Summary
Este artigo fornece uma descrição detalhada de como construir um modelo animal da fase anháptica (isquemia hepática) em ratos para facilitar a pesquisa básica sobre a lesão isquemia-reperfusão após o transplante hepático.
Abstract
O transplante hepático ortotópico (OLT) em ratos é um modelo animal testado e comprovado usado para estudos pré-operatórios, intraoperatórios e pós-operatórios, incluindo lesão isquemia-reperfusão (IRI) de órgãos extraháticos. Este modelo requer inúmeros experimentos e dispositivos. A duração da fase anháptica está intimamente relacionada com o tempo de desenvolvimento do IRI após o transplante. Neste experimento, usamos alterações hemodinâmicas para induzir danos extraháticos de órgãos em ratos e determinamos o tempo máximo de tolerância. O tempo até a lesão mais grave do órgão variou para diferentes órgãos. Este método pode ser facilmente replicado e também pode ser usado para estudar IRI dos órgãos extrahápticos após o transplante de fígado.
Introduction
A lesão por isquemia-reperfusão (IRI) é uma complicação comum após o transplante de fígado. Hepatic IRI é um processo patológico que envolve danos celulares mediados por isquemia e deterioração anormal da reperfusão hepática. O IRI hepático e a resposta imune inata local podem ser divididos em IRI quente e frio, de acordo com diferenças no ambiente clínico1. O IRI quente é induzido por lesão de células-tronco, geralmente como resultado de transplante de fígado, choque e trauma2. O IRI frio é uma complicação do transplante hepático causado por células endoteliais e circulação periférica3. Relatórios clínicos mostraram que o IRI hepático está associado a 10% das falências precoces de órgãos e pode aumentar a incidência de rejeição aguda e crônica4,5. Além disso, o IRI hepático também pode induzir síndromes de disfunção múltipla de órgãos ou síndrome de resposta inflamatória sistêmica, com alta mortalidade6. Pacientes com envolvimento extrahático de órgãos tendem a ficar mais tempo no hospital, gastar mais dinheiro e ter um prognóstico pior7. O desenvolvimento de complicações está intimamente relacionado com a duração da fase anháptica do transplante hepático8.
O transplante de fígado ortotópico (OLT) em ratos foi relatado pela primeira vez pelo professor americano Lee em 1973. A operação experimental simulou os passos do transplante clínico de fígado e a anastomose dos vasos sanguíneos e do ducto biliar comum (CBD) utilizando o método de sutura. O procedimento é difícil e demorado com uma baixa taxa de sucesso9. Em 1979, Kamada et al. fizeram uma melhoria significativa no OLT em ratos, usando criativamente o "método de duas algemas" para a anastomose da veia portal para controlar a fase anháptica dentro de 26 minutos10. No mesmo ano, Zimmermann propôs o "método único de stent biliar". Com base no trabalho de Lee, Zimmermann usou tubos de polietileno para anastomosar diretamente o CBD do doador e do receptor, simplificou a reconstrução do CBD, e preservou a função do esfíncter, e este método tornou-se padrão para reconstrução biliar dos modelos OLT11. Em 1980, Miyata et al. propuseram o "método de três punhos" onde a veia portal (PV), vena cava suprahepática (SVC) e vena cava intraháptica (IVC) foram anastomosadas pelo método da braçadeira. No entanto, há risco de distorção da cânula com este método, o que pode levar à obstrução do refluxo inferior vena cava12. Em 1983, foi proposto o "método de duas algemas" utilizando o método de manguito para anastomose do PV e IVC, mas adotando o método de sutura para o SVC13. Esse método foi adotado por estudiosos globalmente para estabelecer modelos OLT. Desde então, as etapas de anastomose da braçadeira foram melhoradas para encurtar a fase anháptica e melhorar a taxa de sobrevivência dos ratos14. Da mesma forma, métodos aprimorados são utilizados na prática clínica para encurtar a fase anháptica15. No entanto, pesquisas básicas sobre o IRI após o transplante de fígado mostraram que a taxa de sobrevivência está inversamente relacionada ao grau de lesão a órgãos extrahepticos. Portanto, mais pesquisas são necessárias, e um modelo animal simples e reprodutível é necessário para simular IRI após o transplante de fígado.
Com base na definição da fase anháptica, simulamos as alterações hemodinâmicas no transplante hepático resultando em IRI de órgãos extrahêmáticos em ratos. Aqui, fornecemos uma descrição detalhada de como construir um modelo animal da fase anhóptica (isquemia hepática) em ratos para facilitar a pesquisa básica sobre o IRI após o transplante de fígado.
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Protocol
O Comitê de Ética Animal aprovou o experimento da Universidade Médica de Guangxi (No20190920). Todos os animais foram fornecidos pelo Centro de Experimentos Animais da Universidade Médica de Guangxi. Usamos ratos sprague dawley macho sprague (200-250 g, 10-12 semanas), mantidos sob a temperatura ambiente de 25 ± 2°C e umidade de 50 ± 10%. A alimentação foi interrompida 24 horas antes da operação; no entanto, a água foi fornecida.
NOTA: Um operador pode realizar todas as operações sem uma base de microcirurgia ou microscópio cirúrgico.
1. Operação
- Após a pesagem, anestesia os ratos com isoflurane (5%) usando uma máquina de anestesia animal.
- Após 1-2 minutos, aperte suavemente os dedos do rato com pinças. Se o rato não responder depois de beliscar, ele entrou em um estado de anestesia. Use pomada veterinária nos olhos para evitar o ressecamento. Use lâmpadas de aquecimento animal para manter a temperatura corporal dos ratos em 37-38 °C.
- Após a desinfecção abdominal (solução de iodo povidone), fixar o rato na mesa de dissecção animal. Faça uma incisão mediana de 3 cm abaixo do processo xifoide usando fórceps e tesouras.
- Abra a cavidade abdominal, exponha o fígado usando um retrátil e mobilize o ligamento hepatogástrico. Use cotonetes de algodão para virar o lobo médio do fígado suavemente e vire-o para cima para expor a porta hepatis. Identifique o CBD, PV e HA.
- Empurre o intestino delgado em direção à cavidade abdominal inferior esquerda usando cotonetes de algodão, cubra-o com gaze molhada e mova a veia intrahpática cava para a veia renal direita.
- Isole a veia portal, a artéria hepática, e a veia cava inferior acima da veia renal direita com uma lente intraocular e fórceps marcados com fio de seda 3-0, cada um com um nó de deslizamento.
- Corte a pele da extremidade inferior esquerda e direita e exponha a veia femoral usando fórceps oftálmicos. Injete lentamente heparina de baixo peso molecular 625 UI/kg através da veia femoral para heparinar todo o corpo.
- Ligate a veia portal, artéria hepática e veia cava inferior acima da veia renal direita com suturas nº 3-0, com duração de 45 minutos(Figura 1). Substitua o intestino delgado na cavidade abdominal e cubra-o com gaze. Reduza a anestesia da inalação durante esses períodos.
- Após 45 minutos, solte a veia portal, artéria hepática e a veia cava inferior acima da veia renal direita.
- Suturar o músculo e a pele, camada por camada, e terminar a anestesia inalatória. Forneça analgesia pós-operatória usando morfina subcutânea de 5 mg/kg a cada 4 horas.
- Observe o rato até que ele esteja acordado e se alimente sob uma temperatura de 25 ± 2 °C e umidade de 50 ± 10%. Lâmpadas de aquecimento animal são necessárias.
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Representative Results
Tolerância dos ratos à isquemia hepática
Neste modelo animal, os locais em que os vasos sanguíneos foram ligados durante a operação são mostrados na Figura 1. Os ratos foram divididos aleatoriamente em 5 grupos para isquemia por 15 minutos (grupo I15), 30 minutos (grupo I30), 45 minutos (grupo I45), 60 minutos (I60) e grupo falso, com 10 ratos em cada grupo. A taxa de sobrevivência de cada grupo foi observada 14 dias após a operação. Todos os ratos sobreviveram no grupo I15, grupo I30 e grupo falso. Oito sobreviveram por 14 dias no grupo I45, e apenas 2 sobreviveram no grupo I60. Esses resultados sugerem que os ratos poderiam tolerar a fase anháptica por um máximo de 45 minutos(Tabela 1).
Efeitos da ligadura vascular na circulação em ratos
Durante o experimento, os Biossistemas registraram a frequência cardíaca e a pressão arterial (intubação da artéria carótida interna direita) antes e depois da fase anháptica. Descobrimos que a frequência cardíaca e a pressão arterial média (MAP) dos ratos mudaram drasticamente após a ligadura vascular(Figura 2).
Efeitos em órgãos extrahápticos
Congestionamento e edema de isquemia hepática foram encontrados nos intestinos, varizes gástricas e esplenomegalia após a ligadura. Oitenta ratos foram divididos aleatoriamente em 8 grupos para isquemia por 45 minutos (T0), reperfusão por 6 horas (T6), 12 horas (T12), 24 horas (T24), 48 horas (T48), 72 horas (T72), 7 dias (D7) e 14 dias (D14). Depois que os ratos foram sacrificados, tecidos do rim, pâncreas, intestino delgado, coração e pulmão foram levados e manchados com hematoxilina-eosina (HE). Todo o processo de coloração consiste em cinco etapas: desescaração, coloração, desidratação, transparência e vedação. Com exceção do coração, os escores patológicos foram atribuídos como descrito anteriormente16,17,18,19.
O tempo até a lesão máxima nos órgãos extraháticos variou; Foram 6-24 horas após a operação para o pâncreas e 24-48 horas para os pulmões. O trato intestinal e o rim foram mais gravemente feridos após 45 minutos de isquemia. Não houve anormalidade óbvia da mucosa intestinal 24 horas após a operação, e os rins se recuperaram após 48 horas. Após a reperfusão, necrose celular miocárdio local, fragmentação e dissolução celular, infiltração de células inflamatórias e vasodilatação local e congestão foram encontrados no coração por 24-48 horas após a operação(Figura 3).
Pulmões
Infiltração de neutrófilo foi encontrada no tecido pulmonar após isquemia. Com o aumento do tempo de reperfusão (T0,T6), o muco do lúmen brônquico também pôde ser visto no tecido pulmonar. A infiltração de células inflamatórias ocorreu na parede alveolar, que ficou severamente espessa. O colapso alveolar e o desaparecimento da cavidade alveolar também podem ser encontrados em algum tecido. Não houve edema alveolar significativo ou congestionamento capilar nas paredes alveolares. Eles foram mais gravemente feridos 24-48 horas após a operação, com alguns ratos mostrando dispneia e outras manifestações 7 dias após a operação. Os resultados da coloração de HE sugeriram linfadenite nas vias aéreas, infiltração leve de células inflamatórias na parede alveolar e hemorragia local(Figura 3A, Figura 4).
Rins
Uma pequena quantidade de substância eosinofílica foi encontrada em túbulos renais após isquemia na fase T0, mas nenhuma infiltração inflamatória celular e outras anormalidades foram vistas. No entanto, células epiteliais tubulares renais inchadas, citoplasma porosa ou vacuolada, células necrosadas em poucos lúmens, karyopyknosis, fragmentação, perda de borda de escova e grupo ácido em forma de tubo em muitos lúmens foram vistos 6-48 horas após a operação. Além disso, um pequeno número de células epiteliais tubulares renais foram vistas com degeneração granular, e citoplasma poroso e levemente manchado visto 48 horas após a operação. Foi encontrada significativa telangiectasia interstitial, mas sem infiltração inflamada grave de células inflamatórias (Figura 3B, Figura 5).
Intestino delgado
O intestino delgado ficou mais gravemente ferido após a isquemia (T0). Houve infiltração severa de células inflamatórias, derramamento de epitélio mucosa e telangiectasia. Com o aumento do tempo de reperfusão, a lesão se curou rapidamente. O epitélio mucosa foi restaurado completamente 24 horas após a operação, e apenas uma leve infiltração inflamatória celular foi observada(Figura 3C, Figura 6).
Pâncreas
Células inflamatórias graves infiltradas ao redor do tecido pancreático na fase T0. No entanto, as lesões pancreáticas não eram uniformes. Seis em cada 10 tiveram necrose pancreática e infiltração inflamatória 24 horas após a cirurgia, e os outros quatro não tiveram anormalidades aparentes. Vinte e quatro horas após a operação, além da infiltração de células inflamatórias, houve edema, ampliação do espaço interlobular, hemorragia, necrose de um pequeno número de células acinar, demarcação não clara das células, fragmentação nuclear e dissolução, e leve infiltração inflamatória celular no campo visual. Em seguida, a inflamação desapareceu lentamente(Figura 3D, Figura 7 ).
Coração
Na fase T0, os miócitos cardíacos foram organizados regularmente com demarcação clara, morfologia celular normal, congestão intersticiacional local e deposição de pigmento marrom-amarelo leve. Além disso, a infiltração de células inflamatórias foi observada nas regiões intersticial e perivascular do miocárdio. Com o aumento do tempo de reperfusão, necrose celular local, fragmentação e dissolução celular, infiltração de células inflamatórias, vasodilatação local e congestionamento foram encontrados em tecidos 24-48 horas após a operação. Dilatação ventricular, estrutura porosa, aumento do interstício miocárdio e infiltração leve de células inflamatórias foram observadas em alguns espécimes. Após 48 horas, os cardiomiócitos locais desapareceram e foram substituídos por uma pequena quantidade de tecido conjuntivo fibroso com leve infiltração inflamatória celular. Até então, não foram vistas outras anormalidades óbvias(Figura 8).
Efeitos de alterações hemodinâmicas nos índices hemodinâmicos de fígado, rim, pâncreas e sorológicos cardíacos
Foi coletado soro, e os níveis de alanina aminotransferase (ALT), aminotransferase aspartate (AST), creatinina e amilase foram detectados por um analisador bioquímico automático. Todos os indicadores atingiram o pico de 24-48 horas, ao contrário das mudanças patológicas. Embora esses níveis estivessem normais 48 horas após a operação, os danos patológicos continuaram(Figura 9).
Figura 1: Localização da ligadura: PV, HA, IVC superior da veia renal direita. Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
| Grupo | N | sobrevivência em 24 h, n (%) | sobrevivência em 7 d, n (%) | sobrevivência em 14 d, n (%) |
| Farsa | 10 | 10 | — | — |
| Eu 15 min. | 10 | 10/10 | 10 (100) | 10 (100) |
| Eu 30 min. | 10 | 10/10 | 10 (100) | 10 (100) |
| Eu 45 min. | 10 | 8/10 | 8/10 (80) | 8/10 (80) |
| Eu 60 min. | 10 | 2/10 | 2/10 (20) | 2/10 (20) |
Tabela 1: Tolerância dos ratos à isquemia hepática
Figura 2: Alterações hemodinâmicas no grupo I45 min. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 3: Escores de histologia de órgãos. (A)pulmão; (B)rim; (C) intestino; (D) pâncreas; *Estatisticamente significante em comparação com o grupo sham (P < 0,05). Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 4: Alterações patológicas nos pulmões após a operação. (A) Grupo Sham; (B) Grupo isquemia (grupo T0); (C) Grupo de reperfusão 6 horas (T6); (D) Grupo de reperfusão 12 horas (T12); (E) Grupo de reperfusão 12 horas (T12); (F) Grupo de reperfusão 24 horas (T24); (G) Grupo de reperfusão 48 horas (T48); (H) Grupo de reperfusão 7 dias (D7); (I) Reperfusão 14 dias (D14) grupo (escala 50 μm). Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 5: Alterações patológicas nos rins após a operação. (A) Grupo Sham; (B) Grupo isquemia (grupo T0); (C) Grupo de reperfusão 6 horas (T6); (D) Grupo de reperfusão 12 horas (T12); (E) Grupo de reperfusão 12 horas (T12); (F) Grupo de reperfusão 24 horas (T24); (G) Grupo de reperfusão 48 horas (T48); (H) Grupo de reperfusão 7 dias (D7); (I) Reperfusão 14 dias (D14) grupo (escala 50 μm). Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 6: Alterações patológicas no intestino delgado após a operação. (A) Grupo Sham; (B) Grupo isquemia (grupo T0); (C) Grupo de reperfusão 6 horas (T6); (D) Grupo de reperfusão 12 horas (T12); (E) Grupo de reperfusão 12 horas (T12); (F) Grupo de reperfusão 24 horas (T24); (G) Grupo de reperfusão 48 horas (T48); (H) Grupo de reperfusão 7 dias (D7); (I) Reperfusão 14 dias (D14) grupo (escala 50 μm). Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 7: Alterações patológicas no pâncreas após a operação. (A) Grupo Sham; (B) Grupo isquemia (grupo T0); (C) Grupo de reperfusão 6 horas (T6); (D) Grupo de reperfusão 12 horas (T12); (E) Grupo de reperfusão 12 horas (T12); (F) Grupo de reperfusão 24 horas (T24); (G) Grupo de reperfusão 48 horas (T48); (H) Grupo de reperfusão 7 dias (D7); (I) Grupo de reperfusão 14 dias (D14)(escala A e D 50 μm; Escala BCEFGHI 50 μm). Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 8: Alterações patológicas no coração após a operação. (A) Grupo Sham; (B) Grupo isquemia (grupo T0); (C) Grupo de reperfusão 6 horas (T6); (D) Grupo de reperfusão 12 horas (T12); (E) Grupo de reperfusão 12 horas (T12); (F) Grupo de reperfusão 24 horas (T24); (G) Grupo de reperfusão 48 horas (T48); (H) Grupo de reperfusão 7 dias (D7); (I) Grupo de reperfusão 14 dias (D14)(Escala A 50 μm; Escala BCDEFGHI 100 μm). Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 9: Alterações de ALT, AST, creatinina (Cr) e amilase em cada grupo; *Estatisticamente significante em comparação com o grupo sham (P<0,05). Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
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Discussion
OLT em ratos é um modelo ideal para estudar a preservação de órgãos em transplante hepático, IRI, rejeição de transplantes, tolerância imunológica, patologia de transplante e farmacologia, homotransplantação e xenotransplante. Atualmente, é amplamente utilizado na pesquisa experimental de transplante de fígado.
Durante os estudos-piloto, primeiro administramos anestesia intraperitoneal de sódio pentobarbital e descobrimos que isso levou à alta mortalidade pós-operatória e à curta tolerância a alterações hemodinâmicas. Assim, utilizamos anestesia de inalação em ensaios subsequentes para início rápido de ação e rápida exclusão de características in vitro. A mudança para a anestesia por inalação melhorou significativamente o tempo de tolerância e a sobrevivência pós-operatória dos ratos. Os investigadores devem prestar atenção à respiração e aos batimentos cardíacos do rato para evitar a dosagem excessiva do anestésico. Biossistemas podem ser usados para monitorar a frequência cardíaca e a pressão arterial. Observou-se também o impacto da espessura da sutura cirúrgica na ligadura dos vasos sanguíneos. Embora linhas menores que 3-0 pudessem ligar perfeitamente os vasos sanguíneos, eles eram difíceis de afrouxar e podem levar à ruptura dos vasos sanguíneos. Pelo contrário, linhas maiores que 3-0 podem resultar em oclusão vascular incompleta, o que previne alterações hemodinâmicas. Esses problemas materiais serão melhorados em experimentos futuros. Há algumas limitações em nosso protocolo. As lâmpadas de calor não são recomendadas para manutenção da temperatura devido ao seu potencial de superaquecimento; sugestões alternativas de aquecimento, como recircular mantas de água, são recomendadas em benefício do animal.
Há muitas razões para lesão de órgãos distais após o OLT. Primeiro, a lesão pode ser causada pela preservação fria do fígado doador in vitro20. Em segundo lugar, o IRI pode ocorrer e causar danos teciduais quando o suprimento de sangue retorna ao tecido (reperfusão) após um longo período de isquemia. Isquemia é a principal causa de lesão, e a reperfusão é o processo em que a lesão ocorre. Depois de bloquear simultaneamente o IVC e o PV durante a fase anháptica, ocorreu uma grande quantidade de estase sanguínea nos membros inferiores e órgãos internos. O volume de circulação efetivo (ECV) diminuiu acentuadamente, e o MAP diminuiu. No entanto, devido à estimulação do nervo vago, não houve aumento compensatório da frequência cardíaca em ratos. Neste experimento, descobrimos que os ratos sofreram mudanças hemodinâmicas significativas em 5 minutos de ligadura e liberação de vasos, que atenderam à definição da síndrome isquemia-reperfusão.
Isquemia ocorreu em alguns tecidos fora do fígado. Após a fase anháptica, o ECV aumentou. O MAP voltou ao normal após o IVC e o PV serem desbloqueados, com lesão ocorrendo fora do fígado após a reperfusão. Além disso, o IRI do fígado do doador produziu mediadores inflamatórios (TNF-α, interleucina-1, interleucina-6, interleucina-8) que atacaram os órgãos distais21. Neste experimento, foram simuladas a hemodinâmica durante a fase anháptica, o que causou o congestionamento passivo de IVC e rim, danos à barreira gastrointestinal, translocação bacteriana, isquemia dos órgãos (por exemplo, pulmão, coração, pâncreas, rim, etc.) onde está localizado o SVC, e IRI para os órgãos extrahepticos.
Os achados patológicos mostraram que o pico da lesão isquêmica e o tempo de recuperação foram diferentes em cada órgão. Embora o armazenamento frio e os danos causados por fatores imunológicos não puderam ser simulados neste estudo, o IRI anháptico pode ser replicado e comparado com outros modelos animais para pesquisar lesões extrahápticas de órgãos. Nosso modelo e modelo OLT podem ser comparados e observados para fornecer uma base para a pesquisa sobre lesão de órgãos extraháticos. Além disso, nosso modelo é semelhante a algumas operações clínicas de fígado, como a de Hilar cholangiocarcinoma. Hilar cholangiocarcinoma é um tumor maligno que frequentemente invade o PV ou o IVC e muitas vezes requer fixação pv durante a cirurgia22. Foi realizada a reconstrução do portal hepático; quando o tumor invade o IVC, a fixação intraoperatória do IVC também é necessária, e as alterações hemodinâmicas resultantes são consistentes com o nosso modelo.
Resumindo, nosso modelo em ratos é fácil de usar e simples, sem microcirurgia, e fornece a base para pesquisas fundamentais sobre IRI de órgãos extraháticos após isquemia hepática.
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Disclosures
Os autores deste manuscrito não têm conflitos de interesse para divulgar.
Acknowledgments
Gostaríamos de reconhecer as sugestões úteis dadas pelo Dr. Wen-tao Li e pelo Dr. Ji-hua Wu do Segundo Hospital Afiliado da Universidade Médica de Guangxi. Os autores gostariam de agradecer aos nossos companheiros de equipe por comentários e discussões úteis. Os autores também gostariam de agradecer aos revisores anônimos e editores do JoVE por seus comentários. Um agradecimento especial deve ir aos pais do Dr. Yuan por seu apoio contínuo e encorajamento. O trabalho contou com o apoio da Fundação Ningbo de Ciências Naturais (2014A610248).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 4% paraformaldehyde solution | Shanghai Macklin Biochemical Co.,Ltd | P804536 | |
| air drying oven | Shanghai Binglin Electronic Technology Co., Ltd. | BPG | |
| Alanine aminotransferase (ALT)Kit | Elabscience Biotechnology Co.,Ltd | E-BC-K235-S | |
| ammonia | Sinopharm Chemical Reagents Co. Ltd | 10002118 | |
| amylase Kit | Elabscience Biotechnology Co.,Ltd | E-BC-K005-M | |
| anhydrous ethanol | Sinopharm Chemical Reagents Co. Ltd | 100092183 | |
| Animal anesthesia machine | Shenzhen Ruiwode Life Technology Co. Ltd | R640 | |
| aspartate aminotransferase (AST)kit | Rayto Life and Analytical Sciences Co., Ltd. | S03040 | |
| automatic biochemical analyzer. | SIEMENS AG FWB:SIE, NYSE:SI Co., Ltd. | 2400 | |
| Biosystems (when nessary) | Chengdu Taimeng Electronics Co., Ltd. | BL-420F | |
| Centrifuge | Baiyang Medical Instrument Co., Ltd. | BY-600A | |
| cover glass | Jiangsu Shitai Experimental Equipment Co. Ltd | 10212432C | |
| creatinine Kit | Rayto Life and Analytical Sciences Co., Ltd. | S03076 | |
| dewatering machine | Hungary 3DHISTECH Co.,Ltd | Donatello Series 2 | |
| embedding machine | Hubei Xiaogan Kuohai Medical Technology Co., Ltd. | KH-BL1 | |
| frozen machine | Wuhan Junjie Electronics Co., Ltd | JB-L5 | |
| hematoxylin-eosin dye solution | Wuhan Saiwell Biotechnology Co., Ltd | G1005 | |
| high-efficiency paraffin wax | Shanghai huayong paraffin wax co., Ltd | Q/YSQN40-91 | |
| hydrochloric acid | Sinopharm Chemical Reagents Co. Ltd | 10011018 | |
| intraocular lens (IOL)forceps | Guangzhou Guangmei Medical Equipment Co., Ltd. | JTZRN | |
| Isoflurane | Shenzhen Ruiwode Life Technology Co. Ltd | — | |
| micro Scissors(when nessary) | Shanghai Surgical Instrument Factory | WA1010 | |
| needle holders | Shanghai Surgical Instrument Factory | J32010 | |
| neutral gum | Shanghai Huashen Healing Equipment Co.,Ltd. | — | |
| normal optical microscope | Nikon Instrument Shanghai Co., Ltd | Nikon Eclipse CI | |
| ophthalmic forceps | Shanghai Surgical Instrument Factory | J3CO30 | straight |
| ophthalmic forceps | Shanghai Surgical Instrument Factory | JD1060 | bending |
| ophthalmic Scissors | Shanghai Surgical Instrument Factory | J1E0 | |
| pathological slicer | Shanghai Leica Instrument Co., Ltd | RM2016 | |
| pipettes | Dragon Laboratory Instruments Co., Ltd. | 7010101008 | |
| retractors | Beijing Jinuotai Technology Development Co.,Ltd. | JNT-KXQ | |
| scanner | Hungary 3DHISTECH Co.,Ltd | Pannoramic 250 | |
| slide | Wuhan Saiwell Biotechnology Co., Ltd | G6004 | |
| xylene | Sinopharm Chemical Reagents Co. Ltd | 1330-20-7 |
References
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