحديات. ويرجع ذلك في المقام الأول إلى الصعوبات في الحصول على خط خلايا نحل عسل موثوق به ومتكرر باستمرار وخال من الفيروسات لإنتاج فيروسات سلالة نقية29,30. وفي حين تم إنتاج بعض خطوط الخلايا، لا تزال هذه النظم غير كاملة؛ ومع ذلك ، هناك أمل في إمكانية إنتاج خط خلوي قابل للحياة29 ، مما سيسمح بتحكم أدق في إنتاج الفيروس والتحقيق فيه. وإلى أن يصبح هذا الخط متاحا على نطاق واسع، ستستمر معظم بروتوكولات إنتاج الفيروسات في الاعتماد على استخدام 18،31،32،33،34 في إنتاج وتنقية الفيروسات في الجسم الحي. تتضمن هذه الأساليب تحديد وتنقية جزيئات الفيروس ذات الأهمية (أو إنتاج استنساخ معدي) واستخدامها لإصابة نحل العسل ، عادة ما تكون شرانق. يتم حقن الشرانق مع الفيروس المستهدف ثم التضحية بها ، ويتم استخراج المزيد من الجسيمات وتنقيتها. ومع ذلك ، نظرا لعدم خلو النحل من الفيروسات في البداية ، فهناك دائما درجة معينة من التلوث من آثار الفيروسات الأخرى في أي مركز من هذا القبيل ، وبالتالي ، يجب توخي الحذر الشديد في اختيار النحل مع احتمال منخفض للإصابة بالعدوى في الخلفية. علاوة على ذلك ، فإن طرق إزالة الشرانق من خلايا المشط لاستخدامها في هذه البروتوكولات33 كثيفة العمالة للغاية ويمكن أن تحفز الإجهاد في النحل ، مما يحد من الإنتاج بهذه الوسائل 18,32. هنا ، نبلغ عن طريقة بديلة تسمح بإزالة اليرقات على نطاق واسع مع القليل من العمالة والضغط الميكانيكي الأقل على النحل.

بمجرد الحصول على الشرانق وحقنها بلقاح الفيروس المبتدئ ، يجب تحضينها لتوفير وقت الفيروس للتكاثر. في وقت لاحق ، يمكن معالجة جزيئات الفيروس المنتجة في شكل قابل للاستخدام لإصابة النحل التجريبي. هناك العديد من الطرق البسيطة لتحقيق ذلك ، بما في ذلك استخدام متجانس خام 35,36 أو الهيموليمف الناتج عن النحل المصاب بالفيروسات كمصدر للعدوى37. هذه الطرق فعالة ولكنها تواجه فرصة أكبر لإدخال متغيرات غير معروفة من الركيزة الخلفية (على سبيل المثال ، عوامل أخرى في متجانسات النحل الميت). بالإضافة إلى ذلك ، من المستحسن تركيز الجسيمات إذا كانت التجربة تتطلب إعطاء جرعة كبيرة ومعروفة من الفيروس في فترة زمنية قصيرة. لذلك ، من أجل تحكم أفضل ، من الأفضل استخدام طرق تسمح بمستوى معين من تنقية وتركيز جزيئات الفيروس. وعموما، ستؤدي سلسلة من خطوات هطول الأمطار والطرد المركزي إلى إزالة جميع مواد الفيروس غير المستهدفة المحتملة تقريبا33.

بعد إنتاج هذا اللقاح المركز ، من المفيد تحديد كمية العيار الفيروسي (qPCR) وتوصيفه بالفحوصات الحيوية في الجسم الحي لاختبار قدرته على البقاء وقدرته على التسبب في الوفيات ، وكذلك للتأكد من أنه يتم الحصول على عيار الفيروس المتزايد بعد الإصابة. يمكن تحقيق ذلك من خلال تجارب الحقن (إما في الشرانق أو البالغين) أو تجارب التغذية (في اليرقات أو البالغين). في حين أن كل هذه الأساليب ممكنة ، فإن التغذية لمجموعات من النحل البالغ في قفص غالبا ما تكون الأسرع والأبسط. تستخدم طريقة فحص القفص أيضا على نطاق واسع لاختبار مختلف العلاجات الأخرى على النحل بما في ذلك سمية المبيداتالحشرية 38 ، وتطور المبيض39 ، والتأثير الغذائي على السلوك40,41 ، وبالتالي ، يمكن أن تشكل أساسا جيدا للتجارب التي تربط عدوى الفيروس بعوامل أخرى 42.

هنا نصف طريقة موثوقة لإنتاج كميات كبيرة من جزيئات الفيروس شبه النقية وعالية التخصيب دون استخدام جهاز طرد مركزي فائق التكلفة ، بما في ذلك طريقة لإزالة الشرانق التي تقلل من العمالة والضغط الميكانيكي على النحل واختبار حيوي عالي الإنتاجية قابل للتكرار للغاية لاختبار العدوى الفيروسية وآثارها. من خلال التحكم بإحكام في نقاء اللقاح الفيروسي ، يستطيع الباحثون تقليل التباين في الاستجابة الفيروسية لنحل العسل مقارنة بطرق التلقيح الفيروسي الأخرى. علاوة على ذلك ، يمكن للفحص البيولوجي فحص التأثيرات الفيروسية على مستوى مجموعات صغيرة باستخدام وحدات تجريبية قابلة للتكرار للغاية قبل التوسع إلى إعدادات واقعية ميدانية ، والتي هي أكثر كثافة في العمالة لإدارتها. في تركيبة ، توفر هاتان الطريقتان الأدوات اللازمة للدراسات التي يمكن أن تساعد في تحسين فهمنا العام للتفاعلات الفسيولوجية بين نحل العسل وفيروس.

Protocol

1. خيار استخراج النحل الجماعي 1: الإزالة الذاتية لليرقات قفص ملكة نحل العسل على إطار لانغستروث فارغ وممتد وأعادها إلى مستعمرتها. اسمح للملكة بوضع البيض على هذا الإطار لمدة 24 ساعة. تحقق من الإطار بعد 24 ساعة للتأكد من أن معظم خلايا المشط تحتوي على بيض تم وضعه حديثا. اعتمادا على الملكة…

Representative Results

إن اتباع البروتوكولات بنجاح (الشكل 1) لحقن العذراء والاستخراج الفيروسي يجب أن ينتج كميات كبيرة من جزيئات الفيروس. ومع ذلك ، فإن أخذ العينات وحقن الشرانق التي يتم الحصول عليها من مجموعة متنوعة من المستعمرات في نقاط زمنية متعددة يزيد من فرص الحصول على الفيروس المستهدف بتلوث منخفض. إ…

Discussion

لقد أوجزنا هنا طرقا تفصل كل خطوة من خطوات تضخيم الفيروس وعملية تحضير مخزون التلقيح ، بما في ذلك جمع اليرقات وانتشار الفيروس واستخراجه وتركيزه ، بالإضافة إلى العلاج الفيروسي في شكل تجارب تغذية الأقفاص. وتسمح هذه الطرق بإنتاج جزيئات فيروسية شبه نقية (الشكل 4)، يمكن قياس فعال?…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

نود أن نشكر الدكتورة جوليا فاين على أفكارها ومناقشتها أثناء عملية إنشاء البروتوكول ، وكذلك الدكتورة كاسوندرا فيرنييه على تعليقاتها المفيدة طوال التحرير. ساهمت هذه المواد في مشاريع دعمتها جزئيا مؤسسة أبحاث الأغذية والزراعة ، بموجب 549025 معرف المنحة.

Materials

10% bleach solution
24:1 chloroform:isoamyl alcohol SigmaAldrich C0549
70% ethanol solution
Cages for bioassay Dependent on experimental setup
Combitips Advanced 0.1 mL Eppendorf 30089405 Optional (if no injector appartus is available)
Containers for larval self-removal Should measure roughly 19" x 9-1/8" (Langstroth deep frame dimensions)
Forceps Blunt, soft forceps for larval separationl; blunt, hard forceps for pupal excision
Fume hood
Incubator Capable of maintaining 34 ºC and 50% relative humidity
Kimwipes Fisher Scientific 06-666 Any absorbent wipe will work
Medium-sized weight boats Serve as inoculum trays
Microcon-100kDa with Biomax membrane MilliporeSigma MPE100025
NaCl
Nitrile gloves
Phosphate buffered saline (PBS) SigmaAldrich P5119
Polyethylene glycol 8000 (PEG) SigmaAldrich 1546605
Refrigerated benchtop centrifuge Capable of 15,000 x g
Refrigerated centrifuge Capable of 21,000 x g
Repeater M4 Multipipette Eppendorf 4982000322 Optional (if no injector appartus is available)
RNAse Away ThermoFisher 7000TS1
RNAse-free water SigmaAldrich W4502
Sucrose
TES SigmaAldrich T1375

References

  1. vanEngelsdorp, D., Meixner, M. D. A historical review of managed honey bee populations in Europe and the United States and the factors that may affect them. Journal of Invertebrate Pathology. 103, 80-95 (2010).
  2. Goulson, D., Nicholls, E., Botías, C., Rotheray, E. L. Bee declines driven by combined stress from parasites, pesticides, and lack of flowers. Science. 347 (6229), 1255957 (2015).
  3. Chen, Y. P., et al. Israeli acute paralysis virus: Epidemiology, pathogenesis and implications for honey bee health. PLoS Pathogens. 10 (7), 1004261 (2014).
  4. Natsopoulou, M. E., et al. The virulent, emerging genotype B of Deformed wing virus is closely linked to overwinter honey bee worker loss. Scientific Reports. 7 (1), 5242 (2017).
  5. Grozinger, C. M., Flenniken, M. L. Bee viruses: Ecology, pathogenicity, and impacts. Annual Review of Entomology. 64, 205-226 (2019).
  6. Maori, E., et al. IAPV, a bee-affecting virus associated with colony collapse disorder can be silenced by dsRNA ingestion. Insect Molecular Biology. 18 (1), 55-60 (2009).
  7. Hunter, W., et al. Large-scale field application of RNAi technology reducing Israeli acute paralysis virus disease in honey bees (Apis mellifera, Hymenoptera: Apidae). PLoS Pathogens. 6 (12), 1001160 (2010).
  8. Leonard, S. P., et al. Engineered symbionts activate honey bee immunity and limit pathogens. Science. 367 (6477), 573-576 (2020).
  9. Park, M. G., et al. Development of a Bacillus thuringiensis based dsRNA production platform to control sacbrood virus in Apis cerana. Pest Management Science. 76 (5), 1699-1704 (2020).
  10. Brutscher, L. M., Daughenbaugh, K. F., Flenniken, M. L. Antiviral defense mechanisms in honey bees. Current Opinion in Insect Science. 10, 71-82 (2015).
  11. Dolezal, A. G., et al. Interacting stressors matter: Diet quality and virus infection in honey bee health. Royal Society Open Science. 6 (2), 181803 (2019).
  12. Li, J., et al. Pollen reverses decreased lifespan, altered nutritional metabolism and suppressed immunity in honey bees (Apis mellifera) treated with antibiotics. Journal of Experimental Biology. 222 (7), 202077 (2019).
  13. Harwood, G. P., Dolezal, A. G. Pesticide – interactions in honey bees: Challenges and opportunities for understanding drivers of bee declines. Viruses. 12 (5), 566 (2020).
  14. Locke, B., Forsgren, E., De Miranda, J. R. Increased tolerance and resistance to virus infections: A possible factor in the survival of Varroa destructor-resistant honey bees (Apis mellifera). PLoS ONE. 9 (6), 99998 (2014).
  15. Thaduri, S., Stephan, J. G., de Miranda, J. R., Locke, B. Disentangling host-parasite-pathogen interactions in a varroa-resistant honey bee population reveals virus tolerance as an independent, naturally adapted survival mechanism. Scientific Reports. 9 (1), 6221 (2019).
  16. Chen, Y., Zhao, Y., Hammond, J., Hsu, H. T., Evans, J., Feldlaufer, M. Multiple virus infections in the honey bee and genome divergence of honey bee viruses. Journal of Invertebrate Pathology. 87 (2-3), 84-93 (2004).
  17. Runckel, C., et al. Temporal analysis of the honey bee microbiome reveals four novel viruses and seasonal prevalence of known viruses, Nosema, and Crithidia. PLoS One. 6 (6), 20656 (2011).
  18. Carrillo-Tripp, J., et al. In vivo and in vitro infection dynamics of honey bee viruses. Scientific Reports. 6, 22265 (2016).
  19. Di Prisco, G., et al. Neonicotinoid clothianidin adversely affects insect immunity and promotes replication of a viral pathogen in honey bees. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 110 (46), 18466-18471 (2013).
  20. Degrandi-Hoffman, G., Chen, Y., Dejong, E. W., Chambers, M. L., Hidalgo, G. Effects of oral exposure to fungicides on honey bee nutrition and virus levels. Journal of Economic Entomology. 108 (6), 2518-2528 (2015).
  21. Negri, P., et al. Towards precision nutrition: A novel concept linking phytochemicals, immune response and honey bee health. Insects. 10 (11), 10110401 (2019).
  22. Fürst, M. A., McMahon, D. P., Osborne, J. L., Paxton, R. J., Brown, M. J. F. Disease associations between honey bees and bumblebees as a threat to wild pollinators. Nature. 506 (7488), 364-366 (2014).
  23. Lamp, B., et al. Construction and rescue of a molecular clone of Deformed wing virus (DWV). PLoS One. 11 (11), 0164639 (2016).
  24. Gusachenko, O. N., Woodford, L., Balbirnie-Cumming, K., Ryabov, E. V., Evans, D. J. Deformed wing virus spillover from honey bees to bumble bees: A reverse genetic study. bioRxiv. , (2019).
  25. Ryabov, E. V., et al. Dynamic evolution in the key honey bee pathogen deformed wing virus: Novel insights into virulence and competition using reverse genetics. PLoS Biology. 17 (10), 3000502 (2019).
  26. Benjeddou, M., Leat, N., Allsopp, M., Davison, S. Development of infectious transcripts and genome manipulation of Black queen-cell virus of honey bees. Journal of General Virology. 83 (12), 3139-3146 (2002).
  27. Seitz, K., et al. A molecular clone of Chronic Bee Paralysis Virus (CBPV) causes mortality in honey bee pupae (Apis mellifera). Scientific Reports. 9 (1), 16274 (2019).
  28. Yang, S., et al. A reverse genetics system for the israeli acute paralysis virus and chronic bee paralysis virus. International Journal of Molecular Sciences. 21 (5), 1742 (2020).
  29. Guo, Y., Goodman, C. L., Stanley, D. W., Bonning, B. C. Cell lines for honey bee virus research. Viruses. 12 (2), 1-17 (2020).
  30. Goblirsch, M. J., Spivak, M. S., Kurtti, T. J. A cell line resource derived from honey bee (Apis mellifera) embryonic tissues. PLoS One. 8 (7), 69831 (2013).
  31. Azzami, K., Ritter, W., Tautz, J., Beier, H. Infection of honey bees with acute bee paralysis virus does not trigger humoral or cellular immune responses. Archives of Virology. 157 (4), 689-702 (2012).
  32. Boncristiani, H. F., et al. In vitro infection of pupae with Israeli acute paralysis virus suggests disturbance of transcriptional homeostasis in honey bees (Apis mellifera). PLoS One. 8 (9), 73429 (2013).
  33. De Miranda, J. R., et al. Standard methods for virus research in Apis mellifera. Journal of Apicultural Research. 52 (4), 1-56 (2013).
  34. Posada-Florez, F., et al. Deformed wing virus type A, a major honey bee pathogen, is vectored by the mite Varroa destructor in a non-propagative manner. Scientific Reports. 9 (1), 12445 (2019).
  35. Singh, R., et al. RNA viruses in hymenopteran pollinators: Evidence of inter-taxa virus transmission via pollen and potential impact on non-Apis hymenopteran species. PLoS One. 5 (12), 14357 (2010).
  36. Fine, J. D., Cox-Foster, D. L., Mullin, C. A. An inert pesticide adjuvant synergizes viral pathogenicity and mortality in honey bee larvae. Scientific Reports. 7, 40499 (2017).
  37. Palmer-Young, E. C., et al. Nectar and pollen phytochemicals stimulate honey bee (Hymenoptera: Apidae) immunity to viral infection. Journal of Economic Entomology. 110 (5), 1959-1972 (2017).
  38. Iwasa, T., Motoyama, N., Ambrose, J. T., Roe, R. M. Mechanism for the differential toxicity of neonicotinoid insecticides in the honey bee, Apis mellifera. Crop Protection. 23 (5), 371-378 (2004).
  39. Hoover, S. E. R., Keeling, C. I., Winston, M. L., Slessor, K. N. The effect of queen pheromones on worker honey bee ovary development. Naturwissenschaften. 90 (10), 477-480 (2003).
  40. Toth, A. L., Kantarovich, S., Meisel, A. F., Robinson, G. E. Nutritional status influences socially regulated foraging ontogeny in honey bees. Journal of Experimental Biology. 208 (24), 4641-4649 (2005).
  41. Walton, A., Dolezal, A. G., Bakken, M. A., Toth, A. L. Hungry for the queen: Honey bee nutritional environment affects worker pheromone response in a life stage-dependent manner. Functional Ecology. 32 (12), 2699-2706 (2018).
  42. Williams, G. R., et al. Standard methods for maintaining adult Apis mellifera in cages under in vitro laboratory conditions. Journal of Apicultural Research. 52 (1), 1-36 (2013).
  43. Robertson, J. L., Olguin, E., Alberts, B., Jones, M. M. . Bioassays with arthropods. , (2007).
  44. Gauthier, L., et al. The Apis mellifera filamentous virus genome. Viruses. 7 (7), 3798-3815 (2015).
  45. Hsieh, E. M. Ameliorative effects of phytochemical ingestion on viral infection in honey bees. University of Illinois at Urbana-Champaign. , (2020).
  46. Zhang, G., St. Clair, A. L., Dolezal, A., Toth, A. L., O’Neal, M. Honey Bee (Hymenoptera: Apidea) pollen forage in a highly cultivated agroecosystem: Limited diet diversity and its relationship to virus resistance. Journal of Economic Entomology. 113 (3), 1062-1072 (2020).
  47. Geffre, A. C., et al. Honey bee virus causes context-dependent changes in host social behavior. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 117 (19), 10406-10413 (2020).
  48. Rutter, L., et al. Transcriptomic responses to diet quality and viral infection in Apis mellifera. BMC Genomics. 20 (1), 412 (2019).

Play Video

Cite This Article
Hsieh, E. M., Carrillo-Tripp, J., Dolezal, A. G. Preparation of Virus-Enriched Inoculum for Oral Infection of Honey Bees (Apis mellifera). J. Vis. Exp. (162), e61725, doi:10.3791/61725 (2020).

View Video