JoVE Journal > Engineering
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Results
Discussion
Disclosures
Acknowledgements
Materials
References
Automatic Translation
Engineering

En multi-cue bioreaktor for å evaluere den inflammatoriske og regenerative kapasiteten til biomaterialer under strømning og strekk

Published: December 10, 2020
doi:
10.3791/61824
, , , , , , ,
1Department of Biomedical Engineering,Eindhoven University of Technology, 2Institute for Complex Molecular Systems (ICMS),Eindhoven University of Technology

Summary

Målet med denne protokollen er å utføre en dynamisk samkultur av menneskelige makrofager og myofibroblaster i rørformede elektrospun stillaser for å undersøke materialdrevet vevregenerering, ved hjelp av en bioreaktor som muliggjør frakobling av skjærspenning og syklisk strekk.

Abstract

Bruk av resorberbare biomaterialer for å indusere regenerering direkte i kroppen er en attraktiv strategi fra et translasjonelt perspektiv. Slike materialer induserer en inflammatorisk respons ved implantasjon, som er driveren for etterfølgende resorpsjon av materialet og regenerering av nytt vev. Denne strategien, også kjent som in situ vevsteknikk, forfølges for å oppnå kardiovaskulære erstatninger som vevskonstruerte vaskulære transplantater. Både de inflammatoriske og regenerative prosessene bestemmes av de lokale biomekaniske signalene på stillaset (dvs. strekk og skjærspenning). Her beskriver vi i detalj bruken av en spesialutviklet bioreaktor som unikt muliggjør frakobling av strekk- og skjærspenning på et rørformet stillas. Dette muliggjør systematisk og standardisert evaluering av den inflammatoriske og regenerative kapasiteten til rørformede stillaser under påvirkning av godt kontrollerte mekaniske belastninger, som vi demonstrerer på grunnlag av et dynamisk samkultureksperiment ved hjelp av menneskelige makrofager og myofibroblaster. De viktigste praktiske trinnene i denne tilnærmingen – konstruksjon og oppsett av bioreaktoren, tilberedning av stillasene og cellesåing, påføring og vedlikehold av strekk- og skjærstrøm og prøvehøsting for analyse – diskuteres i detalj.

Introduction

Kardiovaskulær vevsteknikk (TE) forfølges som et alternativt behandlingsalternativ til de nåværende brukte permanente kardiovaskulære protesene (f.eks. vaskulære transplantater, hjerteklafferstatninger), som er suboptimale for store kohorter av pasienter1,2,3,4. Ettertraktede bruksområder inkluderer vevskonstruerte vaskulære transplantater (TEVG)5,6 og hjerteklaffer (TEHVer)7,8. Ofte bruker kardiovaskulære TE-metoder resorberbare biomaterialer (enten naturlige eller syntetiske) som tjener som et lærerikt stillas for det nye vevet som skal dannes. Dannelsen av nytt vev kan enten konstrueres helt in vitro, ved å så stillaset med celler og kultivering i en bioreaktor før implantasjon (in vitro TE)9,10,11, eller direkte in situ, der det syntetiske stillaset implanteres uten pre-culturing for å indusere dannelsen av nytt vev direkte i kroppen (in s TEitu)12,13,13,1 . For både in vitro og in situ kardiovaskulær TE tilnærminger, vellykket funksjonell regenerering er dominerende avhengig av både verten immunrespons på implantert konstruksjon og passende biomekanisk lasting.

Betydningen av biomekanisk lasting for kardiovaskulær TE er godt anerkjent15. Når det gjelder kardiovaskulære implantater, blir cellene som fyller stillaset utsatt for syklisk strekk og skjærspenninger som oppstår som følge av det hemodynamiske miljøet. Tallrike studier har rapportert den stimulatoriske effekten av (syklisk) strekk på dannelsen av matrisekomponenter, for eksempel kollagen16,17,18,19, glykosaminoglykaner (GAG)20og elastin21,22, av ulike celletyper. For eksempel viste Huang et al. at biaxial strekk forhøyet avsetningen og organiseringen av kollagen og elastin i in vitro TEVGs ved hjelp av en vaskulær bioreaktor23. Selv om vektleggingen typisk ligger på strekk som den dominerende belastningen, bruker disse studiene ofte strømningsdrevne bioreaktorer der prøven også utsettes for skjærstrøm. Selv om relativt lite er kjent om den isolerte påvirkningen av skjærspenninger på vevsdannelse og betennelse i 3D, er noen data tilgjengelige. For eksempel viste Hinderer et al. og Eoh et al. at skjærstrøm, i tillegg til en 3D stillasmikrostruktur, var viktig for dannelsen av moden elastin av humane vaskulære glatte muskelceller i et in vitro-modellsystem24,25. Til sammen illustrerer disse funnene relevansen av både syklisk strekk og skjærspenning for kardiovaskulær TE.

En annen viktig determinant for suksess eller svikt i TE-implantater er vertens immunrespons på den implanterte graft26. Dette er spesielt viktig for materialdrevne IN SITU TE-strategier, som faktisk er avhengige av den akutte inflammatoriske responsen på stillaset for å starte de påfølgende prosessene for cellulær tilstrømning og endogen vevsdannelse og ombygging27. Makrofagen er en kritisk initiativtaker til funksjonell vevregenerering, som har blitt vist ved flere studier28,29,30. Analogt med sårheling styres regenerering av vev ved parakriminalisering mellom makrofager og vevsproduserende celler som fibroblaster og myofibroblaster31,32,33. I tillegg til å koordinere ny vevsavsetning, er makrofager involvert i aktiv resorpsjon av utenlandsk stillasmateriale34,35. Som sådan har in vitro makrofagresponsen til en biomateriale blitt identifisert som en prediktiv parameter for in vivo-suksessen tilimplantater 36,37,38.

Makrofagresponsen på et implantert stillas er avhengig av stillasdesignfunksjoner som materialsammensetning og mikrostruktur35,39,40. I tillegg til stillasegenskaper påvirkes også makrofagresponsen på et stillas og deres krysstale med myofibroblaster av hemodynamiske belastninger. For eksempel ble syklisk strekning vist å være en viktig modulator av makrofag fenotype41,42,43,44 og sekresjonen av cytokiner43,44,45,46 i 3D elektrospun stillaser. Ved hjelp av et samkultursystem av makrofager og vaskulære glatte muskelceller viste Battiston et al. at tilstedeværelsen av makrofager førte til økte nivåer av elastin og GAG og at moderate nivåer av syklisk strekning (1,07-1,10) stimulerte avsetningen av kollagen I og elastin47. I tidligere arbeider har vi vist at skjærspenning er en viktig determinant for monocyttrekruttering til 3D-elektrospun stillaser48,49, og at både skjærspenning og syklisk strekk påvirker parakrinen som signaliserer mellom menneskelige monocytter og mesenchymale stromalceller50. Fahy et al. viste at skjærstrømmen økte sekresjonen av proinflammatoriske cytokiner av menneskelige monocytter51.

Samlet sett viser ovennevnte bevis at en tilstrekkelig forståelse av og kontroll over hemodynamiske belastninger er avgjørende for kardiovaskulær TE, og at det er viktig å vurdere den inflammatoriske responsen for å oppnå dette. Tallrike bioreaktorer har tidligere blitt beskrevet for in vitro52,53,54,55,56,57,58 eller ex vivo59,60,61 kultur av kardiovaskulært vev. Imidlertid er alle disse systemene designet for å etterligne de fysiologiske hemodynamiske lasteforholdene så mye som mulig. Selv om dette er svært verdifullt med det formål å skape kardiovaskulære vev in vitro eller opprettholde ex vivo-kulturer, tillater slike systemer ikke systematiske studier i de individuelle effektene av individuelle signaler. Dette skyldes at anvendelsen av både syklisk strekk og skjærspenning i disse bioreaktorer er drevet av samme trykkstrøm, som i seg selv forbinder dem. Mens mikrosystemer som tillater nøyaktig multi-cue mekanisk manipulasjon er beskrevet for 2D-substrater62 eller 3D hydrogel oppsett63,64, slike oppsett tillater ikke inkorporering av elastomeriske 3D biomaterialer stillaser.

Her presenterer vi anvendelsen av et rørformet bioreaktorsystem som unikt muliggjør frakobling av skjærspenning og syklisk strekning og bidrar til mekanistisk å undersøke deres individuelle og kombinerte effekter. Dette systemet gjør det mulig å teste et bredt utvalg av vevskonstruerte vaskulære transplantater (f.eks. syntetisk eller naturlig opprinnelse, forskjellig mikroarkitektur, ulike porøsiteter). For effektivt å koble fra anvendelsen av skjærspenning og strekk, er nøkkelbegrepene som bioreaktoren bruker (1) separasjon av kontrollen av skjærspenning og strekk ved hjelp av distinkte pumpesystemer og (2) stimulering av stillasene på en “inside-out” måte med beregningsdrevne dimensjoner. Strømning påføres på utsiden av det rørformede stillaset ved bruk av en strømningspumpe, mens omkretsstrekning av stillaset induseres ved å utvide et silikonrør som stillaset er montert ved bruk av en separat strekkpumpe. Dimensjonene til silikonrøret og glassrøret som inneholder konstruksjonen er nøye valgt og validert ved hjelp av beregningsvæskedynamikksimuleringer, for å sikre at skjærspenningen på stillaset (på grunn av strømning) og omkretsstrekningen (på grunn av rørutvidelse) ikke påvirker hverandre betydelig. Denne innvendige designen har flere praktiske begrunnelser. Hvis strekk påføres av det lysende væsketrykket (ligner fysiologisk belastning), krever det iboende at prøvedesignet er lekkasjefritt. I tillegg vil trykket som kreves for å strekke prøven være helt bestemt av prøvestivheten, som kan variere mellom prøver og innenfor en prøve over tid, noe som gjør det vanskelig å kontrollere strekningen. Denne bioreaktoren monterer vevskonstruert graft rundt et silikonrør og tillater veggskjærstress (WSS) -applikasjon på graftens yttervegg og trykker graftet fra innsiden. På denne måten kan like lasteforhold mellom prøver og innenfor prøver over tid sikres, og dessuten kan prøvene lekke, som det er vanlig for porøse vaskulære stillaser19. Denne innside-ut bioreaktoren er spesielt beregnet for systematiske studier på effekten av skjær og / eller strekk, i stedet for å konstruere et innfødt-lignende blodkar in vitro, som tradisjonelle vaskulære bioreaktoroppsett er mer egnet for. Se figur 1A–B for bioreaktordesigntegningene, og tilhørende tabell 1 for funksjonsbeskrivelse og begrunnelse bak bioreaktorens hovedkomponenter.

Bruken av bioreaktoren er demonstrert på grunnlag av en rekke nyere studier av vår gruppe der vi undersøkte de individuelle og kombinerte påvirkningene av skjærspenning og syklisk strekk på betennelse og vevsdannelse i resorberbare elektrospun stillaser for in situ kardiovaskulært vev19,43,44. For det formål brukte vi menneskelige makrofager og myofibroblaster enten i mono- eller i samkultur for å simulere de ulike fasene av in situ regenerativ kaskade. Vi har vist at cytokinsekresjon av menneskelige makrofager er tydelig påvirket av både syklisk strekk og skjærspenning, som påvirker matriseavsetningen og organiseringen av menneskelige myofibroblaster i disse stillasene, både via parakrinesignalering og direkte kontakt19,43,44. Spesielt viste disse studiene at i tilfelle kombinert påføring av skjærspenning og strekk, er effektene på vevsdannelse og betennelse enten dominert av en av de to belastningene, eller det er synergistiske effekter av begge belastningene. Disse funnene illustrerer relevansen av frakobling av begge belastningene for å få en bedre forståelse av det mekaniske miljøets bidrag i TE-prosesser. Denne forståelsen kan anvendes for systematisk å optimalisere stillasdesignparametere i relevante hemodynamiske lasteregimer. I tillegg kan mekanistiske data fra slike velkontrollerte miljøer fungere som inndata for numeriske modeller som utvikles for å forutsi løpet av in situ vevsoppussing, som nylig rapportert for TEVGs65 eller TEHVs66, for ytterligere å forbedre prediktiv kapasitet.

Protocol

I studiene beskrevet i denne protokollen, primære menneskelige makrofager isolert fra perifere blod buffy strøk og menneskelige myofibroblaster isolert fra saphenous venen etter koronar bi-pass kirurgi har blitt brukt44. De buffy jakkene ble hentet fra friske, anonymiserte frivillige som ga skriftlig informert samtykke, som ble godkjent av Sanquin Research Institutional Medical Ethical Committee. Bruken av humane vena saphena celler (HVSCs) var i samsvar med “Code Proper Secondary Use of Human T…

Representative Results

Denne bioreaktoren ble utviklet for å studere de individuelle og kombinerte effektene av skjærspenning og syklisk strekk på vaskulær vevsvekst og ombygging i 3D biomaterialer. Bioreaktorens utforming gjør det mulig å dyrke opptil åtte vaskulære konstruksjoner under ulike lasteforhold (Figur 1A). De vaskulære konstruksjonene er plassert i et strømningskulturkammer (figur 1B) der både omkretsstrekningen og WSS kan kontrolleres uavhengig. Det øverste ro…

Discussion

Bioreaktoren som er beskrevet her, muliggjør systematisk evaluering av bidragene fra individet og kombinerte effekter av skjærspenning og syklisk strekk på betennelse og vevregenerering i rørformede resorberbare stillaser. Denne tilnærmingen gjør det også mulig å utføre et stort utvalg av analyser på vaskulære konstruksjoner, som eksemplifisert i den representative resultatseksjonen. Disse resultatene viser den særegne effekten av de ulike hemodynamiske lasteregimene (dvs. forskjellige kombinasjoner av skjær…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Denne studien er økonomisk støttet av ZonMw som en del av LSH 2Treat-programmet (436001003) og Dutch Kidney Foundation (14a2d507). N.A.K. anerkjenner støtte fra Det europeiske forskningsrådet (851960). Vi anerkjenner takknemlig gravitasjonsprogrammet “Materials Driven Regeneration”, finansiert av Den nederlandske organisasjonen for vitenskapelig forskning (024.003.013).

Materials

advanced Dulbecco’s modified EagleMedium (aDMEM) Gibco 12491-015 cell culture medium for fibroblasts
Aqua Stabil Julabo 8940012 prevent microorganism growth in bioreactor-hydraulic reservoir
Bovine fibrinogen Sigma F8630 to prepare fibrinogen gel to seed the cells on the electrospun scaffold
Bovine thrombin Sigma T4648 to prepare fibrinogen gel to seed the cells on the electrospun scaffold
Centrifuge Eppendorf 5804 to spin down cells and conditioned medium
Clamp scissor – "kelly forceps" Almedic P-422 clamp the silicone tubing and apply pre-stretch to the scaffold so the scaffold can be sutured into the engraved groove (autoclave at step 1, step 7)
CO2 cell culture incubators Sanyo MCO-170AIC-PE for cell culturing
Compressed air reservoir Festo CRVZS-5 smoothing air pressure fluctuations and create time delays for pressure build-up
Custom Matlab script to calculate the maximum stretches Matlab R2017. The Mathworks, Natick, MA calculate the minimum and maximum outer diameter of the electrospun scaffold
Data acquisition board National Instruments BNC-2090 data processing in between amplifier system and computer
Ethanol VWR VWRK4096-9005 to keep sterile working conditions
Fetal bovine calf serum (FBS) Greiner 758087 cell culture medium supplement; serum-supplement
Flow culture chamber compartments, consisting of a pressure conduit with engraved grooves and small holes to apply pressure on silicone tubing, a screw thread, nose cone, top compartment with flow inlet and bottom compartment flow outlet, adapter bushing Custom made, Department of Biomedical Engineering, Eindhoven University of Technology n.a. flow culture chamber compartments (autoclave at step 1, step 7)
Glass Pasteur pipet Assistant HE40567002 apply vacuum on electrospun scaffold (autoclave at step 1)
Glass tubes of the flow culture chamber Custon made, Equipment & Prototype Center, Eindhoven University of Technology n.a. part of the flow culture chamber (clean and store in 70% ethanol, at step 1 and 7)
GlutaMax Gibco 35050061 cell culture medium amino acid supplement, minimizes ammonia build-up
High speed camera MotionScope M-5 to monitor the stretch during culture; time-lapse photographs of the scaffolds are captured at a frequency of 30 Hz for 6 sec (i.e. 3 stretch cycles)
High speed camera lens – Micro-NIKKOR 55mm f/2.8 – lens Nikon JAA616AB to monitor the stretch during culture; time-lapse photographs of the scaffolds are captured at a frequency of 30 Hz for 6 sec (i.e. 3 stretch cycles)
Hose clip ibidi GmbH 10821 block medium flow (autoclave at step 1, step 7)
Hydraulic reservoir with 8 screw threads for 8 flow culture chambers Custom made, Department of Biomedical Engineering, Eindhoven University of Technology n.a. to apply pressure to the silicone mounted constructs (clean outside with a paper tissue with 70% ethanol, rinse reservoir with 70% ethanol followed by demi water, at step 1 and 7)
Ibidi pump system (8x) including ibidi pump, PumpControl software, fluidic unit, perfusion set (medium tubing), air pressure tubing, drying bottles with orange silica beads ibidi GmbH 10902 set up used to control the flow in the flow culture chambers. Note 1: the ibidi pumps were modified by the manufacturer to enable 200 mbar capacity. Note 2: can be replaced by pump system of other manufacturer, as long as same flow regimes can be applied.
Knives (no.10 sterile blades, individual foil pack) and scalpel handle (stainless steel, individually wrapped) Swann Morton 0301; 0933 to cut the silicone tubing in the correct size for the scaffold and to cut the suture material
LabVIEW Software National Instruments version 2018 to control the stretch applied to the scaffolds
Laminar flow biosafety cabinet with UV light Labconco 302310001 to ensure sterile working conditions. The UV is used to decontaminate everything that cannot be autoclaved, or touched after autoclaving
Large and small petri dishes Greiner 664-160 for sterile working conditions
L-ascorbic acid 2-phosphate (vitamin C) Sigma A8960 cell culture medium supplement, important for collagen production
LED light cold source KL2500 Zeiss Schott AG to aid in visualization for the time lapse of the scaffolds during monitoring of the stretch
Luer (female and male) locks and connectors, white luer caps ibidi GmbH various, see (https://ibidi.com/26-flow-accessories) to close or connect parts of the bioreactor and the ibidi pump (autoclave at step 1, step 7)
Measuring amplifier (PICAS) PEEKEL instruments B.V. n.a. to amplify the signal from the pressure sensor and feedback to LabView
Medium reservoir (large syringes 60 mL) and reservoir holders ibidi GmbH 10974 medium reservoir (autoclave at step 1, step 7)
Medium tubing with 4.25 mm outer diameter and 1 mm inner diameter Rubber BV 1805 to allow for a larger flow rate, the ibidi medium tubing with larger diameter is used. Note: the part of medium tubing guided through the fluidic unit valves are the same as the default ibidi medium tubing
Motion Studio Software Idtvision 2.15.00 to make the high speed time lapse images for stretch monitoring
Needle (19G) BD Microlance 301700 together with thin flexible tubing used to fill the hydraulic reservoir with ultrapure water without adding air bubbles
Needle driver Adson 2429218 to handle the needle of the nylon suture through the silicone tube (autoclave at step 1, step 7)
Paper tissues Kleenex 38044001 for cleaning of the equipment with 70% ethanol
Parafilm Sigma P7793-1EA quick fix if leakage occurs
Penicillin/streptomycin (P/S) Lonza DE17-602E cell culture medium supplement; prevent bacterial contamination
Phosphate Buffered Saline (PBS) Sigma P4417-100TAB for storage and washing steps (autoclave at step 1)
Plastic containers (60 mL) with red screw caps Greiner 206202 to prepare the fibrinogen solution
Pneumatic cylinder Festo AEVC-20-10-I-P to actuate the Teflon bellow (clean with a paper tissue with 70% ethanol at step 1 and 7)
Polycaprolactone bisurea (PCL-BU) tubular scaffolds (3 mm inner diameter, 200 µm wall thickness, 20 mm length) SyMO-Chem, Eindhoven, The Netherlands n.a. produced using electrospinning from 15% (w/w) chloroform (Sigma; 372978) polymer solutions. See Van Haaften et al Tissue Engineering Part C (2018) for more details
Pressure conduit without holes (for static control) Custom made, Department of Biomedical Engineering, Eindhoven University of Technology n.a. to mount electrospun tubes on silicon tubing (autoclave at step 1, step 7)
Pressure sensor and transducer BD TC-XX and P 10 EZ the air pressure going to the pneumatic actuated pump is raised until it reaches the set pressure
Proportional air pressure control valve and pressure sensor Festo MPPES-3-1/8-2-010, 159596 provides compressed air to the pneumatic actuated pump
Roswell Park Memorial Institute 1640 (RPMI-1640) Gibco A1049101 cell culture medium for monocyte/macrophage
Safe lock Eppendorf tubes (1.5 mL) Eppendorf 30120086 multiple applications (autoclave at step 1)
Sodium dodecyl sulfate solution 20% Sigma 5030 Used to clean materials, at a concentration of 0.1%.  
Silicone O-rings Technirub 1250S to prevent leakage (autoclave at step 1, step 7)
Silicone tubing (2.8 mm outer diameter, 400 um wall thickness) Rubber BV 1805 to mount the electrospun tubes on the pressure conduits (autoclave at step 1)
Sterile tube (15 mL) Falcon 352095 multiple applications
Suture, 5-0 prolene with pre-attached taper point needle Ethicon, Johnson&Johnson EH7404H Prolene suture wire 5-0 (75cm length, TF taper point needle, 1/2 circle, 13 mm needle length)
Syringe (24 mL) B. Braun Melsungen AG 2057932 to add the ultrapure water or medium to the hydraulic reservoir or flow culture chamber
Syringe filter (0.2 µm) Satorius 17597-K to filter the fibrinogen solution
T150 cell culture flask with filter cap Nunc 178983 to degas culture medium
T75 Cell culture flask with filter cap Nunc 156499 to culture static control samples
Teflon bellow Custom made, Department of Biomedical Engineering, Eindhoven University of Technology n.a. to load the hydraulic reservoir (clean outside with a paper tissue with 70% ethanol at step 1 and 7)
Tray (stainless steel) PolarWare 15-248 for easy transport of the fluidic culture chambers and the bioreactor from incubator to laminar flow cabinet and back (clean with a paper tissue with 70% ethanol before and after use)
Tweezers Wironit 4910 sterile handling of individual parts (autoclave at step 1 and 7)
Ultrapure water Stakpure Omniapure UV 18200002 to correct for medium evaporation, mixed with aqua stabil mixed and used as hydraulic fluid. (autoclave ultrapure water at step 1)
UV light Philips TUV 30W/G30 T8 for decontamination of grafts and bioreactor parts before seeding
DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Chlupác, J., Filová, E., Bacáková, L. Blood vessel replacement: 50 years of development and tissue engineering paradigms in vascular surgery. Physiological Research. 58, 119-139 (2009).
  2. Huygens, S. A., et al. Bioprosthetic aortic valve replacement in elderly patients: Meta-analysis and microsimulation. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 157 (6), 2189-2197 (2019).
  3. Huygens, S. A., et al. Contemporary outcomes after surgical aortic valve replacement with bioprostheses and allografts: a systematic review and meta-analysis. European Journal of Cardio-Thoracic Surgery. 50 (4), 605-616 (2016).
  4. Loh, S. A., et al. Mid- and long-term results of the treatment of infrainguinal arterial occlusive disease with precuffed expanded polytetrafluoroethylene grafts compared with vein grafts. Annals of Vascular Surgery. 27 (2), 208-217 (2013).
  5. Tara, S., et al. Vessel bioengineering. Circulation Journal. 78 (1), 12-19 (2014).
  6. Huang, A. H., Niklason, L. E. Engineering of arteries in vitro. Cellular and Molecular Life Sciences. 71 (11), 2103-2118 (2014).
  7. Bouten, C. V. C., Smits, A. I. P. M., Baaijens, F. P. T. Can we grow valves inside the heart? Perspective on material-based in situ heart valve tissue engineering. Frontiers in Cardiovascular Medicine. 5, 54 (2018).
  8. Fioretta, E. S., et al. Next-generation tissue-engineered heart valves with repair, remodelling and regeneration capacity. Nature Reviews Cardiology. , (2020).
  9. Kirkton, R. D., et al. Bioengineered human acellular vessels recellularize and evolve into living blood vessels after human implantation. Science Translational Medicine. 11 (485), (2019).
  10. Gutowski, P., et al. Arterial reconstruction with human bioengineered acellular blood vessels in patients with peripheral arterial disease. Journal of Vascular Surgery. , (2020).
  11. Syedain, Z., et al. Tissue engineering of acellular vascular grafts capable of somatic growth in young lambs. Nature Communications. 7 (12951), 12951 (2016).
  12. Sugiura, T., et al. Tissue-engineered vascular grafts in children with congenital heart disease: intermediate term follow-up. Seminars in Thoracic and Cardiovascular Surgery. 30 (2), 175-179 (2018).
  13. Kluin, J., et al. In situ heart valve tissue engineering using a bioresorbable elastomeric implant – material design to 12 months follow-up in sheep. Biomaterials. 125, 101-117 (2017).
  14. Fioretta, E. S., et al. Differential leaflet remodeling of bone marrow cell pre-seeded versus nonseeded bioresorbable transcatheter pulmonary valve replacements. JACC. Basic to Translational Science. 5 (1), 15-31 (2020).
  15. Van Haaften, E. E., Bouten, C. V. C., Kurniawan, N. A. Vascular mechanobiology: towards control of. Cells. , 1-24 (2017).
  16. De Jonge, N., et al. Matrix production and organization by endothelial colony forming cells in mechanically strained engineered tissue constructs. PLoS ONE. 8 (9), 73161 (2013).
  17. Schmidt, J. B., Chen, K., Tranquillo, R. T. Effects of intermittent and incremental cyclic stretch on ERK signaling and collagen production in engineered tissue. Cellular and Molecular Bioengineering. 9 (1), 55-64 (2016).
  18. Luo, J., et al. Tissue-engineered vascular grafts with advanced mechanical strength from human iPSCs. Cell Stem Cell. 26 (2), 251-261 (2020).
  19. Van Haaften, E. E., et al. Decoupling the effect of shear stress and stretch on tissue growth and remodeling in a vascular graft. Tissue Engineering Part C: Methods. 24 (7), 418-429 (2018).
  20. Gupta, V., Tseng, H., Lawrence, B. D., Jane Grande-Allen, K. Effect of cyclic mechanical strain on glycosaminoglycan and proteoglycan synthesis by heart valve cells. Acta Biomaterialia. 5 (2), 531-540 (2009).
  21. Lin, S., Mequanint, K. Bioreactor-induced mesenchymal progenitor cell differentiation and elastic fiber assembly in engineered vascular tissues. Acta Biomaterialia. 59, 200-209 (2017).
  22. Venkataraman, L., Bashur, C. A., Ramamurthi, A. Impact of cyclic stretch on induced elastogenesis within collagenous conduits. Tissue Engineering. Part A. 20 (9-10), 1403-1415 (2014).
  23. Huang, A. H., et al. Biaxial stretch improves elastic fiber maturation, collagen arrangement, and mechanical properties in engineered arteries. Tissue Engineering Part C Methods. 22 (6), 524-533 (2016).
  24. Hinderer, S., et al. In vitro elastogenesis: instructing human vascular smooth muscle cells to generate an elastic fiber-containing extracellular matrix scaffold. Biomedical Materials. 10 (3), 034102 (2015).
  25. Eoh, J. H., et al. Enhanced elastin synthesis and maturation in human vascular smooth muscle tissue derived from induced-pluripotent stem cells. Acta Biomaterialia. 52, 49-59 (2017).
  26. Smits, A. I. P. M., Bouten, C. V. C. Tissue engineering meets immunoengineering: Prospective on personalized in situ tissue engineering strategies. Current Opinion in Biomedical Engineering. 6, 17-26 (2018).
  27. Wissing, T. B., Bonito, V., Bouten, C. V. C., Smits, A. I. P. M. Biomaterial-driven in situ cardiovascular tissue engineering-a multi-disciplinary perspective. npj Regenerative Medicine. 2 (1), 18 (2017).
  28. Hibino, N., et al. A critical role for macrophages in neovessel formation and the development of stenosis in tissue-engineered vascular grafts. The FASEB Journal. 25 (12), 4253-4263 (2011).
  29. Godwin, J. W., Pinto, A. R., Rosenthal, N. A. Macrophages are required for adult salamander limb regeneration. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 110 (23), 9415-9420 (2013).
  30. Godwin, J. W., Debuque, R., Salimova, E., Rosenthal, N. A. Heart regeneration in the salamander relies on macrophage-mediated control of fibroblast activation and the extracellular landscape. npj Regenerative Medicine. 2 (1), 22 (2017).
  31. McBane, J. E., Cai, K., Labow, R. S., Santerre, J. P. Co-culturing monocytes with smooth muscle cells improves cell distribution within a degradable polyurethane scaffold and reduces inflammatory cytokines. Acta Biomaterialia. 8 (2), 488-501 (2012).
  32. Battiston, K. G., Ouyang, B., Labow, R. S., Simmons, C. A., Santerre, J. P. Monocyte/macrophage cytokine activity regulates vascular smooth muscle cell function within a degradable polyurethane scaffold. Acta Biomaterialia. 10 (3), 1146-1155 (2014).
  33. Ploeger, D. T., et al. Cell plasticity in wound healing: paracrine factors of M1/ M2 polarized macrophages influence the phenotypical state of dermal fibroblasts. Cell Communication and Signaling. 11 (1), 29 (2013).
  34. McBane, J. E., Santerre, J. P., Labow, R. S. The interaction between hydrolytic and oxidative pathways in macrophage-mediated polyurethane degradation. Journal of Biomedical Materials Research. Part A. 82 (4), 984-994 (2007).
  35. Wissing, T. B., et al. Macrophage-driven biomaterial degradation depends on scaffold microarchitecture. Frontiers in Bioengineering and Biotechnology. 7, 87 (2019).
  36. Wolf, M. T., Vodovotz, Y., Tottey, S., Brown, B. N., Badylak, S. F. Predicting in vivo responses to biomaterials via combined in vitro and in silico analysis. Tissue Engineering Part C: Methods. 21 (2), 148-159 (2015).
  37. Grotenhuis, N., Bayon, Y., Lange, J. F., Van Osch, G. J. V. M., Bastiaansen-Jenniskens, Y. M. A culture model to analyze the acute biomaterial-dependent reaction of human primary macrophages. Biochemical and Biophysical Research Communications. 433 (1), 115-120 (2013).
  38. Jannasch, M., et al. A comparative multi-parametric in vitro model identifies the power of test conditions to predict the fibrotic tendency of a biomaterial. Scientific Reports. 7 (1), 1689 (2017).
  39. Wang, Z., et al. The effect of thick fibers and large pores of electrospun poly(ε-caprolactone) vascular grafts on macrophage polarization and arterial regeneration. Biomaterials. 35 (22), 5700-5710 (2014).
  40. McWhorter, F. Y., Davis, C. T., Liu, W. F. Physical and mechanical regulation of macrophage phenotype and function. Cellular and Molecular Life Sciences. 72 (7), 1303-1316 (2014).
  41. Ballotta, V., Driessen-Mol, A., Bouten, C. V. C., Baaijens, F. P. T. Strain-dependent modulation of macrophage polarization within scaffolds. Biomaterials. 35 (18), 4919-4928 (2014).
  42. Dziki, J. L., et al. The effect of mechanical loading upon extracellular matrix bioscaffold-mediated skeletal muscle remodeling. Tissue Engineering. Part A. 24 (1-2), 34-46 (2018).
  43. Wissing, T. B., et al. Hemodynamic loads distinctively impact the secretory profile of biomaterial-activated macrophages – implications for in situ vascular tissue engineering. Biomaterials Science. 8 (1), 132-147 (2020).
  44. Van Haaften, E. E., Wissing, T. B., Kurniawan, N. A., Smits, A. I. P. M., Bouten, C. V. C. Human in vitro model mimicking material-driven vascular regeneration reveals how cyclic stretch and shear stress differentially modulate inflammation and matrix deposition. Advanced Biosystems. 4 (6), 1900249 (2020).
  45. Ballotta, V., Smits, A. I. P. M., Driessen-Mol, A., Bouten, C. V. C., Baaijens, F. P. T. Synergistic protein secretion by mesenchymal stromal cells seeded in 3D scaffolds and circulating leukocytes in physiological flow. Biomaterials. 35 (33), 9100-9113 (2014).
  46. Bonito, V., de Kort, B. J., Bouten, C. V. C., Smits, A. I. P. M. Cyclic strain affects macrophage cytokine secretion and extracellular matrix turnover in electrospun scaffolds. Tissue Engineering Part A. 25 (17-18), 1310-1325 (2019).
  47. Battiston, K. G., Labow, R. S., Simmons, C. A., Santerre, J. P. Immunomodulatory polymeric scaffold enhances extracellular matrix production in cell co-cultures under dynamic mechanical stimulation. Acta Biomaterialia. 24, 74-86 (2015).
  48. Smits, A. I. P. M., Driessen-Mol, A., Bouten, C. V. C., Baaijens, F. P. T. A mesofluidics-based test platform for systematic development of scaffolds for in situ cardiovascular tissue engineering. Tissue Engineering Part C: Methods. 18 (6), 475-485 (2012).
  49. Smits, A. I. P. M., Ballotta, V., Driessen-Mol, A., Bouten, C. V. C., Baaijens, F. P. T. T. Shear flow affects selective monocyte recruitment into MCP-1-loaded scaffolds. Journal of Cellular and Molecular Medicine. 18 (11), 2176-2188 (2014).
  50. Ballotta, V., Smits, A. I. P. M., Driessen-Mol, A., Bouten, C. V. C., Baaijens, F. P. T. Synergistic protein secretion by mesenchymal stromal cells seeded in 3D scaffolds and circulating leukocytes in physiological flow. Biomaterials. 35 (33), 9100-9113 (2014).
  51. Fahy, N., Menzel, U., Alini, M., Stoddart, M. J. Shear and dynamic compression modulates the inflammatory phenotype of human monocytes in vitro. Frontiers in Immunology. 10, 383 (2019).
  52. Pennings, I., et al. Layer-specific cell differentiation in bi-layered vascular grafts under flow perfusion. Biofabrication. 12 (1), 015009 (2019).
  53. Wang, J., et al. Ex vivo blood vessel bioreactor for analysis of the biodegradation of magnesium stent models with and without vessel wall integration. Acta Biomater. 50, 546-555 (2017).
  54. Huang, A. H., et al. Design and use of a novel bioreactor for regeneration of biaxially stretched tissue-engineered vessels. Tissue Engineering. Part C, Methods. 21 (8), 841-851 (2015).
  55. Huang, A. H., Niklason, L. E. Engineering biological-based vascular grafts using a pulsatile bioreactor. Journal of Visualized Experiments. (52), e2646 (2011).
  56. Bono, N., et al. A Dual-mode bioreactor system for tissue engineered vascular models. Annals of Biomedical Engineering. 45 (6), 1496-1510 (2017).
  57. Wolf, F., et al. VascuTrainer: a mobile and disposable bioreactor system for the conditioning of tissue-engineered vascular grafts. Annals of Biomedical Engineering. 46 (4), 616-626 (2018).
  58. Ramaswamy, S., et al. A novel bioreactor for mechanobiological studies of engineered heart valve tissue formation under pulmonary arterial physiological flow conditions. Journal of Biomechanical Engineering. 136 (12), 121009 (2014).
  59. Piola, M., et al. A compact and automated ex vivo vessel culture system for the pulsatile pressure conditioning of human saphenous veins. Journal of Tissue Engineering and Regenerative Medicine. 10 (3), 204-215 (2016).
  60. Vanerio, N., Stijnen, M., de Mol, B. A. J. M., Kock, L. M. An innovative ex vivo vascular bioreactor as comprehensive tool to study the behavior of native blood vessels under physiologically relevant conditions. Journal of Engineering and Science in Medical Diagnostics and Therapy. 2 (4), (2019).
  61. Kural, M. H., Dai, G., Niklason, L. E., Gui, L. An ex vivo vessel injury model to study remodeling. Cell Transplantation. 27 (9), 1375-1389 (2018).
  62. Sinha, R., et al. A medium throughput device to study the effects of combinations of surface strains and fluid-flow shear stresses on cells. Lab on a Chip. 15 (2), 429-439 (2015).
  63. Beca, B. M., Sun, Y., Wong, E., Moraes, C., Simmons, C. A. Dynamic bioreactors with integrated microfabricated devices for mechanobiological screening. Tissue Engineering Part C: Methods. 25 (10), 581-592 (2019).
  64. Liu, H., Usprech, J., Sun, Y., Simmons, C. A. A microfabricated platform with hydrogel arrays for 3D mechanical stimulation of cells. Acta Biomaterialia. 34, 113-124 (2016).
  65. Szafron, J. M., Ramachandra, A. B., Breuer, C. K., Marsden, A. L., Humphrey, J. D. Optimization of tissue-engineered vascular graft design using computational modeling. Tissue Engineering Part C: Methods. 25 (10), 561-570 (2019).
  66. Emmert, M. Y., et al. Computational modeling guides tissue-engineered heart valve design for long-term in vivo performance in a translational sheep model. Science Translational Medicine. 10 (440), (2018).
  67. Mol, A., et al. Fibrin as a cell carrier in cardiovascular tissue engineering applications. Biomaterials. 26 (16), 3113-3121 (2005).
  68. van Kelle, M. A. J., et al. A Bioreactor to identify the driving mechanical stimuli of tissue growth and remodeling. Tissue Engineering Part C: Methods. 23 (6), (2017).
  69. van den Broek, C. N., et al. Medium with blood-analog mechanical properties for cardiovascular tissue culturing. Biorheology. 45 (6), 651-661 (2008).

Tags

BioreactorMulti-cueInflammatoryRegenerativeBiomaterialsFlowStretchHemodynamicsSheer StressCyclic StretchElectrospun ScaffoldSilicone TubingSuturePressure ConduitO-ringAdapter Bushing

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Cite This Article
Koch, S. E., van Haaften, E. E., Wissing, T. B., Cuypers, L. A. B., Bulsink, J. A., Bouten, C. V. C., Kurniawan, N. A., Smits, A. I. P. M. A Multi-Cue Bioreactor to Evaluate the Inflammatory and Regenerative Capacity of Biomaterials under Flow and Stretch. J. Vis. Exp. (166), e61824, doi:10.3791/61824 (2020).
Download Citation
Reprints and Permissions

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image