Summary

Un modello di linfedema della coda murina

Published: February 10, 2021
doi:

Summary

Il linfedema è gonfiore delle estremità causato da disfunzione linfatica. Descriviamo un modello di coda murina cronica di linfedema e il nuovo uso della tecnologia di nanotrasfezione tissutale (TNT) per la consegna del carico genetico alla coda.

Abstract

Il linfedema è gonfiore delle estremità causato da disfunzione linfatica. L’arto interessato si allarga a causa dell’accumulo di liquidi, adiposi e fibrosi. Non esiste una cura per questa malattia. Un modello di coda di topo che utilizza un’escissione cutanea focale a tutto spessore vicino alla base della coda, con conseguente gonfiore della coda, è stato utilizzato per studiare il linfedema. Tuttavia, questo modello può causare una vascolarizzazione e conseguente necrosi della coda e una risoluzione precoce del gonfiore della coda, limitandone la traducibilità clinica. Il modello di linfedema cronico della coda murina induce linfedema prolungato per 15 settimane e una perfusione affidabile alla coda. I miglioramenti del tradizionale modello di linfedema della coda murina includono 1) escissione precisa a tutto spessore e clipping linfatico utilizzando un microscopio chirurgico, 2) conferma della perfusione arteriosa e venosa post-operatoria utilizzando speckle laser ad alta risoluzione e 3) valutazione funzionale utilizzando linfangiografia laser a infrarossi verde indocianina. Utilizziamo anche la tecnologia di nanotrasfezione tissutale (TNT) per la nuova consegna non virale, transcutanea e focale del carico genetico alla vascolarizzazione della coda di topo.

Introduction

Il linfedema è gonfiore delle estremità causato da disfunzione linfatica. L’arto interessato si allarga a causa dell’accumulo di liquidi, adiposi e fibrosi1. Il linfedema colpisce 250 milioni di persone in tutto il mondo2,3,4. Si stima che il 20-40% delle pazienti sottoposte a trattamento per tumori maligni solidi, come il cancro al seno, il melanoma, i tumori ginecologici/urologici, o i sarcomi, sviluppino linfedema 2,4,5. La morbilità da linfedema comprende infezioni ricorrenti, dolore e deformità6. Non esiste una cura per questa malattia progressiva e per tutta la vita. Le terapie attuali sono variaby efficace7 e comprendono compressione, terapia decongestionante completa da parte di fisioterapisti, procedure escissionali e operazioni microchirurgiche, tra cui il trasferimentodei linfonodi vascolarizzati e il bypass linfovenoso7,8,9,10,11,12,13,14. Il trattamento ideale per il linfedema deve ancora essere scoperto.

Lo studio del meccanismo e della terapia del linfedema è stato limitato. C’è un esordio ritardato medio di un anno dopo la lesione linfatica15,16 e la maggior parte degli individui che subiscono insulto iatrogeno con radiazioni e chirurgia non sviluppano linfedema4,6,17. Sebbene siano stati descritti modelli animali di grandi dimensioni, tra cui cani, pecore e maiali18,19,20,il modello di coda di topo è stato il più ampiamente applicato a causa della facilità, del costo e della riproducibilità. I modelli murini per lo studio del linfedema includono un modello di coda, ablazione linfatica mediata dalla diptheria-tossina e dissezione linfonodale ascellare o poplitea21,22,23,24,25,26. La maggior parte dei modelli di coda utilizza un’escissione cutanea focale a tutto spessore con clipping del canale linfatico che viene eseguita vicino alla base della coda22, con conseguente gonfiore della coda e caratteristiche istologiche simili al linfedema umano24,27,28,29. Tuttavia, il modello standard di coda murina si risolve tipicamente spontaneamente in appena 20 giorni ed è accompagnato da necrosi periodica della coda30. Il modello di coda di topo del linfedema estende un linfedema sostenuto oltre le 15 settimane, dimostra una pervietà arteriosa e venosa confermata e consente la valutazione della disfunzione linfatica funzionale.

Un modello di coda murina di linfedema consente la valutazione di nuove terapie per il trattamento del linfedema. Strategie basate su geni sono state utilizzate nel modello murino mediato da vettori virali31,32. Utilizziamo anche una nuova tecnologia di nanotrasfezione tissutale (TNT) per la consegna del carico genetico alla coda di topo linfedematosa. TNT facilita la consegna diretta e transcutanea del gene utilizzando un chip con nanocanali in un campo elettrico focalizzato rapido33,34,35,36. Il modello include l’utilizzo di TNT2.0 per consentire la consegna genica focale di potenziali terapie basate su geni al sito di lesione linfatica della coda di topo35.

Protocol

Il protocollo segue le linee guida del comitato etico per la ricerca animale dell’istituzione. Tutti gli esperimenti sugli animali sono stati approvati dall’Indiana University School of Medicine Institutional Animal Care and Use Committee. Gli animali sono stati ospitati sotto un ciclo luce-buio di 12 ore con cibo e acqua ad libitum. 1. Interruzione chirurgica dei linfatici della coda di topo Utilizzare topi C57BL/6 di otto settimane di equa distribuzione di genere. Posizio…

Representative Results

La tecnica per il modello di coda di topo per il linfedema sostenuto è mostrata nella Figura 1. La figura mostra l’anatomia rilevante del modello di coda di topo. La Figura 2 mostra il gonfiore progressivo e il linfedema persistente prolungato nella coda del topo dopo l’induzione del linfedema. Il volume della coda del topo, come calcolato dall’equazione del tronco di cono, raggiunge il picco alla settimana 4 e si stabilizzano a…

Discussion

Il linfedema è classificato come una lesione primaria (congenita) o secondaria (linfatica iatrogena)38,39. Il linfedema secondario comprende il 99% dei casi39. Il linfedema secondario è più comunemente causato da infezione (filariosi) o trattamento post-oncologico con linfoadenectomia o radiazione4,39. Un modello animale traslazionale è impegnativo per il linfedema secondario, …

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Questo lavoro è stato supportato da sovvenzioni fornite dall’American Association of Plastic Surgeons Academic Scholarship e dal Dipartimento della Difesa W81XWH2110135   ad AHH. Borsa di studio della Aesthetic Surgery Education and Research Foundation a MS. NIH U01DK119099, R01NS042617 e R01DK125835 a CKS.

Materials

Surgical Microscope Leica, Wetzlar, Germany MSV266
Adherent Dressing (Tegaderm) 3M, St. Paul, Minn. 1626W
Laser speckle (Pericam PSI System ) Perimed AB, Stockholm, Sweden) PSIZ
Near-infrared laser (LUNA) Stryker (Formerly Novadaq Technologies, Toronto, Canada) LU3000
C57BL/6 mice Jackson Laboratories 000664
Micro-Adson Forceps – 1×2 Teeth Fine Science Tools (USA) Inc. 11019-12
V-Hook Fine Science Tools (USA) Inc. 18052-12
Scalpel SS NO15 Fischer Scientific 29556
Disposable Needle 30GX1 Fischer Scientific 305128
Operating Scissors Fischer Scientific 12-460-796
Surgi-Or Jeweler's Forceps, Sklar 4-1/2 in Fischer Scientific 50-118-4255
Spring Scissors – Straight/Sharp-Sharp/8mm Cutting Edge Fine Science Tools (USA) Inc. 15024-10
Cardiogreen Sigma I2633-25MG
IsosulfanBlue (Lymphazurin)  50 mg/5ml Mylan 67457-220-05

References

  1. Kataru, R. P., et al. Fibrosis and secondary lymphedema: chicken or egg. Translation Research. 209, 68-76 (2019).
  2. Brayton, K. M., et al. Lymphedema prevalence and treatment benefits in cancer: impact of a therapeutic intervention on health outcomes and costs. PLoS One. 9 (12), 114597 (2014).
  3. Mendoza, N., Li, A., Gill, A., Tyring, S. Filariasis: diagnosis and treatment. Dermatology and Therapy. 22 (6), 475-490 (2009).
  4. Rockson, S. G., Rivera, K. K. Estimating the population burden of lymphedema. Annals of the New York Academy of Sciences. 1131, 147-154 (2008).
  5. Soran, A., et al. Breast cancer-related lymphedema–what are the significant predictors and how they affect the severity of lymphedema. Breast Journal. 12 (6), 536-543 (2006).
  6. Hayes, S. C., et al. Upper-body morbidity after breast cancer: incidence and evidence for evaluation, prevention, and management within a prospective surveillance model of care. Cancer. 118, 2237-2249 (2012).
  7. Carl, H. M., et al. Systematic Review of the Surgical Treatment of Extremity Lymphedema. Journal of Reconstructive Microsurgery. 33 (6), 412-425 (2017).
  8. Garza, R., Skoracki, R., Hock, K., Povoski, S. P. A comprehensive overview on the surgical management of secondary lymphedema of the upper and lower extremities related to prior oncologic therapies. BMC Cancer. 17 (1), 468 (2017).
  9. Hassanein, A. H., et al. Deep Inferior Epigastric Artery Vascularized Lymph Node Transfer: A Simple and Safe Option for Lymphedema. Journal of Plastic, Reconstructive, Aesthetic Surgery. 73 (10), 1897-1916 (2020).
  10. Hassanein, A. H., Sacks, J. M., Cooney, D. S. Optimizing perioperative lymphatic-venous anastomosis localization using transcutaneous vein illumination, isosulfan blue, and indocyanine green lymphangiography. Microsurgery. 37 (8), 956-957 (2017).
  11. Chang, D. W., Masia, J., Garza, R., Skoracki, R., Neligan, P. C. Lymphedema: Surgical and Medical Therapy. Plastic and Reconstructive Surgery. 138, 209-218 (2016).
  12. Gould, D. J., Mehrara, B. J., Neligan, P., Cheng, M. H., Patel, K. M. Lymph node transplantation for the treatment of lymphedema. Journal of Surgical Oncology. 118 (5), 736-742 (2018).
  13. Cook, J. A., et al. Immediate Lymphatic Reconstruction after Axillary Lymphadenectomy: A Single-Institution Early Experience. Annals of Surgical Oncology. , (2020).
  14. Cook, J. A., Hassanein, A. H. ASO Author Reflections: Immediate Lymphatic Reconstruction: A Proactive Approach to Breast Cancer-Related Lymphedema. Annals of Surgical Oncology. , (2020).
  15. Johansson, K., Branje, E. Arm lymphoedema in a cohort of breast cancer survivors 10 years after diagnosis. Acta Oncologica. 49 (2), 166-173 (2010).
  16. Johnson, A. R., et al. Lymphedema Incidence After Axillary Lymph Node Dissection: Quantifying the Impact of Radiation and the Lymphatic Microsurgical Preventive Healing Approach. Annals of Plastic Surgery. 82, 234-241 (2019).
  17. Gartner, R., Mejdahl, M. K., Andersen, K. G., Ewertz, M., Kroman, N. Development in self-reported arm-lymphedema in Danish women treated for early-stage breast cancer in 2005 and 2006–a nationwide follow-up study. Breast. 23 (4), 445-452 (2014).
  18. Shin, W. S., Rockson, S. G. Animal models for the molecular and mechanistic study of lymphatic biology and disease. Annals of the New York Academy of Sciences. 1131, 50-74 (2008).
  19. Tobbia, D., et al. Lymphedema development and lymphatic function following lymph node excision in sheep. Journal of Vascular Research. 46 (5), 426-434 (2009).
  20. Olszewski, W., Machowski, Z., Sokolowski, J., Nielubowicz, J. Experimental lymphedema in dogs. Journal of Cardiovascular Surgery. 9 (2), 178-183 (1968).
  21. Rutkowski, J. M., Moya, M., Johannes, J., Goldman, J., Swartz, M. A. Secondary lymphedema in the mouse tail: Lymphatic hyperplasia, VEGF-C upregulation, and the protective role of MMP-9. Microvascular Research. 72 (3), 161-171 (2006).
  22. Tabibiazar, R., et al. Inflammatory manifestations of experimental lymphatic insufficiency. PLoS Medicine. 3 (7), 254 (2006).
  23. Slavin, S. A., Van den Abbeele, A. D., Losken, A., Swartz, M. A., Jain, R. K. Return of lymphatic function after flap transfer for acute lymphedema. Annals of Surgery. 229 (3), 421-427 (1999).
  24. Zampell, J. C., et al. Toll-like receptor deficiency worsens inflammation and lymphedema after lymphatic injury. American Journal of Physiology-Cell Physiology. 302 (4), 709-719 (2012).
  25. Gardenier, J. C., et al. Diphtheria toxin-mediated ablation of lymphatic endothelial cells results in progressive lymphedema. JCI Insight. 1 (15), 84095 (2016).
  26. Weiler, M. J., Cribb, M. T., Nepiyushchikh, Z., Nelson, T. S., Dixon, J. B. A novel mouse tail lymphedema model for observing lymphatic pump failure during lymphedema development. Scientific Reports. 9 (1), 10405 (2019).
  27. Avraham, T., et al. Th2 differentiation is necessary for soft tissue fibrosis and lymphatic dysfunction resulting from lymphedema. FASEB J. 27 (3), 1114-1126 (2013).
  28. Zampell, J. C., et al. CD4(+) cells regulate fibrosis and lymphangiogenesis in response to lymphatic fluid stasis. PLoS One. 7 (11), 49940 (2012).
  29. Arruda, G., Ariga, S., de Lima, T. M., Souza, H. P., Andrade, M. A modified mouse-tail lymphedema model. Lymphology. 53 (1), 29-37 (2020).
  30. Jun, H., et al. Modified Mouse Models of Chronic Secondary Lymphedema: Tail and Hind Limb Models. Annals of Vascular Surgery. 43, 288-295 (2017).
  31. Karkkainen, M. J., et al. A model for gene therapy of human hereditary lymphedema. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 98 (22), 12677-12682 (2001).
  32. Yoon, Y. S., et al. VEGF-C gene therapy augments postnatal lymphangiogenesis and ameliorates secondary lymphedema. Journal of Clinical Investigation. 111 (5), 717-725 (2003).
  33. Gallego-Perez, D., et al. Topical tissue nano-transfection mediates non-viral stroma reprogramming and rescue. Nature Nanotechnology. 12 (10), 974-979 (2017).
  34. Moore, J. T., et al. Nanochannel-Based Poration Drives Benign and Effective Nonviral Gene Delivery to Peripheral Nerve Tissue. Advanced Biosystems. , 2000157 (2020).
  35. Zhou, X., et al. Exosome-Mediated Crosstalk between Keratinocytes and Macrophages in Cutaneous Wound Healing. ACS Nano. 14 (10), 12732-12748 (2020).
  36. Roy, S., et al. Neurogenic tissue nanotransfection in the management of cutaneous diabetic polyneuropathy. Nanomedicine. 28, 102220 (2020).
  37. Sitzia, J. Volume measurement in lymphoedema treatment: examination of formulae. European Journal of Cancer Care. 4 (1), 11-16 (1995).
  38. Smeltzer, D. M., Stickler, G. B., Schirger, A. Primary lymphedema in children and adolescents: a follow-up study and review. Pediatrics. 76 (2), 206-218 (1985).
  39. Maclellan, R. A., Greene, A. K. Lymphedema. Seminars in Pediatric Surgery. 23 (4), 191-197 (2014).
  40. Clavin, N. W., et al. TGF-beta1 is a negative regulator of lymphatic regeneration during wound repair. American Journal of Physiology: Heart and Circulatory Physiology. 295 (5), 2113-2127 (2008).
  41. Gnyawali, S. C., et al. Retooling Laser Speckle Contrast Analysis Algorithm to Enhance Non-Invasive High Resolution Laser Speckle Functional Imaging of Cutaneous Microcirculation. Scientific Reports. 7, 41048 (2017).

Play Video

Cite This Article
Hassanein, A. H., Sinha, M., Neumann, C. R., Mohan, G., Khan, I., Sen, C. K. A Murine Tail Lymphedema Model. J. Vis. Exp. (168), e61848, doi:10.3791/61848 (2021).

View Video