Her beskriver, sammenligner og kontrasterer vi to forskjellige teknikker for nøyaktig follikkeltelling av fast musovarisk vev.
Seksuelt reproduserende kvinnelige pattedyr er født med hele livet tilførsel av oocytter. Umodne, quiescent oocytter finnes i primordiale follikler, lagringsenheten til den kvinnelige bakterien. De er ikke-fornybare, og dermed deres antall ved fødselen og påfølgende tapsrate dikterer i stor grad den kvinnelige fruktbare levetiden. Nøyaktig kvantifisering av opprinnelige follikkeltall hos kvinner og dyr er avgjørende for å bestemme virkningen av medisiner og toksiske stoffer på eggstokkreservatet. Det er også nødvendig for å evaluere behovet for, og suksess av, eksisterende og fremvoksende fruktbarhet bevaring teknikker. For tiden finnes det ingen metoder for å nøyaktig måle antall primordiale follikler som består av eggstokkreservatet hos kvinner. Videre er det ofte ikke mulig å skaffe eggstokkvev fra store dyr eller truede arter for eksperimentering. Dermed har mus blitt en viktig modell for slike studier, og evnen til å evaluere opprinnelige follikkeltall i hele museovaries er et kritisk verktøy. Rapporter om absolutte follikkeltall i museovaries i litteraturen er imidlertid svært variable, noe som gjør det vanskelig å sammenligne og / eller replikere data. Dette skyldes en rekke faktorer, inkludert belastning, alder, behandlingsgrupper, samt tekniske forskjeller i metodene for telling ansatt. I denne artikkelen gir vi en trinnvis instruksjonsveiledning for å forberede histologiske seksjoner og telle primordiale follikler i museovaries ved hjelp av to forskjellige metoder: [1] stereologi, som er avhengig av fraksjonator / optisk dissektorteknikk; og [2] den direkte telleteknikken. Noen av de viktigste fordelene og ulempene ved hver metode vil bli fremhevet slik at reproduserbarhet kan forbedres på feltet og for å gjøre det mulig for forskere å velge den mest hensiktsmessige metoden for studiene.
De umodne, meiotisk arresterte oocyttene som er lagret i primordiale follikler i eggstokken, er lagringsenheten for den kvinnelige bakterien og utgjør en persons livstids eggstokkreservat. Primordial follikkel tall avtar naturlig med alder1, eller alternativt, kan være for tidlig utarmet etter eksponering for eksogene kjemikalier, inkludert noen legemidler og miljøgifter i luft, mat og vann2. Gitt at det opprinnelige follikkelnummeret er begrenset, bestemmer mengden og kvaliteten på follikler som er tilstede i eggstokken i stor grad kvinnelig fruktbarhet og avkom helse. Dermed er nøyaktig kvantifisering av primordial follikkeltall hos kvinner avgjørende for å evaluere off-target virkningene av eksogene fornærmelser på eggstokkreservatet.
Hos kvinner er analyse av hele eggstokken generelt ikke mulig, og dermed må ikke-invasive surrogatmål av eggstokkreservatet brukes i en klinisk setting. Anti-Mϋllerian hormon (AMH) er den mest brukte surrogat biomarkør klinisk3. Serum AMH nivåer måles ofte hos kvinner i avansert mors alder, eller før og etter kreft behandling, for eksempel kjemoterapi. AMH produseres imidlertid av voksende follikler og ikke av primordiale follikler, og dermed informerer serumnivåer ikke om absolutt primordial follikkelnummer.
Med fravær av metoder for å nøyaktig bestemme primordial follikkel nummer hos kvinner in situ, teller ovarie follikler i små dyremodeller, som gnagere, er fortsatt et viktig forskningsverktøy for å vurdere i hvilken grad eksogene fornærmelser påvirker primordiale follikler og dermed fruktbarhet. Dessverre er rapporter gjennom hele litteraturen av primordiale follikkeltall i gnagermodeller svært variable4. En viktig årsak til dette er mye rapporterte tekniske forskjeller i tellemetoden som benyttes. Overveiende er det to forskjellige teknikker beskrevet i litteraturen for opplisting av primordiale follikler hos mus. Disse inkluderer stereologi, som benytter fraksjonator optisk dissektormetode, og direkte follikkel teller.
Stereologi er allment ansett gullstandarden som den bruker systematisk ensartet tilfeldig prøvetaking5, noe som gjør den til den mest nøyaktige metoden for å kvantifisere primordial follikkel nummer i hel mus, eller rotte eggstokkene4,6,7. Stereologi er objektiv, da den står for den tredimensjonale strukturen til objektet av interesse8. Ved hjelp av en optisk dissektor/fraksjonatormetode påføres tre nivåer av prøvetaking for å kvantifisere primordiale follikler ved hjelp av tykke vevsseksjoner (f.eks. 20 μm) innenfor en kjent brøkdel av den totale museovalogen. For det første velges prøvetakingsintervallet (f.eks. hver3. seksjon) ved en tilfeldig start (prøvetakingsfraksjon 1, f1)4. Seksjoner prøves deretter på en systematisk, ensartet måte fra dette punktet gjennom hele eggstokken. Deretter legges en objektiv telleramme over eggstokkdelen og flyttes gradvis langs et definert, randomisert tellerutenett (prøvetakingsbrøk 2, f2)8. Til slutt blir en kjent brøkdel av seksjonstykkelsen optisk samplet (f.eks. 10 μm) og follikler innenfor dette området telles (prøvetakingsfraksjon 3, f3)4. Råfosikknummeret multipliseres med det motsatte av disse prøvetakingsfraksjonene for å oppnå den endelige verdien. Denne metoden krever ekspertopplæring og utstyr, inkludert et mikroskop med et motorisert stadium drevet av stereologisk programvare. Vev bør bevares i en spesialisert Bouins fixative, og innebygd i glykolmethacrylate harpiks for å tillate tykke vevsseksjoner å bli kuttet ved hjelp av en glykolmethacrylate harpiksmikrotom med en glasskniv. Denne metoden er designet for å ta hensyn til vevskrymping og deformasjon, for best å bevare den tredimensjonale morfologiske strukturen til eggstokken og folliklene9.
Direkte follikkeltelling er den mest brukte metoden for å telle follikler10. Mer vanlige fikseringer (dvs. formalin) kan brukes, etterfulgt av parafinvoksinnbygging og uttømmende seriell seksjonering ved hjelp av en standard mikrotom med en tykkelse på mellom 4-6 μm. Follikler telles systematisk i hele vevsdelen med et definert intervall, og multipliseres deretter med det motsatte av prøvetakingsintervallet for å oppnå det totale follikkelestimatet. Denne metoden er rask, enkel, kan utføres ved hjelp av arkivert vev, og fremstilles ved hjelp av standard histologiske teknikker. Det krever bare et lett mikroskop med standard bildebehandlingsfunksjoner. Til tross for disse fordelene mangler imidlertid direkte follikkeltelling nøyaktigheten og strenge telleparametere for stereologi, noe som gjør den mer utsatt for undersøkerbias. I tillegg kan vev gjennomgå krymping og deformasjon under behandling, forstyrre integriteten og morfologien til eggstokken og dermed gjøre follikkelklassifisering og kvantifisering vanskelig.
Målet med denne artikkelen er å beskrive to ofte brukte metoder for kvantitativt å vurdere primordial follikkelnummer i museovaries: stereologi og direkte follikkeltelling. Vi vil gi detaljerte protokoller for disse to metodene og fremheve noen av deres styrker og svakheter, for å forbedre reproduserbarheten på vårt felt og la forskere ta en informert beslutning om den mest hensiktsmessige tellemetoden for studiene.
Denne artikkelen inneholder en trinnvis protokoll for gullstandardteknikken for opplisting av musprimordiale follikler, stereologi og den mer brukte metoden for direkte follikkeltelling. Kjemoterapi behandling ble brukt til å sammenligne og kontrast resultatene oppnådd fra disse to forskjellige metoder innenfor venstre og høyre eggstokk fra samme dyr. Begge metodene avdekket høy variasjon mellom dyr i opprinnelige follikkeltall. En betydelig uttømming av ovariereservatet ble registrert ved hjelp av stereologi, men d…
The authors have nothing to disclose.
Dette arbeidet ble gjort mulig gjennom viktoriansk statlig operasjonell infrastrukturstøtte og den australske regjeringen NHMRC IRIISS og støttet av midler fra National Health and Medical Research Council (ALW #1120300) og Australian Research Council (KJH #FT190100265). Forfatterne ønsker å anerkjenne den tekniske støtten til Monash Animal Research Platform, Monash Histology Platform og Monash Micro Imaging-anlegget.
1-Butanol (HPLC) | Fisher Chemical | #A383-1 | |
Acid alcohol | Amber Scientific | #ACDL | |
Bouin’s fixative | Sigma-Aldrich | #HT10132 | Picric acid 0.9% (w/v), formaldehyde 9% (v/v), acetic acid 5% (w/v) |
Cyclophosphamide | Sigma-Aldrich | #C0768-5G | |
Dibutylphthalate Polystyrene Xylene (DPX) | Sigma-Aldrich | #06522 | |
Ethanol | Amber Scientific | #ETH | Ethanol 100% |
Micro Feather opthalmic scalpel with aluminium handle | Designs for Vision | #FEA-745-SR | Feather blade for dissections (seen in Figure 1) |
Formalin fixative | Australian Biostain | #ANBFC | |
Glass coverslip | Thermo Scientific | #MENCS22501GP | 22 mm x 50 mm |
Glycomethacrylate resin RM2165 microtome | Leica Microsystems | #RM2165 | |
Glycolmethacrylate DPX | *made in house | *Mix 1.5 L Xylene; 800 g polystyrene pellets; 100mL Dibutyl phthalate for 3 weeks | |
Histolene | Trajan | #11031 | |
Mayer’s haematoxylin | Amber Scientific | #MH | |
Olympus BX50 microscope | Olympus | #BX50 | Brightfield microscope fitted with 10x dry & 100x oil immersion objective (numerical aperture 1.3) |
Olympus immersion oil type-F | Olympus | #IMMOIL-F30CC | |
Olympus TH4-200 light source | Olympus | #TH4-200 | |
Paraffin wax | Sigma-Aldrich | #03987 | |
Periodic acid | Trajan | #PERI1% | Periodic acid 1% |
Rotary Microtome CUT 4060 | MicroTec | #4060R/F | Used to cut paraffin sections |
Schiff’s reagent | Trajan | #SCHF | |
Scott's tap water | Amber Scientific | #SCOT | Potassium carbonate, magnesium sulphate, water |
StereoInvestigator Stereological System | MBF Bioscience | Includes StereoInvestigator software, multi-control unit, automatic stage and joystick | |
Superfrost microscope slides | Thermo Scientific | #MENSF41296SP | 1 mm, 72 pcs |
Technovit 7100 Plastic embedding system | Emgrid Australia | #64709003 | 500 mL/5 x 1 g/40 mL |
Technovit 3040 yellow | Emgrid Australia | #64708805 | 100 g/80 mL |