Summary

Un bioreattore multi-cue per valutare la capacità infiammatoria e rigenerativa dei biomateriali sotto flusso e allungamento

Published: December 10, 2020
doi:

Summary

L’obiettivo di questo protocollo è quello di eseguire una co-coltura dinamica di macrofagi e miofibroblasti umani in scaffold elettrofilari tubolari per studiare la rigenerazione tissutale guidata dal materiale, utilizzando un bioreattore che consente il disaccoppiamento dello stress da taglio e dell’allungamento ciclico.

Abstract

L’uso di biomateriali riassorbibili per indurre la rigenerazione direttamente nel corpo è una strategia interessante dal punto di vista traslazionale. Tali materiali inducono una risposta infiammatoria all’impianto, che è il motore del successivo riassorbimento del materiale e della rigenerazione di nuovo tessuto. Questa strategia, nota anche come ingegneria tissutale in situ, viene perseguita per ottenere sostituzioni cardiovascolari come innesti vascolari ingegnerizzati nei tessuti. Sia il processo infiammatorio che quello rigenerativo sono determinati dai segnali biomeccanici locali sull’impalcatura (cioè stretch e shear stress). Qui, descriviamo in dettaglio l’uso di un bioreattore sviluppato su misura che consente in modo univoco il disaccoppiamento dello stress di allungamento e taglio su un’impalcatura tubolare. Ciò consente la valutazione sistematica e standardizzata della capacità infiammatoria e rigenerativa di scaffold tubolari sotto l’influenza di carichi meccanici ben controllati, che dimostriamo sulla base di un esperimento di co-coltura dinamica utilizzando macrofagi e miofibroblasti umani. I passaggi pratici chiave in questo approccio – la costruzione e l’creazione del bioreattore, la preparazione degli scaffold e la semina cellulare, l’applicazione e la manutenzione del flusso di allungamento e taglio e la raccolta dei campioni per l’analisi – sono discussi in dettaglio.

Introduction

L’ingegneria tissutale cardiovascolare (TE) viene perseguita come opzione di trattamento alternativa alle protesi cardiovascolari permanenti attualmente utilizzate (ad esempio, innesti vascolari, sostituzioni delle valvole cardiache), che non sono ottimali per grandi coorti dipazienti 1,2,3,4. Applicazioni molto ricercate includono innesti vascolari ingegnerizzati tissutale (TEVG)5,6 e valvole cardiache (TEHV)7,8. Molto spesso, le metodologie TE cardiovascolari fanno uso di biomateriali riassorbibili (naturali o sintetici) che fungono da impalcatura istruttiva per la formazione del nuovo tessuto. La formazione di nuovo tessuto può essere ingegnerata completamente in vitro, seminando l’impalcatura con cellule e coltivando in un bioreattore prima dell’impianto (TE in vitro)9,10,11,o direttamente in situ, in cui l’impalcatura sintetica viene impiantata senza pre-coltura al fine di indurre la formazione di nuovo tessuto direttamente nel corpo (in situ TE)12,13,14. Per gli approcci TE cardiovascolari sia in vitro che in situ, il successo della rigenerazione funzionale dipende prevalentemente sia dalla risposta immunitaria dell’ospite al costrutto impiantato che dal carico biomeccanico appropriato.

L’importanza del carico biomeccanico per il TE cardiovascolare è ben nota15. Nel caso di impianti cardiovascolari, le cellule che popolano l’impalcatura sono esposte a tensioni cicliche di allungamento e taglio che sorgono a seguito dell’ambiente emodinamico. Numerosi studi hanno riportato l’effetto stimolante dell’allungamento (ciclico) sulla formazione di componenti della matrice, come il collagene16,17,18,19,i glicosaminoglicani (GAG)20,e l’elastina21,22,da parte di vari tipi di cellule. Ad esempio, Huang et al. hanno dimostrato che l’allungamento biassiale ha elevato la deposizione e l’organizzazione di collagene ed elastina nei TEVG in vitro utilizzando un bioreattorevascolare 23. Mentre l’enfasi si trova in genere sull’allungamento come carico dominante, questi studi spesso fanno uso di bioreattori guidati dal flusso in cui il campione è anche esposto al flusso di taglio. Sebbene si sa relativamente poco sull’influenza isolata delle sollecitazioni di taglio sulla formazione dei tessuti e sull’infiammazione in 3D, alcuni dati sono disponibili. Ad esempio, Hinderer et al. e Eoh et al. hanno dimostrato che il flusso di taglio, oltre a una microstruttura 3D dello scaffold, era importante per la formazione di elastina matura da parte delle cellule muscolari lisce vascolari umane in un sistema modello in vitro24,25. Complessivamente, questi risultati illustrano la rilevanza sia dello stretching ciclico che dello stress da taglio per il TE cardiovascolare.

Un altro importante fattore determinante per il successo o il fallimento degli impianti TE è la risposta immunitaria dell’ospite all’innesto impiantato26. Ciò è particolarmente importante per le strategie TE in situ guidate dal materiale, che in realtà si basano sulla risposta infiammatoria acuta all’impalcatura per avviare i successivi processi di afflusso cellulare e formazione e rimodellamento del tessuto endogeno27. Il macrofago è un iniziatore critico della rigenerazione funzionale dei tessuti, che è stato dimostrato da più studi28,29,30. Analogamente alla guarigione delle ferite, la rigenerazione del tessuto è governata dalla segnalazione paracrina tra macrofagi e cellule produttrici di tessuti come fibroblasti e miofibroblasti31,32,33. Oltre a coordinare la deposizione di nuovi tessuti, i macrofagi sono coinvolti nel riassorbimento attivo del materiale estraneo dell’impalcatura34,35. Come tale, la risposta dei macrofagi in vitro a un biomateriale è stata identificata come parametro predittivo per il successo in vivo degli impianti36,37,38.

La risposta dei macrofagi a un’impalcatura impiantata dipende dalle caratteristiche di progettazione dell’impalcatura come la composizione del materiale e la microstruttura35,39,40. Oltre alle proprietà dell’impalcatura, anche la risposta dei macrofagi a un’impalcatura e la loro diafonia con i miofibroblasti è influenzata dai carichi emodinamici. Ad esempio, l’allungamento ciclico ha dimostrato di essere un importante modulatore del fenotipo macrofagico41,42,43,44 e della secrezione di citochine43,44,45,46 in scaffold elettrofilati 3D. Utilizzando un sistema di co-coltura di macrofagi e cellule muscolari lisce vascolari, Battiston et al. hanno dimostrato che la presenza di macrofagi ha portato ad un aumento dei livelli di elastina e GAG e che livelli moderati di allungamento ciclico (1,07-1,10) stimolano la deposizione di collagene I ed elastina47. In lavori precedenti, abbiamo dimostrato che lo stress da taglio è un determinante importante per il reclutamento di monociti negli scaffold elettrofili 3D48,49e che sia lo stress di taglio che l’allungamento ciclico influenzano la segnalazione paracrina tra monociti umani e cellule stromali mesenchimali50. Fahy et al. hanno dimostrato che il flusso di taglio ha aumentato la secrezione di citochine pro-infiammatorie da parte di monociti umani51.

Nel loro insieme, le prove di cui sopra mostrano che un’adeguata comprensione e controllo dei carichi emodinamici è cruciale per il TE cardiovascolare e che è importante considerare la risposta infiammatoria per raggiungere questo obiettivo. Numerosi bioreattori sono stati descritti in precedenza per la coltura in vitro52,53,54,55,56,57,58 o ex vivo59,60,61 di tessuti cardiovascolari. Tuttavia, tutti questi sistemi sono progettati per imitare il più possibile le condizioni di carico emodinamico fisiologico. Mentre questo è molto prezioso allo scopo di creare tessuti cardiovascolari in vitro o mantenere colture ex vivo, tali sistemi non consentono studi sistematici sugli effetti individuali dei singoli segnali. Questo perché l’applicazione sia dello stretching ciclico che dello stress di taglio in questi bioreattori è guidata dallo stesso flusso pressurizzato, che li collega intrinsecamente. Mentre i microsistemi che consentono un’accurata manipolazione meccanica multi-cue sono stati descritti per substrati2D 62 o configurazioni idrogel 3D63,64, tali configurazioni non consentono l’incorporazione di scaffold di biomateriali 3D elastomerici.

Qui presentiamo l’applicazione di un sistema di bioreattore tubolare che consente in modo univoco il disaccoppiamento dello stress di taglio e dell’allungamento ciclico e aiuta a studiare meccanicamente i loro effetti individuali e combinati. Questo sistema consente di testare un’ampia varietà di innesti vascolari di ingegneria tissutale (ad esempio, origine sintetica o naturale, diverse micro-architetture, varie porosità). Per disaccoppiare efficacemente l’applicazione dello sforzo di taglio e dell’allungamento, i concetti chiave utilizzati dal bioreattore sono (1) separazione del controllo dello sforzo di taglio e dello stiramento utilizzando sistemi di pompaggio distinti e (2) stimolazione degli scaffold in modo “inside-out” con dimensioni guidate computazionalmente. Il flusso viene applicato sulla superficie esterna dell’impalcatura tubolare attraverso l’uso di una pompa di flusso, mentre l’allungamento circonferenziale dell’impalcatura è indotto dall’espansione di un tubo di silicone su cui è montato l’impalcatura attraverso l’uso di una pompa di deformazione separata. Le dimensioni del tubo di silicone e del tubo di vetro che contiene il costrutto sono accuratamente scelte e convalidate utilizzando simulazioni fluidodinamiche computazionali, per garantire che lo sforzo di taglio sull’impalcatura (dovuto al flusso) e l’allungamento circonferenziale (dovuto all’espansione del tubo) non si influenzino in modo significativo l’un l’altro. Questo design inside-out ha diverse motivazioni pratiche. Se l’allungamento viene applicato dalla pressione del fluido luminale (simile al carico fisiologico), richiede intrinsecamente che il design del campione sia privo di perdite. Inoltre, la pressione necessaria per allungare il campione sarebbe completamente determinata dalla rigidità del campione, che può variare tra i campioni e all’interno di un campione nel tempo, rendendo difficile il controllo dell’allungamento. Questo bioreattore monta l’innesto di ingegneria tissutale attorno a un tubo di silicone e consente l’applicazione dello stress di taglio della parete (WSS) sulla parete esterna dell’innesto e pressurizza l’innesto dall’interno. In questo modo, è possibile garantire condizioni di carico uguali tra i campioni e all’interno dei campioni nel tempo e, inoltre, i campioni possono essere permeabili, come è comune per gli scaffold vascolari porosi19. Questo bioreattore inside-out è specificamente destinato a studi sistematici sugli effetti del taglio e / o dell’allungamento, piuttosto che all’ingegneria di un vaso sanguigno nativo in vitro, per il quale le tradizionali configurazioni del bioreattore vascolare sono più adatte. Vedere la Figura 1A–B per i disegni di progettazione del bioreattore e la corrispondente Tabella 1 per una descrizione funzionale e una logica alla base dei componenti principali del bioreattore.

L’uso del bioreattore è dimostrato sulla base di una serie di recenti studi del nostro gruppo in cui abbiamo studiato le influenze individuali e combinate dello stress da taglio e dell’allungamento ciclico sull’infiammazione e sulla formazione dei tessuti in scaffold elettrofilari riassorbibili per tessuto cardiovascolare in situ19,43,44. A tal fine, abbiamo utilizzato macrofagi e miofibroblasti umani in mono- o in co-coltura per simulare le varie fasi della cascata rigenerativa in situ. Abbiamo dimostrato che la secrezione di citochine da parte dei macrofagi umani è distintamente influenzata sia dallo stretching ciclico che dallo stress di taglio, influenzando la deposizione e l’organizzazione della matrice da parte dei miofibroblasti umani in questi scaffold, sia tramite segnalazione paracrina che contatto diretto19,43,44. In particolare, questi studi hanno rivelato che nel caso di applicazione combinata di sforzo di taglio e stretching, gli effetti sulla formazione e l’infiammazione dei tessuti sono dominati da uno dei due carichi, oppure ci sono effetti sinergici di entrambi i carichi. Questi risultati illustrano l’importanza del disaccoppiamento di entrambi i carichi per ottenere una migliore comprensione del contributo dell’ambiente meccanico sui processi TE. Questa comprensione può essere applicata per ottimizzare sistematicamente i parametri di progettazione dell’impalcatura nei regimi di carico emodinamico pertinenti. Inoltre, i dati meccanicistici provenienti da tali ambienti ben controllati possono servire come input per i modelli numerici che sono in fase di sviluppo per prevedere il decorso del rimodellamento tissutale in situ, come recentemente riportato per i TEVG65 o TEHV66, per migliorare ulteriormente la capacità predittiva.

Protocol

Negli studi descritti in questo protocollo, sono stati utilizzati macrofagi umani primari isolati da buffy coats di sangue periferico e miofibroblasti umani isolati dalla vena safena dopo chirurgia coronarica by-pass44. I cappotti buffy sono stati ottenuti da volontari sani e anonimizzati che hanno fornito il consenso informato scritto, che è stato approvato dal Sanquin Research Institutional Medical Ethical Committee. L’uso di cellule della vena safena umana (HVSC) era conforme al “Code Proper S…

Representative Results

Questo bioreattore è stato sviluppato per studiare gli effetti individuali e combinati dello stress da taglio e dell’allungamento ciclico sulla crescita e il rimodellamento del tessuto vascolare negli scaffold di biomateriale 3D. La progettazione del bioreattore consente di coltivare fino a otto costrutti vascolari in varie condizioni di carico (Figura 1A). I costrutti vascolari sono posizionati in una camera di coltura a flusso (Figura 1B) in cui sia l’allunga…

Discussion

Il bioreattore qui descritto consente la valutazione sistematica dei contributi degli effetti individuali e combinati dello sforzo di taglio e dell’allungamento ciclico sull’infiammazione e sulla rigenerazione dei tessuti negli scaffold tubulari riassorbibili. Questo approccio consente anche di eseguire una grande varietà di analisi su costrutti vascolari, come esemplificato nella sezione dei risultati rappresentativi. Questi risultati mostrano l’impatto distintivo dei diversi regimi di carico emodinamico (cioè diverse…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Questo studio è sostenuto finanziariamente da ZonMw come parte del programma LSH 2Treat (436001003) e dalla Dutch Kidney Foundation (14a2d507). N.A.K. riconosce il sostegno del Consiglio europeo della ricerca (851960). Riconosciamo con gratitudine il programma di gravitazione “Materials Driven Regeneration”, finanziato dall’Organizzazione olandese per la ricerca scientifica (024.003.013).

Materials

advanced Dulbecco’s modified EagleMedium (aDMEM) Gibco 12491-015 cell culture medium for fibroblasts
Aqua Stabil Julabo 8940012 prevent microorganism growth in bioreactor-hydraulic reservoir
Bovine fibrinogen Sigma F8630 to prepare fibrinogen gel to seed the cells on the electrospun scaffold
Bovine thrombin Sigma T4648 to prepare fibrinogen gel to seed the cells on the electrospun scaffold
Centrifuge Eppendorf 5804 to spin down cells and conditioned medium
Clamp scissor – "kelly forceps" Almedic P-422 clamp the silicone tubing and apply pre-stretch to the scaffold so the scaffold can be sutured into the engraved groove (autoclave at step 1, step 7)
CO2 cell culture incubators Sanyo MCO-170AIC-PE for cell culturing
Compressed air reservoir Festo CRVZS-5 smoothing air pressure fluctuations and create time delays for pressure build-up
Custom Matlab script to calculate the maximum stretches Matlab R2017. The Mathworks, Natick, MA calculate the minimum and maximum outer diameter of the electrospun scaffold
Data acquisition board National Instruments BNC-2090 data processing in between amplifier system and computer
Ethanol VWR VWRK4096-9005 to keep sterile working conditions
Fetal bovine calf serum (FBS) Greiner 758087 cell culture medium supplement; serum-supplement
Flow culture chamber compartments, consisting of a pressure conduit with engraved grooves and small holes to apply pressure on silicone tubing, a screw thread, nose cone, top compartment with flow inlet and bottom compartment flow outlet, adapter bushing Custom made, Department of Biomedical Engineering, Eindhoven University of Technology n.a. flow culture chamber compartments (autoclave at step 1, step 7)
Glass Pasteur pipet Assistant HE40567002 apply vacuum on electrospun scaffold (autoclave at step 1)
Glass tubes of the flow culture chamber Custon made, Equipment & Prototype Center, Eindhoven University of Technology n.a. part of the flow culture chamber (clean and store in 70% ethanol, at step 1 and 7)
GlutaMax Gibco 35050061 cell culture medium amino acid supplement, minimizes ammonia build-up
High speed camera MotionScope M-5 to monitor the stretch during culture; time-lapse photographs of the scaffolds are captured at a frequency of 30 Hz for 6 sec (i.e. 3 stretch cycles)
High speed camera lens – Micro-NIKKOR 55mm f/2.8 – lens Nikon JAA616AB to monitor the stretch during culture; time-lapse photographs of the scaffolds are captured at a frequency of 30 Hz for 6 sec (i.e. 3 stretch cycles)
Hose clip ibidi GmbH 10821 block medium flow (autoclave at step 1, step 7)
Hydraulic reservoir with 8 screw threads for 8 flow culture chambers Custom made, Department of Biomedical Engineering, Eindhoven University of Technology n.a. to apply pressure to the silicone mounted constructs (clean outside with a paper tissue with 70% ethanol, rinse reservoir with 70% ethanol followed by demi water, at step 1 and 7)
Ibidi pump system (8x) including ibidi pump, PumpControl software, fluidic unit, perfusion set (medium tubing), air pressure tubing, drying bottles with orange silica beads ibidi GmbH 10902 set up used to control the flow in the flow culture chambers. Note 1: the ibidi pumps were modified by the manufacturer to enable 200 mbar capacity. Note 2: can be replaced by pump system of other manufacturer, as long as same flow regimes can be applied.
Knives (no.10 sterile blades, individual foil pack) and scalpel handle (stainless steel, individually wrapped) Swann Morton 0301; 0933 to cut the silicone tubing in the correct size for the scaffold and to cut the suture material
LabVIEW Software National Instruments version 2018 to control the stretch applied to the scaffolds
Laminar flow biosafety cabinet with UV light Labconco 302310001 to ensure sterile working conditions. The UV is used to decontaminate everything that cannot be autoclaved, or touched after autoclaving
Large and small petri dishes Greiner 664-160 for sterile working conditions
L-ascorbic acid 2-phosphate (vitamin C) Sigma A8960 cell culture medium supplement, important for collagen production
LED light cold source KL2500 Zeiss Schott AG to aid in visualization for the time lapse of the scaffolds during monitoring of the stretch
Luer (female and male) locks and connectors, white luer caps ibidi GmbH various, see (https://ibidi.com/26-flow-accessories) to close or connect parts of the bioreactor and the ibidi pump (autoclave at step 1, step 7)
Measuring amplifier (PICAS) PEEKEL instruments B.V. n.a. to amplify the signal from the pressure sensor and feedback to LabView
Medium reservoir (large syringes 60 mL) and reservoir holders ibidi GmbH 10974 medium reservoir (autoclave at step 1, step 7)
Medium tubing with 4.25 mm outer diameter and 1 mm inner diameter Rubber BV 1805 to allow for a larger flow rate, the ibidi medium tubing with larger diameter is used. Note: the part of medium tubing guided through the fluidic unit valves are the same as the default ibidi medium tubing
Motion Studio Software Idtvision 2.15.00 to make the high speed time lapse images for stretch monitoring
Needle (19G) BD Microlance 301700 together with thin flexible tubing used to fill the hydraulic reservoir with ultrapure water without adding air bubbles
Needle driver Adson 2429218 to handle the needle of the nylon suture through the silicone tube (autoclave at step 1, step 7)
Paper tissues Kleenex 38044001 for cleaning of the equipment with 70% ethanol
Parafilm Sigma P7793-1EA quick fix if leakage occurs
Penicillin/streptomycin (P/S) Lonza DE17-602E cell culture medium supplement; prevent bacterial contamination
Phosphate Buffered Saline (PBS) Sigma P4417-100TAB for storage and washing steps (autoclave at step 1)
Plastic containers (60 mL) with red screw caps Greiner 206202 to prepare the fibrinogen solution
Pneumatic cylinder Festo AEVC-20-10-I-P to actuate the Teflon bellow (clean with a paper tissue with 70% ethanol at step 1 and 7)
Polycaprolactone bisurea (PCL-BU) tubular scaffolds (3 mm inner diameter, 200 µm wall thickness, 20 mm length) SyMO-Chem, Eindhoven, The Netherlands n.a. produced using electrospinning from 15% (w/w) chloroform (Sigma; 372978) polymer solutions. See Van Haaften et al Tissue Engineering Part C (2018) for more details
Pressure conduit without holes (for static control) Custom made, Department of Biomedical Engineering, Eindhoven University of Technology n.a. to mount electrospun tubes on silicon tubing (autoclave at step 1, step 7)
Pressure sensor and transducer BD TC-XX and P 10 EZ the air pressure going to the pneumatic actuated pump is raised until it reaches the set pressure
Proportional air pressure control valve and pressure sensor Festo MPPES-3-1/8-2-010, 159596 provides compressed air to the pneumatic actuated pump
Roswell Park Memorial Institute 1640 (RPMI-1640) Gibco A1049101 cell culture medium for monocyte/macrophage
Safe lock Eppendorf tubes (1.5 mL) Eppendorf 30120086 multiple applications (autoclave at step 1)
Sodium dodecyl sulfate solution 20% Sigma 5030 Used to clean materials, at a concentration of 0.1%.  
Silicone O-rings Technirub 1250S to prevent leakage (autoclave at step 1, step 7)
Silicone tubing (2.8 mm outer diameter, 400 um wall thickness) Rubber BV 1805 to mount the electrospun tubes on the pressure conduits (autoclave at step 1)
Sterile tube (15 mL) Falcon 352095 multiple applications
Suture, 5-0 prolene with pre-attached taper point needle Ethicon, Johnson&Johnson EH7404H Prolene suture wire 5-0 (75cm length, TF taper point needle, 1/2 circle, 13 mm needle length)
Syringe (24 mL) B. Braun Melsungen AG 2057932 to add the ultrapure water or medium to the hydraulic reservoir or flow culture chamber
Syringe filter (0.2 µm) Satorius 17597-K to filter the fibrinogen solution
T150 cell culture flask with filter cap Nunc 178983 to degas culture medium
T75 Cell culture flask with filter cap Nunc 156499 to culture static control samples
Teflon bellow Custom made, Department of Biomedical Engineering, Eindhoven University of Technology n.a. to load the hydraulic reservoir (clean outside with a paper tissue with 70% ethanol at step 1 and 7)
Tray (stainless steel) PolarWare 15-248 for easy transport of the fluidic culture chambers and the bioreactor from incubator to laminar flow cabinet and back (clean with a paper tissue with 70% ethanol before and after use)
Tweezers Wironit 4910 sterile handling of individual parts (autoclave at step 1 and 7)
Ultrapure water Stakpure Omniapure UV 18200002 to correct for medium evaporation, mixed with aqua stabil mixed and used as hydraulic fluid. (autoclave ultrapure water at step 1)
UV light Philips TUV 30W/G30 T8 for decontamination of grafts and bioreactor parts before seeding

References

  1. Chlupác, J., Filová, E., Bacáková, L. Blood vessel replacement: 50 years of development and tissue engineering paradigms in vascular surgery. Physiological Research. 58, 119-139 (2009).
  2. Huygens, S. A., et al. Bioprosthetic aortic valve replacement in elderly patients: Meta-analysis and microsimulation. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 157 (6), 2189-2197 (2019).
  3. Huygens, S. A., et al. Contemporary outcomes after surgical aortic valve replacement with bioprostheses and allografts: a systematic review and meta-analysis. European Journal of Cardio-Thoracic Surgery. 50 (4), 605-616 (2016).
  4. Loh, S. A., et al. Mid- and long-term results of the treatment of infrainguinal arterial occlusive disease with precuffed expanded polytetrafluoroethylene grafts compared with vein grafts. Annals of Vascular Surgery. 27 (2), 208-217 (2013).
  5. Tara, S., et al. Vessel bioengineering. Circulation Journal. 78 (1), 12-19 (2014).
  6. Huang, A. H., Niklason, L. E. Engineering of arteries in vitro. Cellular and Molecular Life Sciences. 71 (11), 2103-2118 (2014).
  7. Bouten, C. V. C., Smits, A. I. P. M., Baaijens, F. P. T. Can we grow valves inside the heart? Perspective on material-based in situ heart valve tissue engineering. Frontiers in Cardiovascular Medicine. 5, 54 (2018).
  8. Fioretta, E. S., et al. Next-generation tissue-engineered heart valves with repair, remodelling and regeneration capacity. Nature Reviews Cardiology. , (2020).
  9. Kirkton, R. D., et al. Bioengineered human acellular vessels recellularize and evolve into living blood vessels after human implantation. Science Translational Medicine. 11 (485), (2019).
  10. Gutowski, P., et al. Arterial reconstruction with human bioengineered acellular blood vessels in patients with peripheral arterial disease. Journal of Vascular Surgery. , (2020).
  11. Syedain, Z., et al. Tissue engineering of acellular vascular grafts capable of somatic growth in young lambs. Nature Communications. 7 (12951), 12951 (2016).
  12. Sugiura, T., et al. Tissue-engineered vascular grafts in children with congenital heart disease: intermediate term follow-up. Seminars in Thoracic and Cardiovascular Surgery. 30 (2), 175-179 (2018).
  13. Kluin, J., et al. In situ heart valve tissue engineering using a bioresorbable elastomeric implant – material design to 12 months follow-up in sheep. Biomaterials. 125, 101-117 (2017).
  14. Fioretta, E. S., et al. Differential leaflet remodeling of bone marrow cell pre-seeded versus nonseeded bioresorbable transcatheter pulmonary valve replacements. JACC. Basic to Translational Science. 5 (1), 15-31 (2020).
  15. Van Haaften, E. E., Bouten, C. V. C., Kurniawan, N. A. Vascular mechanobiology: towards control of. Cells. , 1-24 (2017).
  16. De Jonge, N., et al. Matrix production and organization by endothelial colony forming cells in mechanically strained engineered tissue constructs. PLoS ONE. 8 (9), 73161 (2013).
  17. Schmidt, J. B., Chen, K., Tranquillo, R. T. Effects of intermittent and incremental cyclic stretch on ERK signaling and collagen production in engineered tissue. Cellular and Molecular Bioengineering. 9 (1), 55-64 (2016).
  18. Luo, J., et al. Tissue-engineered vascular grafts with advanced mechanical strength from human iPSCs. Cell Stem Cell. 26 (2), 251-261 (2020).
  19. Van Haaften, E. E., et al. Decoupling the effect of shear stress and stretch on tissue growth and remodeling in a vascular graft. Tissue Engineering Part C: Methods. 24 (7), 418-429 (2018).
  20. Gupta, V., Tseng, H., Lawrence, B. D., Jane Grande-Allen, K. Effect of cyclic mechanical strain on glycosaminoglycan and proteoglycan synthesis by heart valve cells. Acta Biomaterialia. 5 (2), 531-540 (2009).
  21. Lin, S., Mequanint, K. Bioreactor-induced mesenchymal progenitor cell differentiation and elastic fiber assembly in engineered vascular tissues. Acta Biomaterialia. 59, 200-209 (2017).
  22. Venkataraman, L., Bashur, C. A., Ramamurthi, A. Impact of cyclic stretch on induced elastogenesis within collagenous conduits. Tissue Engineering. Part A. 20 (9-10), 1403-1415 (2014).
  23. Huang, A. H., et al. Biaxial stretch improves elastic fiber maturation, collagen arrangement, and mechanical properties in engineered arteries. Tissue Engineering Part C Methods. 22 (6), 524-533 (2016).
  24. Hinderer, S., et al. In vitro elastogenesis: instructing human vascular smooth muscle cells to generate an elastic fiber-containing extracellular matrix scaffold. Biomedical Materials. 10 (3), 034102 (2015).
  25. Eoh, J. H., et al. Enhanced elastin synthesis and maturation in human vascular smooth muscle tissue derived from induced-pluripotent stem cells. Acta Biomaterialia. 52, 49-59 (2017).
  26. Smits, A. I. P. M., Bouten, C. V. C. Tissue engineering meets immunoengineering: Prospective on personalized in situ tissue engineering strategies. Current Opinion in Biomedical Engineering. 6, 17-26 (2018).
  27. Wissing, T. B., Bonito, V., Bouten, C. V. C., Smits, A. I. P. M. Biomaterial-driven in situ cardiovascular tissue engineering-a multi-disciplinary perspective. npj Regenerative Medicine. 2 (1), 18 (2017).
  28. Hibino, N., et al. A critical role for macrophages in neovessel formation and the development of stenosis in tissue-engineered vascular grafts. The FASEB Journal. 25 (12), 4253-4263 (2011).
  29. Godwin, J. W., Pinto, A. R., Rosenthal, N. A. Macrophages are required for adult salamander limb regeneration. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 110 (23), 9415-9420 (2013).
  30. Godwin, J. W., Debuque, R., Salimova, E., Rosenthal, N. A. Heart regeneration in the salamander relies on macrophage-mediated control of fibroblast activation and the extracellular landscape. npj Regenerative Medicine. 2 (1), 22 (2017).
  31. McBane, J. E., Cai, K., Labow, R. S., Santerre, J. P. Co-culturing monocytes with smooth muscle cells improves cell distribution within a degradable polyurethane scaffold and reduces inflammatory cytokines. Acta Biomaterialia. 8 (2), 488-501 (2012).
  32. Battiston, K. G., Ouyang, B., Labow, R. S., Simmons, C. A., Santerre, J. P. Monocyte/macrophage cytokine activity regulates vascular smooth muscle cell function within a degradable polyurethane scaffold. Acta Biomaterialia. 10 (3), 1146-1155 (2014).
  33. Ploeger, D. T., et al. Cell plasticity in wound healing: paracrine factors of M1/ M2 polarized macrophages influence the phenotypical state of dermal fibroblasts. Cell Communication and Signaling. 11 (1), 29 (2013).
  34. McBane, J. E., Santerre, J. P., Labow, R. S. The interaction between hydrolytic and oxidative pathways in macrophage-mediated polyurethane degradation. Journal of Biomedical Materials Research. Part A. 82 (4), 984-994 (2007).
  35. Wissing, T. B., et al. Macrophage-driven biomaterial degradation depends on scaffold microarchitecture. Frontiers in Bioengineering and Biotechnology. 7, 87 (2019).
  36. Wolf, M. T., Vodovotz, Y., Tottey, S., Brown, B. N., Badylak, S. F. Predicting in vivo responses to biomaterials via combined in vitro and in silico analysis. Tissue Engineering Part C: Methods. 21 (2), 148-159 (2015).
  37. Grotenhuis, N., Bayon, Y., Lange, J. F., Van Osch, G. J. V. M., Bastiaansen-Jenniskens, Y. M. A culture model to analyze the acute biomaterial-dependent reaction of human primary macrophages. Biochemical and Biophysical Research Communications. 433 (1), 115-120 (2013).
  38. Jannasch, M., et al. A comparative multi-parametric in vitro model identifies the power of test conditions to predict the fibrotic tendency of a biomaterial. Scientific Reports. 7 (1), 1689 (2017).
  39. Wang, Z., et al. The effect of thick fibers and large pores of electrospun poly(ε-caprolactone) vascular grafts on macrophage polarization and arterial regeneration. Biomaterials. 35 (22), 5700-5710 (2014).
  40. McWhorter, F. Y., Davis, C. T., Liu, W. F. Physical and mechanical regulation of macrophage phenotype and function. Cellular and Molecular Life Sciences. 72 (7), 1303-1316 (2014).
  41. Ballotta, V., Driessen-Mol, A., Bouten, C. V. C., Baaijens, F. P. T. Strain-dependent modulation of macrophage polarization within scaffolds. Biomaterials. 35 (18), 4919-4928 (2014).
  42. Dziki, J. L., et al. The effect of mechanical loading upon extracellular matrix bioscaffold-mediated skeletal muscle remodeling. Tissue Engineering. Part A. 24 (1-2), 34-46 (2018).
  43. Wissing, T. B., et al. Hemodynamic loads distinctively impact the secretory profile of biomaterial-activated macrophages – implications for in situ vascular tissue engineering. Biomaterials Science. 8 (1), 132-147 (2020).
  44. Van Haaften, E. E., Wissing, T. B., Kurniawan, N. A., Smits, A. I. P. M., Bouten, C. V. C. Human in vitro model mimicking material-driven vascular regeneration reveals how cyclic stretch and shear stress differentially modulate inflammation and matrix deposition. Advanced Biosystems. 4 (6), 1900249 (2020).
  45. Ballotta, V., Smits, A. I. P. M., Driessen-Mol, A., Bouten, C. V. C., Baaijens, F. P. T. Synergistic protein secretion by mesenchymal stromal cells seeded in 3D scaffolds and circulating leukocytes in physiological flow. Biomaterials. 35 (33), 9100-9113 (2014).
  46. Bonito, V., de Kort, B. J., Bouten, C. V. C., Smits, A. I. P. M. Cyclic strain affects macrophage cytokine secretion and extracellular matrix turnover in electrospun scaffolds. Tissue Engineering Part A. 25 (17-18), 1310-1325 (2019).
  47. Battiston, K. G., Labow, R. S., Simmons, C. A., Santerre, J. P. Immunomodulatory polymeric scaffold enhances extracellular matrix production in cell co-cultures under dynamic mechanical stimulation. Acta Biomaterialia. 24, 74-86 (2015).
  48. Smits, A. I. P. M., Driessen-Mol, A., Bouten, C. V. C., Baaijens, F. P. T. A mesofluidics-based test platform for systematic development of scaffolds for in situ cardiovascular tissue engineering. Tissue Engineering Part C: Methods. 18 (6), 475-485 (2012).
  49. Smits, A. I. P. M., Ballotta, V., Driessen-Mol, A., Bouten, C. V. C., Baaijens, F. P. T. T. Shear flow affects selective monocyte recruitment into MCP-1-loaded scaffolds. Journal of Cellular and Molecular Medicine. 18 (11), 2176-2188 (2014).
  50. Ballotta, V., Smits, A. I. P. M., Driessen-Mol, A., Bouten, C. V. C., Baaijens, F. P. T. Synergistic protein secretion by mesenchymal stromal cells seeded in 3D scaffolds and circulating leukocytes in physiological flow. Biomaterials. 35 (33), 9100-9113 (2014).
  51. Fahy, N., Menzel, U., Alini, M., Stoddart, M. J. Shear and dynamic compression modulates the inflammatory phenotype of human monocytes in vitro. Frontiers in Immunology. 10, 383 (2019).
  52. Pennings, I., et al. Layer-specific cell differentiation in bi-layered vascular grafts under flow perfusion. Biofabrication. 12 (1), 015009 (2019).
  53. Wang, J., et al. Ex vivo blood vessel bioreactor for analysis of the biodegradation of magnesium stent models with and without vessel wall integration. Acta Biomater. 50, 546-555 (2017).
  54. Huang, A. H., et al. Design and use of a novel bioreactor for regeneration of biaxially stretched tissue-engineered vessels. Tissue Engineering. Part C, Methods. 21 (8), 841-851 (2015).
  55. Huang, A. H., Niklason, L. E. Engineering biological-based vascular grafts using a pulsatile bioreactor. Journal of Visualized Experiments. (52), e2646 (2011).
  56. Bono, N., et al. A Dual-mode bioreactor system for tissue engineered vascular models. Annals of Biomedical Engineering. 45 (6), 1496-1510 (2017).
  57. Wolf, F., et al. VascuTrainer: a mobile and disposable bioreactor system for the conditioning of tissue-engineered vascular grafts. Annals of Biomedical Engineering. 46 (4), 616-626 (2018).
  58. Ramaswamy, S., et al. A novel bioreactor for mechanobiological studies of engineered heart valve tissue formation under pulmonary arterial physiological flow conditions. Journal of Biomechanical Engineering. 136 (12), 121009 (2014).
  59. Piola, M., et al. A compact and automated ex vivo vessel culture system for the pulsatile pressure conditioning of human saphenous veins. Journal of Tissue Engineering and Regenerative Medicine. 10 (3), 204-215 (2016).
  60. Vanerio, N., Stijnen, M., de Mol, B. A. J. M., Kock, L. M. An innovative ex vivo vascular bioreactor as comprehensive tool to study the behavior of native blood vessels under physiologically relevant conditions. Journal of Engineering and Science in Medical Diagnostics and Therapy. 2 (4), (2019).
  61. Kural, M. H., Dai, G., Niklason, L. E., Gui, L. An ex vivo vessel injury model to study remodeling. Cell Transplantation. 27 (9), 1375-1389 (2018).
  62. Sinha, R., et al. A medium throughput device to study the effects of combinations of surface strains and fluid-flow shear stresses on cells. Lab on a Chip. 15 (2), 429-439 (2015).
  63. Beca, B. M., Sun, Y., Wong, E., Moraes, C., Simmons, C. A. Dynamic bioreactors with integrated microfabricated devices for mechanobiological screening. Tissue Engineering Part C: Methods. 25 (10), 581-592 (2019).
  64. Liu, H., Usprech, J., Sun, Y., Simmons, C. A. A microfabricated platform with hydrogel arrays for 3D mechanical stimulation of cells. Acta Biomaterialia. 34, 113-124 (2016).
  65. Szafron, J. M., Ramachandra, A. B., Breuer, C. K., Marsden, A. L., Humphrey, J. D. Optimization of tissue-engineered vascular graft design using computational modeling. Tissue Engineering Part C: Methods. 25 (10), 561-570 (2019).
  66. Emmert, M. Y., et al. Computational modeling guides tissue-engineered heart valve design for long-term in vivo performance in a translational sheep model. Science Translational Medicine. 10 (440), (2018).
  67. Mol, A., et al. Fibrin as a cell carrier in cardiovascular tissue engineering applications. Biomaterials. 26 (16), 3113-3121 (2005).
  68. van Kelle, M. A. J., et al. A Bioreactor to identify the driving mechanical stimuli of tissue growth and remodeling. Tissue Engineering Part C: Methods. 23 (6), (2017).
  69. van den Broek, C. N., et al. Medium with blood-analog mechanical properties for cardiovascular tissue culturing. Biorheology. 45 (6), 651-661 (2008).

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Koch, S. E., van Haaften, E. E., Wissing, T. B., Cuypers, L. A. B., Bulsink, J. A., Bouten, C. V. C., Kurniawan, N. A., Smits, A. I. P. M. A Multi-Cue Bioreactor to Evaluate the Inflammatory and Regenerative Capacity of Biomaterials under Flow and Stretch. J. Vis. Exp. (166), e61824, doi:10.3791/61824 (2020).

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