Summary
在临床背景下，局部胰腺癌患者将接受胰腺切除术，然后进行辅助治疗。这里报道的这个协议旨在建立一个安全和有效的方法，通过正交植入胰腺癌，然后进行分立胰腺切除术和切除术，在裸体小鼠中模拟这一临床场景。
Abstract
在考虑接受胰腺癌手术（PC）的患者中，缺乏令人满意的动物模型来研究辅助疗法和/或新辅助疗法。为了解决这一缺陷，我们描述了一个涉及 PC 正交植入的鼠标模型，然后是切除胰腺切除术和切除术。该模型已被证明是安全的和适当的灵活，用于研究各种治疗方法的辅助和新辅助设置。
在这个模型中，胰腺肿瘤首先通过将人类胰腺癌细胞（路西法酶标记的AsPC-1）和人类癌症相关胰腺板状细胞的混合物植入Balb/c水生裸鼠的离散胰腺而生成。三周后，癌症通过切除术、切除胰腺切除术和切除术进行切除。在这个模型中，生物发光成像可用于跟踪癌症发展的进展和切除/治疗的影响。切除后，可给予辅助治疗。或者，在切除前可以进行新辅助治疗。
介绍了来自45只小鼠的代表数据。所有小鼠都成功地进行了胰腺切除术/切除术，没有血吸虫病问题。在 43 （96%） 中实现了大于 5 mm 的宏观近胰腺边缘小 鼠。胰腺切除技术成功率为100%，早期死亡率和发病率为0%。在切除后的一周内，没有一只动物死亡。
总之，我们描述了一个强大和可重复的技术，用于模拟临床场景的小鼠胰腺癌手术切除模型。该模型可能有助于测试辅助剂和新辅助治疗。
Introduction
胰腺管腺癌（胰腺癌[PC]）与不良预后1有关。手术切除术仍然是PC唯一潜在的治疗方法，对于患有早期疾病的患者应予以考虑。不幸的是，即使R0切除（即切除边缘没有肿瘤），复发率（局部或从未被发现的转移性疾病）是高2，3。因此，全身辅助疗法在几乎所有接受切除4的患者中都显示。此外，虽然新辅助疗法现在只推荐给边缘可切除的癌症，其适应症正在扩大，使其常规使用是许多临床研究的重点5，6，7，8。为了开发涉及切除的 PC 的新疗法，这些方法需要首先在临床前模型中进行评估，以准确回顾临床设置。
矫型小鼠型号的PC已经经常用于测试药物治疗9，10。其中许多是由单独注射癌细胞到小鼠胰腺产生的，导致肿瘤缺乏PC特有的突出的频闪。最近，联合注射正交模型，如我们最初通过注射人类PC和人类胰腺恒星细胞的混合物（PSC，PC中胶原体频闪的主要生产者）而开发的模型，已经进入常规使用11，12。这种癌症和频闪细胞的联合注射产生的肿瘤既表现出癌症元素和PC的特有的频闪（去塑性）成分，（二）增强癌细胞增殖和转移11。因此，这个模型非常类似于人类PC。虽然一些矫形PC的切除模型被描述为13，14，15，16，但没有一个反映临床现实的胰腺切除在人类的准确如这个模型，因此一直不尽如人意的测试辅助剂或新辅助治疗。
演示的小鼠模型的目的是演示如何：（i） 成功植入正交胰腺癌，同时最大限度地减少无意的腹内传播和 （ii） 随后完全切除癌症。本文强调了该技术的技巧和潜在陷阱。
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Protocol
所有程序均由新南威尔士大学动物护理和伦理委员会（17/109A）批准。雌性水性巴尔布/c裸鼠，年龄8-10周，体重16-19克，用于此协议。老鼠被安置在微型隔离笼中，并喂养市售的辣椒食品和水。
1. 矫形胰腺癌植入
- 为植入细胞做好准备。首先，计算手术所需的细胞数量（每只动物需要1 x10 6 个路西法酶标记的AsPC-1细胞和1 x10 6 个与癌症相关的人类胰腺板状细胞[CAHPSC]）。
- 将这些细胞保存在潮湿的温度控制 CO2 孵化器中，并执行常规支原体测试。用于 ASPC-1 和 CAhPSC 的文化介质为 RPMI 1640（含 300 毫克/升谷氨酰胺， 20% v/v 胎儿牛血清，1% v/v 青霉素/链霉素）和 IMDM（含 4 mM L-谷氨酰胺，10% v/v 胎儿牛血清，1% v/v 青霉素/链霉素）。
- 使用标准的细胞培养技术尝试将细胞合成细胞悬架。使用各自的完整培养基中和三普辛，其体积是所用试穿素溶液的两倍。
- 用磷酸盐缓冲盐水 （PBS） 清洗这些细胞两次，并重新注入含有 1 x 106 AsPC-1 细胞和 1 x 106 CAhPSC 的混合物中，在 50 μL 细胞悬架中。
- 将此悬浮在冰上，直到使用。
- 为该程序准备 II 类生物安全柜。使用由无菌塑料窗帘覆盖的加热垫。对于手术过程中的放大，使用一对2.5倍至3.5倍的放大手术窗格。
- 将直径为 1 厘米的孔切成纱布拭子，准备钱包串拭子。用钱包串缝合固定这个孔。任何精细的编织缝合可用于此（例如，5/0 多糖酸缝合）。建议使用编织的缝合材料，因为它允许松结在拧紧后保持原位。图1a说明了这 一点。
- 通过腹膜注射，用80毫克/千克氯胺酮和10毫克/千克的西拉津麻醉小鼠。
- 以5毫克/千克的抗炎素抗生素预防，2.5毫克/千克氟辛镇痛和1毫升0.9%盐水皮下。
- 麻醉后，将鼠标放在无菌田中，置于超标位置，然后施用波维酮碘，然后使用70%的乙醇进行皮肤准备。
- 在腹部左颅象限的皮肤上做纵向切口，然后通过在钳子之间收缩肌肉层进入腹部。
- 加载一个29 G胰岛素注射器与50μL的细胞悬浮-这相当于1 x 106 CAhPSC和1 x 106 路西法酶标记AsPC-1细胞每个注射。将其安装在注射装置上。该注射装置的设计和功能在 图1b 及其传说中作了详细解释。
- 将钱包串拭子放在腹腔切除术切口上，然后通过打开这个拭子将脾脏和胰腺尾巴外化。拧紧钱包，轻轻地包围胰腺的身体，露出胰腺尾巴注射。重要的是要足够紧，纱布接触胰腺周长，同时不收缩它。
- 使用一对钳子，抓住胰腺的尾巴，轻轻地将横向张力放在胰腺上。用针头在浅角刺穿腹膜表面，然后用注射装置缓慢而可控地将细胞悬浮液注射到胰腺中（超过10−15秒）。
- 在注射过程中，仔细观察渗漏情况-注射部位（从回流）和胰腺球的另一侧（在透射和穿透的情况下）。如果发生可见泄漏，请停止注射，并通过检查注射器中剩余注射量来记录泄漏量。如果泄漏体积较小（<10 μL），然后用纱布吸收任何泄漏，并将针头重新定位到不同的胰腺球中以完成注射。
- 更换脾脏和胰腺，并连续用 5/0 多糖酸缝合关闭腹壁。用夹子关闭皮肤。
- 在加热的笼子里监视鼠标，直到从麻醉中恢复过来。一旦清醒和警觉，移动鼠标回到它的笼子。
2. 癌症切除手术：切除胰腺切除术和切除术
- 与植入有关的切除时间可能因实验协议而异。一般来说，允许肿瘤在切除前至少生长3周，但从经验上优化此特定植入的癌细胞系。
- 在切除手术前一天，对动物进行生物发光成像，以确认局部原发性肿瘤的存在。请注意，此成像研究仅用于将患有明显胰外疾病的小鼠排除在切除之外。尺寸和辐射通量都不应用作确定切除资格的阈值。
- 称量小鼠，并在腹中注射D-露西芬（150毫克/千克）。
- 通过路西法林动能曲线的性能确定每个实验与红素注射相关的成像步骤的时间。辐射通量超过其最大值 90% 的时间段代表生物发光成像的最佳时间（在此实验中，注射后 18 至 26 分钟）
- 诱导麻醉和保持使用异氟素（分别为4%和3%的氧气），并使用生物发光成像设备（如IVIS Lumina II）进行成像。使用自动曝光和绑定设置（但是，这可以针对预期的辐射通量进行优化）。
- 准备II类生物安全柜进行程序。使用由无菌塑料窗帘覆盖的加热垫。对于解剖过程中的放大倍数，使用一对 2.5 倍至 3.5 倍的放大手术窗格。
- 通过腹膜注射，用80毫克/千克氯胺酮和10毫克/千克的西拉津麻醉小鼠。
- 以5毫克/千克的抗炎素抗生素预防，2.5毫克/千克氟辛镇痛和1毫升0.9%盐水皮下。
- 将鼠标放在无菌田地中，然后施用波维酮碘，然后使用70%的乙醇进行皮肤准备。
- 在腹部左颅象限的皮肤上做纵向切口，最好通过以前的切口部位。
- 模糊地解剖底层肌肉腹部壁上的皮肤，然后放置一个Alm自我保留的缩回器，以保持皮肤伤口打开。
- 将钳子之间的肌肉层切入上次操作的缝合线的一侧，然后展开切口以切除整个以前的缝合线。
- 将脾脏和胰腺外化，并疯狂地缩回。在胰腺的方面，结肠可以通过胶片粘附物找到。如果发现此情况，则直言不讳地解剖结肠。
- 小心地将一对钳子后部传递到胰腺和脾脏血管的身上，并打开这个空间。这释放了一段胰腺，用于随后的连体。
- 用钛结扣将胰腺靠近肿瘤的身体盖上，然后用烧灼将胰腺解剖到此。控制胰腺树桩的另一种方法是在切除前用5/0多糖酸缝合物连续地盖住胰腺树桩。
- 以轻率的方式收回胰腺，使脾脏和胃的颅杆之间的胃质血管烧灼。
- 取出标本并确认血吸虫病。
- 连续用 5/0 聚糖酸缝合关闭腹壁。用夹子关闭皮肤。
3. 术后管理
- 在麻醉后立即（上述两个程序），在加热的笼子里监测小鼠，直到从麻醉中恢复过来。一旦清醒和警觉，移动鼠标回到它的笼子。在术后期间，监测动物的疼痛和痛苦迹象。通过皮下注射管理0.05毫克/千克丁丙诺啡，并密切观察动物12小时。
- 随后，每天监测小鼠的体重、食物摄入量和活动情况。检查切口部位并触觉肿瘤大小。在第七个术后日取出皮肤夹。
- 如果达到人道的终点，则对鼠标实施安乐死。这些人道的终点包括：体重减轻>20%，无法治疗的窘迫（包括驼背姿势，缺乏运动或梳妆）和肿瘤大小大于1厘米3， 据外部心绞痛估计。
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Representative Results
连续有59只老鼠接受了植入手术。总泄漏发生在八 （14%）小 鼠。注射时的泄漏程度估计如下协议部分所述。三周后，为了让这些植入的肿瘤生长，在切除前进行了预切除生物发光成像，排除了患有严重转移性疾病的小鼠。45 （76%）老鼠接受了手术切除手术。
所有 45 （100%）小鼠成功地进行了切除胰腺切除术/切除术，没有出血问题。在 43 （96%） 中实现了大于 5 mm 的宏观近胰腺边缘小 鼠。
在切除时，在9/45（20%）发现局部转移小鼠-大多在缝合线（与原发性肿瘤不连续），九个显示额外的分离结节在胃的较大曲线上，一个显示肝脏上的亚胶囊结核。原发性胰腺肿瘤依附于缝合线五 （11%）小鼠和肝脏合二为一 （2%）鼠。这些附体结构被 消灭在一个集团中。
平均 （SEM） 手术时间（感应关闭）为 22 （0.9） 分钟。没有一只动物在切除后1周内死亡。
一周后切除，小鼠接受生物发光成像，以检测残留疾病。将鼠标心室表面的最大辐射比与背景的辐射比例进行比较。32 （71%）小鼠的最大辐射比（小鼠：背景）为<10，表示残余疾病最小或无残留疾病。
图1：定制设备，方便肿瘤植入。（a） 追求串纱布棉签：（一） 直径约1厘米的中央孔，注射时将放置胰腺尾部：（二） 围绕孔的追求字符串缝合线;（三） 双层纱布：（四） 单掷结：（五） 用消毒指示胶带固定在纱布上的缝合材料的一肢：（六） 由指示胶带制成的手柄在缝合材料的另一端制成。（b） 注射装置：（一） 启动注射器。穿过注射器身体的槽允许注射注射器（与细胞悬浮注射剂;未显示）安装在这个注射器体上;（二） 控制器注射器。这里面装满了水。手术助理在较小的控制器注射器上的柱塞凹陷会导致较大的起动注射器柱塞的位移。执行柱塞的位移较小，但具有机械优势，使注射能够克服与注射注射器机制相关的阻力以及组织对注射剂扩张的抵抗力。这允许在 10+15 秒内精确、平稳地注射 50μL;（三） 内部直径为 0.5 mm 的聚特氟乙烯 （PTFE） 连接管。 请单击此处查看此图的较大版本。
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Discussion
胰腺癌的切除矫形小鼠模型很重要，因为它允许检测辅助剂和新辅助治疗。这在胰腺癌中尤为重要，因为手术仍然是最有效的治疗方法，但与复发的高风险有关。本文描述了一种可以可靠地产生胰腺癌的方法，这种方法通过切除可以治愈，复制了需要新辅助/辅助疗法的临床场景。
对现有方法的意义
尽管辅助疗法和新辅助疗法在胰腺癌中的重要性，但文献中很少有描述良好的正位切除小鼠模型。这些描述的切除模型在复制人类临床情况的保真度上各不相同。这些以前的模型大致可以分为：（一） 肿瘤切除只，有荧光指导：（二） 无切除术的子胰腺切除术：（三） 切除胰腺切除术/切除术。
在15、17、18、19、20、21等报告中，用荧光引导描述的肿瘤切除次数最多。其中许多论文来自同一个研究小组。不幸的是，在人类中，由于局部复发的可能性很高，以及无法评估淋巴结状态22，23，因此没有单独对肿瘤进行局部切除（诱导）。因此，使用非临床相关的比较组（非荧光引导诱导）在描述该技术的论文中掩盖了肿瘤结果的报告。毫不奇怪，非荧光诱导组总是有过多的局部复发率15，20，21。相比之下，Torgenson等人14描述了类似的荧光引导切除技术，并报告了相当低的复发率58%（在切除后8周）。总的来说，这些研究似乎证明了荧光指导在手术过程中对残余疾病可视化的效用。然而，这还不是人类护理的标准，这是在小鼠模型中用于旨在复制临床场景的限制。当然，如果荧光引导手术在临床实践中被广泛采用，这种情况可能会改变。
另一个切除模型是基于亚托盘造粒术，没有切除术的肿瘤植入胰腺13，24的身体。这一点的临床相关性也受到质疑，因为描述的手术既不是胰腺切除术，也不是像人类那样进行剖腹产胰腺切除术。毫不奇怪，这些小鼠也患有高肿瘤复发率，无论是远的还是局部的。特别值得注意的是，脾脏复发是常见的，表明要么切除不足，要么在植入24时可能腹膜肿瘤播种。
Ni等人16日描述了一个在荧光成像指导下进行的分型胰腺切除术/切除术模型。令人失望的是，尽管使用了临床相关手术（有荧光指导），存活期很短（平均存活18天），即使在离散胰腺切除术组也是如此。这种程度的渐进性疾病似乎比姑息治疗模型25，26，27更糟糕，这表明在切除后可能存在严重的残余疾病。最近，Giri等人28日报告了一个剖腹产胰腺切除术和部分切除小鼠模型。这项研究值得注意，因为它代表了一种免疫能力小鼠癌症模型。然而，这项研究报告了几乎普遍的局部肿瘤和其他腹膜内肿瘤复发，可能表明植入时隐匿的亚致病转移。
使用小鼠模型，其中有严重残留疾病后切除测试辅助治疗可能是不恰当的。问题是，对严重残留疾病的治疗不能真正归类为辅助治疗，而应被视为具有姑息意图的治疗。在这种情况下，与低容量疾病的非切除模型相比，这种鼠标模型没有优势。
关键步骤的提示和陷阱
肿瘤植入程序
为了复制临床场景，此模型中存在与植入和切除程序相关的明显挑战。在植入过程中，需要克服的主要挑战是成功的植入和防止渗漏。这两个问题是相互关联的，因为注射失败将导致肿瘤细胞悬浮到腹腔的严重泄漏。这将产生一个具有腹膜转移的鼠标模型，无论胰腺切除如何，该模型都会进步。这反映了众所周知的临床场景，即转移性 PC 中的胰腺切除不会影响患者的结果。这是人类29年分期腹腔镜检查的基础。
肿瘤植入的成功可以看作是术中细胞悬浮的"泡沫"成功生成，没有明显的渗漏。在取得良好效果时，最重要的是将针头准确放置在胰腺帕奇马中。这只能通过"伸展"胰腺来实现，这样腹膜表面才会绷紧。穿刺应发生与针斜面朝上（通风）。一旦针刺穿腹膜表面，它应该先进，而针尖被稍微抬起，使斜面滑翔在腹膜下面。这将防止胰腺的意外穿刺，这是由于小鼠胰腺小尺寸而常见的陷阱。一旦整个斜面在胰腺的物质内，细胞悬浮就会被注射。手术用外科卢佩放大视力是非常可取的，可以准确地想象针头穿透的深度。
许多技术可用于进一步降低意外泄漏的风险。
选择一个大的球注射。 小叶需要更高的压力来充气（遵循拉普拉斯定律），从而增加穿刺部位针周围渗漏的风险。
优化注射速度。 使用注射装置（图1b），允许细胞悬架注射超过10-15秒，有三个目的。首先，它降低了胰腺压力的变化速度，使组织有时间变形，并降低悬浮物倒流的风险。其次，它允许监测注射过程，并在必要时停止和重新定位针头。任何泄漏都可以用浸泡在碘的纱布上清除。第三，它使操作员无需压低柱塞，使操作员能够专注于保持胰腺中的针尖，而助理注射细胞悬架。
使用双层钱包串纱布。 这种纱布在胰腺尾部形成一个领子，可以吸收细胞悬架的任何泄漏，从而最大限度地减少腹腔的污染。
文献中的一些研究使用了细胞外基质混合物（Matrigel），这种混合物在注射13、15、24后会随着时间而凝固。这可能降低注射后泄漏的风险。然而，这一策略的一个潜在缺点是，矩阵或其他类似的细胞外基质解决方案可能会对PSC30产生非生理影响。例如，马特里格尔已被证明使PSC静止，从而有可能否定PSC在模型31，32的影响。注射癌细胞的替代方案是肿瘤组织的正位植入（直接来自患者或皮下小鼠模型）。然而，这些方法有其自身的缺点。首先，异质性可能来自采样误差或植入组织体积的变化。这种异质性可能会降低后续治疗比较的力量。其次，通过皮下小鼠模型传递肿瘤组织可能导致选择与原始患者肿瘤具有不同生物行为的亚克隆。
肿瘤切除程序
在这个模型中，我们使用了类似于人类的切除胰腺切除术/切除术。与切除手术有关的挑战取决于病理和解剖因素。
关键的病理因素是肿瘤传播。在胰腺切除时可以重新检测小容量局部传播，尽管它可能表明可能进行更遥远的腹膜和其他转移。我们通常从第一次操作中排出缝合线，因为它是局部复发的可能区域。如果肿瘤附着在周围的结构上，如腹壁或肝脏的左叶，这些可以 被重新分块切除。从解剖学上讲，关键步骤是解剖飞机的躯干到胰腺的身体。一旦胰腺外化，胰腺后面的脾脏静脉通常可以可视化。这是一个关键的里程碑，因为胚胎不流血的平面立即与此对立。
此处描述的模型中还有另外两个潜在的解剖缺陷。结肠可能粘附在胰腺身体的毛孔方面。如果不能动员这种结构离开，可能导致胰腺分裂或结块时无意中的结肠损伤。胃脾气容器很小，如果惊厥或烧灼不足，很容易出血。此外，一旦惊厥，出血点往往缩回腹部深处，胃的较大曲线后面，使随后的出血控制更具挑战性。因此，需要小心地收回胃脾和胃血管的烧灼。成功溶血的一种方法是在脾脏的粘性方面烧灼这些血管，从而最大限度地降低周围空心内脏意外热损伤的风险。
我们发现，使用钛结对夹，广泛用于人体手术的血管结块，是一种快速有效的控制胰腺树桩的方法，与使用连体相比，总的手术时间随之缩短。吉里等人也使用了这一点。
技术的局限性
胰腺的这种切除模型是有局限性的。一个限制涉及允许产生复发/转移的时间。一方面，需要最大限度地发展转移性疾病，但另一方面，需要切除肿瘤之前，它成为局部先进的。因此，植入和切除之间的周期可能需要根据人们希望复制的特定临床场景进行调整。另一个限制涉及癌细胞的意外溢出和随后的腹膜转移，这是上面讨论的。
辅助治疗模式的一个主要挑战是从手术治疗效果中剖析辅助治疗效果。显然，需要一项精心设计的研究，随机化，对照组需要接受切除手术。为了进一步改善对相关治疗效果的评估，我们建议评估 体内 的肿瘤负担（例如，使用路西法酶标记的癌细胞和在体内生物发光成像中执行）。尽管这种评估在正交模型中具有半定量性质（因为生物发光信号通过过度组织传递而减弱），但这种方法允许纵向评估肿瘤负担，包括评估手术后残留疾病。
修改和未来应用
植入的细胞系和/或细胞编号有或没有胰腺板状细胞可以修改，以反映目标临床方案12。植入和切除之间的持续时间也可以修改，以改变转移形成的风险。其他变化可能包括植入患者或小鼠衍生的异种草或器官33。
Neo辅助疗法也可以在此处描述的模型的基本功能范围内进行测试。这只需要在手术切除34之前开始药物治疗。同样，新辅助剂和辅助疗法也可以在同一只小鼠身上研究。
最后，虽然我们已经描述了使用水性Balb/c裸体小鼠，代表免疫缺陷模型，替代免疫能力模型可能涉及KPC肿瘤细胞植入C57B6小鼠28。这可能是一个有用的替代测试辅助剂/新辅助免疫疗法。
总之，我们描述了一种坚固可重复的技术，用于模拟临床场景且不需要专门设备的小鼠胰腺癌手术切除模型。此模型可能有助于检测辅助剂和新辅助剂治疗。
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Disclosures
作者对这个项目没有透露任何信息。
Acknowledgments
作者得到了阿夫纳胰腺癌基金会的支持。
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Animals, Materials and Equipment for Implantation Procedure | |||
| AsPC-1 human pancreatic cancer cell line, luciferase tagged (luc+ gene from Promega PGL3 Basic plasmid) | American Type Culture Collection, Manassas, VA, USA | supplied by Professor Takashi Murakami, Saitama Medical University, Saitama, Japan | |
| Autoclip wound clips, 9 mm | Becton Dickson Pty Ltd, North Ryde, NSW, Australia | 500346 | |
| Basic Dressing Pack | Multigate Medical Products Pty Ltd, Villawood, NSW, Australia | ||
| Cancer associated human pancreatic stellate cells | Pancreatic Research Group cell bank | In house cell bank | |
| Cryogenic tubes, 1.0 mL | Thermo Fisher Scientific Australia Pty Ltd, Scoresby, VIC, Australia | 366656 | |
| Disposable stainless-steel scalpel blade with handle, size 15 | Livingstone International, Mascot, NSW, | SCP15 | |
| Foetal bovine serum (FBS) | Life Technologies Corporation, Tullamarine, VIC, Australia | 16000044 | |
| Gilles fine tooth forceps 12 cm | Generic stainless steel microsurgical instrument set | ||
| Heated mats to maintain body temperature during surgery and postoperative recovery | Generic | ||
| Homozygous athymic nude mice: Strain BALB/c-Fox1nu/Ausb, female | Australian Bioresources, Moss Vale, NSW, Australia | ||
| Iscove's modified Dulbecco's medium (IMDM) with 4mM L-glutamine and no phenol red | Life Technologies Corporation, Tullamarine, VIC, Australia | 21056023 | |
| Jewellers forceps 11.5 cm | Generic stainless steel microsurgical instrument set | ||
| Micro needle holder (round handle) 15 cm straight | Generic stainless steel microsurgical instrument set | ||
| Micro scissors (round handle) 15 cm straight | Generic stainless steel microsurgical instrument set | ||
| Penicillin 10,000 U/mL, streptomycin 10,000 μg/mL | Life Technologies Corporation, Tullamarine, VIC, Australia | 15140122 | |
| Polyglycolic acid suture, size USP 5/0 on 13mm half-circle round-bodied needle | Braun Australia Pty Ltd, Bella Vista, NSW, Australia | C1049407 | |
| Portable weighing scale | Precision balances, Bradford, MA, USA | ||
| Reflex clip applier and clip remover | World Precision Instruments, Sarasota, FL, USA | 500345 | |
| Roswell Park Memorial Institute (RPMI) 1640 with phenol red and 300 mg/L Lglutamine | Life Technologies Corporation, Tullamarine, VIC, Australia | 11875085 | |
| Round bodied vessel dilator 15 cm, 0.1 mm tip | Generic stainless steel microsurgical instrument set | ||
| Trypsin 0.05%, EDTA 0.02% | Life Technologies Corporation, Tullamarine, VIC, Australia | 25300054 | For pancreatic stellate cells |
| Trypsin 0.25%, EDTA 0.02% | Life Technologies Corporation, Tullamarine, VIC, Australia | 25200056 | For ASPC-1 cells |
| U-100 insulin syringes, 0.5 mL with 29 G (0.33 mm) × 13 mm needle | Terumo Medical Corporation, Elkton, MD, USA | ||
| Equipment for Resection Procedure | |||
| Alm self-retaining retractor | Generic stainless steel microsurgical instrument set | ||
| Autoclip wound clips 9 mm | Becton Dickson Pty Ltd, North Ryde, NSW | 500346 | |
| Basic Dressing Pack | Multigate Medical Products Pty Ltd, Villawood, NSW, Australia | 08-559NP | |
| Disposable stainless-steel scalpel blade with handle, size 15 | Livingstone International, Mascot, NSW, | SCP15 | |
| Gilles fine tooth forceps 12 cm | Generic stainless steel microsurgical instrument set | ||
| Hand-held high temperature fine tip cautery | Bovie Medical Corporation, Melville, NY, USA | AA01 | |
| Heated mats to maintain body temperature during surgery and postoperative recovery | Generic | ||
| IVIS Lumina II Bioluminescent Imaging Device | Caliper Life Sciences, Hopkinton, MA, USA | ||
| Jewellers forceps 11.5 cm | Generic stainless steel microsurgical instrument set | ||
| Micro needle holder (round handle) 15 cm straight | Generic stainless steel microsurgical instrument set | ||
| Micro scissors (round handle) 15 cm straight | Generic stainless steel microsurgical instrument set | ||
| Polyglycolic acid suture, size USP 5/0 on 13mm half-circle round-bodied needle | Braun Australia Pty Ltd, Bella Vista, NSW, Australia | C1049407 | |
| Portable weighing scale | Precision balances, Bradford, MA, USA | ||
| Reflex wound clip applier and clip remover | World Precision Instruments, Sarasota, FL, USA | 500345 | |
| Round bodied vessel dilator 15 cm, 0.1 mm tip | Generic stainless steel microsurgical instrument set | ||
| Titanium “Weck style” Ligaclip, small | HZMIM, Hangzhou, China | ||
| Titanium Ligaclip applier for open surgery, small | HZMIM, Hangzhou, China | ||
| Volatile anaesthetic machine, including vapouriser and induction chamber | Generic | Generic vapouriser and induction chamber | |
| Drugs for Procedures | |||
| 70% w/w ethanol solution | Sigma-Aldrich Pty Ltd, Castle Hill, NSW, Australia | Applied topically as surgical skin preparation | |
| Buprenorphine 0.3 mg/mL | Troy Laboratories Pty Ltd, Glendenning, NSW, Australia | Dose: 0.05 mg/kg s.c. | |
| D-Luciferin (1 U/g) | PerkinElmer, Inc., Waltham, MA, USA | 122799 | diluted in PBS to 15 mg/mL. Dose: 150 mg/kg i.p |
| Enrofloxacin 50 mg/mL | Troy Laboratories Pty Ltd, Glendenning, NSW, Australia | Dose: 5 mg/kg s.c. | |
| Flunixin 50 mg/mL | Norbrook Laboratories Australia, Tullamarine, VIC, Australia | Dose: 2.5 mg/kg s.c. | |
| Isoflurane | Zoetis Australia Pty Ltd., Rhodes, NSW, Australia | Dose (vapourised with oxygen): 4% induction, 3% maintenance | |
| Ketamine 100 mg/mL | Maylab, Slacks Creek, QLD, Australia | Dose: 80 mg/kg i.p. | |
| Povidone-Iodine 10% w/v solution | Perrigo Australia, Balcatta, WA, Australia | RIO00802F | Applied topically to the anterior abdomen as surgical skin preparation |
| Refresh eye ointment (liquid paraffin 42.5% w/w, soft white paraffin 57.3% w/w) | Allergan Australia Pty Ltd, Gordon, NSW, Australia | Applied to both eyes | |
| Sodium chloride 0.9% w/v | Braun Australia Pty Ltd, Bella Vista, NSW, Australia | 9481P | Dose: 900 μL s.c. |
| Water for injections BP | Pfizer Australia, Sydney, NSW, Australia | For dilution of drugs | |
| Xylazine 20 mg/mL | Troy Laboratories Pty Ltd, Glendenning, NSW, Australia | Dose: 10 mg/kg i.p. |
References
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