Summary
Lymphödem ist eine Schwellung der Extremität, die durch lymphatische Dysfunktion verursacht wird. Wir beschreiben ein chronisches murines Schwanzmodell des Lymphödems und die neuartige Verwendung der Gewebe-Nanotransfektionstechnologie (TNT) für die genetische Frachtabgabe an den Schwanz.
Abstract
Lymphödem ist eine Schwellung der Extremität, die durch lymphatische Dysfunktion verursacht wird. Die betroffene Extremität vergrößert sich aufgrund der Ansammlung von Flüssigkeit, Fett und Fibrose. Es gibt keine Heilung für diese Krankheit. Ein Mausschwanzmodell, das eine fokale Hautexzision in voller Dicke in der Nähe der Schwanzbasis verwendet, was zu einer Schwanzschwellung führt, wurde zur Untersuchung von Lymphödemen verwendet. Dieses Modell kann jedoch zu vaskulärer Nekrose und daraus resultierender Schwanznekrose und einer frühen Schwanzschwellungsauflösung führen, was seine klinische Übersetzbarkeit einschränkt. Das chronische Mausschwanzlymphödemmodell induziert ein anhaltendes Lymphödem über 15 Wochen und eine zuverlässige Perfusion des Schwanzes. Zu den Verbesserungen des traditionellen Mausschwanzlymphödemmodells gehören 1) präzise Exzision in voller Dicke und Lymphschnitt mit einem Operationsmikroskop, 2) Bestätigung der postoperativen arteriellen und venösen Perfusion mit hochauflösendem Lasersprenkel und 3) Funktionelle Beurteilung mit indocyaningrüner Nahinfrarot-Laserlymphangiographie. Wir verwenden auch die Gewebe-Nanotransfektionstechnologie (TNT) für neuartige nicht-virale, transkutane, fokale Abgabe genetischer Fracht an das Mausschwanzgefäß.
Introduction
Lymphödem ist eine Schwellung der Extremität, die durch lymphatische Dysfunktion verursacht wird. Die betroffene Extremität vergrößert sich aufgrund der Ansammlung von Flüssigkeit, Fett und Fibrose1. Lymphödem betrifft 250 Millionen Menschen weltweit2,3,4. Es wird geschätzt, dass 20-40% der Patienten, die sich einer Behandlung für solide Malignome wie Brustkrebs, Melanom, gynäkologische/urologische Tumoren oder Sarkome unterziehen, lymphödemisch2,4,5entwickeln . Morbidität durch Lymphödem umfasst wiederkehrende Infektionen, Schmerzen und Deformitäten6. Es gibt keine Heilung für diese fortschreitende, lebenslange Krankheit. Aktuelle Therapien sind variaby wirksam7 und umfassen Kompression, vollständige entstauende Therapie durch Physiotherapeuten, Exzisionsverfahren und mikrochirurgische Operationen, einschließlich vaskularisierter Lymphknotentransfer und lymphovenöser Bypass7,8,9,10,11,12,13,14. Die ideale Behandlung von Lymphödemen muss noch entdeckt werden.
Die Untersuchung des Mechanismus und der Therapie von Lymphödemen war begrenzt. Es gibt einen durchschnittlichen verzögerten Beginn von einem Jahr nach der Lymphverletzung15,16 und die meisten Personen, die eine iatrogene Beleidigung mit Bestrahlung und Operationerfahren,entwickeln kein Lymphödem4,6,17. Obwohl große Tiermodelle, einschließlich Hunde, Schafe und Schweine,18,19,20beschrieben wurden, wurde das Mausschwanzmodell aufgrund von Leichtigkeit, Kosten und Reproduzierbarkeit am häufigsten angewendet. Mausmodelle zur Untersuchung von Lymphödemen umfassen ein Schwanzmodell, Diptherie-Toxin-vermittelte Lymphablation und axilläre oder popliteale Lymphknotendissektion21,22,23,24,25,26. Die meisten Schwanzmodelle verwenden eine fokale, volldicke Hautexzision mit Lymphkanalschnitt, die in der Nähe der Schwanzbasis22durchgeführt wird, was zu Schwanzschwellungen und histologischen Merkmalen ähnlich dem menschlichen Lymphödem24,27,28,29führt . Das Standard-Murinenschwanzmodell löst sich jedoch typischerweise spontan in nur 20 Tagen auf und wird von periodischer Schwanznekrosebegleitet 30. Das Lymphödem-Mausschwanzmodell verlängert ein anhaltendes Lymphödem über 15 Wochen hinaus, zeigt eine bestätigte arterielle und venöse Durchgängigkeit und ermöglicht die Beurteilung funktioneller lymphatischer Dysfunktionen.
Ein murines Schwanzmodell des Lymphödems ermöglicht die Bewertung neuartiger Therapeutika zur Behandlung von Lymphödemen. Genbasierte Strategien wurden im Mausmodell verwendet, das durch virale Vektoren vermittelt wurde31,32. Wir verwenden auch eine neuartige Gewebe-Nanotransfektionstechnologie (TNT) für die genetische Frachtabgabe an den lymphödematösen Mausschwanz. TNT ermöglicht die direkte, transkutane Genabgabe mit einem Chip mit Nanokanälen in einem schnell fokussierten elektrischen Feld33,34,35,36. Das Modell beinhaltet die Verwendung von TNT2.0, um die fokale Genabgabe potenzieller genbasierter Therapeutika an die lymphatische Verletzungsstelle des Mausschwanzes zu ermöglichen35.
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Protocol
Das Protokoll folgt den Richtlinien der Ethikkommission für Tierforschung der Institution. Alle Tierversuche wurden vom Institutional Animal Care and Use Committee der Indiana University School of Medicine genehmigt. Die Tiere wurden unter einem 12-stündigen Hell-Dunkel-Zyklus mit Nahrung und Wasser ad libitum untergebracht.
1. Chirurgische Störung der Mausschwanzlymphen
- Verwenden Sie acht Wochen alte C57BL/6-Mäuse gleicher Geschlechterverteilung.
- Legen Sie eine Maus unter Vollnarkose in eine Induktionskammer mit 3-4% Isofluran in 100% Sauerstoff, gefolgt von einer Erhaltungssedierung bei 1-3% während des Eingriffs.
- 0,5 mg/kg Retflin(SR)-Buprenorphin subkutan zur Schmerzkontrolle verabreichen.
HINWEIS: Zusätzliche Analgetika, die nach der Operation verabreicht werden: Carprofen einmal alle 24 Stunden für mindestens 48 h und Bupivacain einmal entweder nach dem Schnitt oder vor dem Schließen des Schnitts, aufgetragen durch Tropfen auf die Hautränder (dauert bis zu 4 – 6 h). - Positionieren Sie die Maus dorsal und bereiten Sie den Schwanz mit 70% Isopropylalkohol vor.
- Messen Sie den Schwanzdurchmesser vor dem Eingriff in Schritten von 5 mm, beginnend 20 mm von der Basis des Leitwerks mit einem Bremssattel. Diese Messungen werden verwendet, um das Volumen mit der kegelstumpfenden Gleichung37zu berechnen.
- Markieren Sie eine 3 mm umfangsumfangsen Exzision am Schwanz 20 mm von der Basis entfernt.
- Führen Sie eine sorgfältige 3 mm Hautexzision in voller Dicke mit einer sterilen chirurgischen Klinge (Größe 15) durch, wobei alle darunter liegenden Gefäße unter chirurgischer mikroskopischer Vergrößerung intakt bleiben. Schneiden Sie die obere Umfangsmarkierung (20 mm von der Schwanzbasis) zuerst durch die Dermis, gefolgt von einem umlaufenden Einschnitt in voller Dicke 3 mm vom ersten Schnitt.
- Machen Sie einen senkrechten vertikalen Schnitt in voller Dicke, um die beiden Einschnitte zu verbinden. Verwenden Sie einen gezahnten feinen Tonabnehmer, um eine Vorderkante zu greifen, und verwenden Sie Mikroschneidezähne, um vorsichtig tief in der avaskulären Ebene zur Dermis und oberflächlich zur Venenadventitien zu sezieren.
- Injizieren Sie 0,1 ml Isosulfanblau (1%) subkutan proximal zur Schwanzspitze.
- Identifizieren Sie die beiden Lymphkanäle neben den seitlichen Schwanzvenen unter dem Operationsmikroskop. Die Lymphe erscheint blau wegen der Isosulfan-Injektion. Transektieren Sie die Lymphgefäße mit einer geraden mikrochirurgischen Schere. Verwenden Sie die Schere, um eine Ebene zwischen der Seitenvene und der Lymphe vorsichtig zu sezieren. Dann passieren Sie die Spitze einer Scherenklinge zwischen dem Lymphgefäß und der Seitenvene und schließen Sie die Klingen, um das Lymphgefäß zu transektieren.
- Kleiden Sie die Schwanzwunde mit einem sterilen, anhaftend klaren Verband. Überprüfen Sie die Schnitte nach der Operation täglich, um sicherzustellen, dass sie nicht infiziert sind oder bluten, und bieten Sie eine Wundversorgung für 2 Wochen.
- Beherbergen Sie die Tiere nacheinander, um weitere Verletzungen am Schwanz zu vermeiden und zu verhindern, dass sich die Tiere gegenseitig beißen, was zu chirurgischen Komplikationen führen würde.
2. Schwanzgefäßuntersuchung mit Laser-Speckle-Kontrastbildgebung
- Betäuben Sie die Maus wie in Schritt 1.2.
- Um die Laser-Speckle-Kontrastbildgebung zur Visualisierung der Schwanzvaskularität zu verwenden, stellen Sie die Breite auf 0,8 cm, die Höhe auf 1,8 cm, die Punktdichte auf hoch, die Bildrate auf 44 Bilder / Sekunde, die Zeit auf 30 Sekunden und das Farbfoto auf 1 pro 10 Sekunden ein.
- Bewerten Sie die venöse und arterielle Perfusion auf Durchgängigkeit. Qualitativ sollte die Kontinuität des Flusses visualisiert werden.
3. Funktionelle lymphatische Beurteilung mit Nahinfrarot-Laserangiographie
- Betäubung des Tieres wie in Schritt 1.2
- Rekonstituieren Sie Indocyaningrün (ICG) (25 mg/10 ml) und verabreichen Sie 0,1 ml subkutan in den distalen Mausschwanz in der Nähe der Spitze.
- Dimmen Sie die Raumlichter. Platzieren Sie die Nahinfrarot-Laser-Angiographie in einer Puffereinstellung, gefolgt von einer Live-Aufnahme.
4. Fokale Abgabe von Nukleinsäurefracht an Mausschwanz mit TNT
- Betäuben Sie das Tier wie in Schritt 1.2.
- Peelen Sie den Mausschwanz mit topischer Hautpeelingcreme.
- Tauchen Sie den Mausschwanz 5 Minuten lang bei 37 °C in Kollagenaselösung (10 mg/ml).
- Laden Sie DNA in das TNT2.0 Chip Reservoir35.
- Platzieren Sie das TNT2.0 Silikonchip-Gerät über der gewünschten Brennstelle der Abgabe auf dem Schwanz mit Nanonädeln in Kontakt mit dem Schwanz.
- Legen Sie eine positive elektrische Sonde in den Behälter. Befestigen Sie die negative Sonde an einer 30 G-Nadel und führen Sie die Nadel subkutan in den Schwanz an der Entbindungsstelle ein.
- Anwenden von Rechteckwellenpuls elektrische Stimulation (10 x 10 ms Impulse, 250 V, 10 mA).
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Representative Results
Die Technik für das Mausschwanzmodell für anhaltende Lymphödeme ist in Abbildung 1 dargestellt. Die Figur zeigt die relevante Anatomie des Mausschwanzmodells. Abbildung 2 zeigt die fortschreitende Schwellung und das anhaltende persistierende Lymphödem im Mausschwanz nach Lymphödeminduktion. Das Schwanzvolumen der Maus, berechnet durch die verkürzte Kegelgleichung, erreicht seinen Höhepunkt in Woche 4 und plateaus bis Woche 6, gefolgt von einer allmählichen Verbesserung, die bis Woche 15 angehalten wird. Das Schwanzvolumen kann als Ergebnisvariable verwendet werden, um die Wirkung therapeutischer Interventionen bei Lymphödemen im Modell zu bewerten. In Abbildung 3können hochauflösende Lasersprenkel zur Beurteilung der Durchgängigkeit von Schwanzgefäßen beobachtet werden. Dies erhöht die Strenge des Modells, um sicherzustellen, dass das Wohlbefinden eher auf lymphatische Dysfunktion als auf Venenverletzungen beruht. Die Wirkung von Interventionen kann dann möglicherweise mit größerer Sicherheit in eine Lymphödembehandlung umgesetzt werden. Abbildung 4 zeigt eine funktionelle lymphatische Beurteilung, die mittels Nahinfrarot-Laserlymphangiographie durchgeführt wurde. Diese zusätzliche Ergebnisvariable ermöglicht eine funktionelle lymphatische Wirkung von Interventionen. Abbildung 5 zeigt die fokale Abgabe genetischer Fracht transkutan an der Operationsstelle mittels Gewebe-Nanotransfektionstechnologie (TNT2.0). TNT2.0 erleichtert die Point-of-Care-Bereitstellung potenzieller genbasierter Therapeutika in diesem Lymphödemmodell.
Abbildung 1: Mausschwanzmodell für anhaltende Lymphödeme. (A) Eine 3 mm breite Hautexzision in voller Dicke wird an einem murinen Schwanz 20 mm von der Basis unter dem chirurgischen Mikroskop durchgeführt. Es wird darauf geachtet, das Gefäßsystem zu erhalten. (B) Schematische Darstellung des Querschnitts des Mausschwanzes. DV=Rückenvene, LV=Venen lateral, A=Schwanzarterie ventralis, CV=Schwanzwirbel, T=Sehne und Muskel, gelbe Pfeile zeigen die Lymphe. (C) Nach Verabreichung von Isosulfanblau in die Schwanzspitze, um die Lymphe zu lokalisieren, zeigen die Lymphe (gelber Pfeil) eine blaue Farbe. Die Lymphe wird gestört, während die angrenzenden Seitenvenen erhalten bleiben (weißer Pfeil). Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 2: Progressive Schwellung des Mausschwanzlymphödemmodells. (A) Nach vollständiger Hautexzision und Lymphtransektion weist der Mausschwanz eine fortschreitende Schwellung auf, die über 15 Wochen anhielt. Die Halterung kennzeichnet 20 mm von der Basis des Schwanzes bis zum Beginn der chirurgischen Hautexzision in voller Dicke. (B-C) Quantifizierung der Veränderung des Schwanzvolumens über 15 Wochen dargestellt als (B) Balkendiagramme, wobei jeder Punkt ein Tier darstellt, n = 15 oder als (C) Liniendiagramm. Daten, die als ± SEM dargestellt werden. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 3: Hochauflösende Laser-Speckle-Kontrastbildgebung zur Bestätigung der Mausschwanzperfusion im Lymphödem-Mausschwanzmodell. Laser Speckle wird verwendet, um die Mausschwanzgefäße postoperativ zu beurteilen, um die Schwellung der lymphatischen Ätiologie zu validieren und die Schwanznekrose zu minimieren. (A) Ein Mausschwanz mit verletzten seitenseitigen Venen (schwarzer Pfeil), der durch Laserflecken erkannt wurde. (B) Intakte laterale Schwanzvene (schwarzer Pfeil) Post-Lymphödem-Operation durch Laser-Speckle erkannt. (n=5) Auflösung 0,02 mm; Der farbcodierte Balken zeigt die Durchblutung (blau: niedrig, rot: hoch) an, gemessen in beliebigen relativen Einheiten. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 4: Beurteilung der Lymphfunktion mittels Nahinfrarot-Laserlymphangioraphie im Mausschwanzmodell. Indocyaningrün (ICG), das in die Spitze des Mausschwanzes injiziert wird, lokalisiert sich in den Lymphgefäßen. Präoperativ sind die Lymphe entlang des Mausschwanzes intakt. Postoperativ gibt es keinen ICG-Transit über die Operationsstelle hinaus, was bestätigt, dass schwellungen durch lymphatische Dysfunktion verursacht werden. Gelber Pfeil zeigt die Basis des Schwanzes an. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 5: Fokale Abgabe genetischer Fracht mittels Gewebe-Nanotransfektionstechnologie (TNT). (A) Abbildung der TNT-Lieferung. (B) Plasmide werden in das TNT2.0-Reservoir geladen. Die positiven und negativen elektrischen Sonden werden angebracht und eine kurze, rechteckige Impuls-elektrische Stimulation wird abgegeben (10 x 10 ms Impulse, 250 V, 10 mA), die eine fokale, nicht-virale, transkutane Transfektion erleichtert. (C) Effizienz der genetischen Frachtabgabe unter Verwendung von TNT2.0, beobachtet durch Fluorescein amidit (FAM) markierte DNA-Abgabe an den murinen Schwanz. Mausschwänze wurden zwei Tage nach der TNT-Behandlung durch Fluoreszenzmikroskopie abschnitten und beurteilt. Weiße gepunktete Linien zeigen das Epithel der Haut des murinen Schwanzes an. Weiße Pfeile zeigen die FAM-markierte DNA an. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
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Discussion
Lymphödem wird als primäre (angeborene) oder sekundäre (iatrogene lymphatische) Verletzung kategorisiert38,39. Sekundäre Lymphödeme umfassen 99% der Fälle39. Sekundäre Lymphödeme werden am häufigsten durch Infektion (Filariose) oder postonkologische Behandlung mit Lymphadenektomie oder Bestrahlung verursacht4,39. Ein translationales Tiermodell ist für sekundäre Lymphödeme eine Herausforderung, da 70% der mit Lymphadektomie und Strahlung behandelten Tiere kein Lymphödem erwerben2,16. Darüber hinaus zeigt das phänotypische Lymphödem einen verzögerten Beginn (ein Jahr) nach lymphatischer Verletzung. Das Mausschwanzmodell des Lymphödems überwindet diese Hindernisse, da alle Mäuse, die sich einer fokalen Lymphlymphexzision unterziehen, innerhalb von Tagen nach dem Eingriff ein Lymphödem aufweisen21,23. Die fokale subkutane Exzision in voller Dicke wird unter Visualisierung mit dem Operationsmikroskop durchgeführt, was eine endgültige Identifizierung der Gewebeebene zwischen den Schwanzvenen und dem Unterhautgewebe ermöglicht und die Erhaltung der Gefäße erleichtert. Wir haben zuvor den Lymphkanal mit Nylonnäht ligiert, aber da ein anhaltendes Lymphödem nur mit der Transsektion des Lymphkanals induziert werden kann, muss eine Ligatur als unnötig angesehen werden. Die beiden lateralen Lymphkanäle im Mausschwanz befinden sich in unmittelbarer Nähe zu den seitlichen Schwanzvenen. Histologisch zeigt der geschwollene Schwanz Entzündungen, intersitielle Flüssigkeitsretention, Fettablagerung und Fibrose, ähnlich dem klinischen Lymphödem24,27,28,40.
Eine Falle dieses Modells ist das Verletzungsrisiko der Seitenvenen und des Gefäßes. Die Durchführung des Verfahrens bei Hautexzision in voller Dicke mit Lupenvergrößerung kann zu versehentlichen Venenblutungen während der Dissektion führen. Eine sorgfältige Exzision unter hoher stereoskopischer Vergrößerung ermöglicht eine höhere Präzision, um innerhalb der Gefäßebene zwischen der Gefäßadventitien und der subdermalen Schicht zu bleiben. Eine weitere Schwierigkeit besteht darin, dass schwanznekrose mit einer Häufigkeit von bis zu 30%30auftritt, da Gefäßverletzungen das Schwanznekroserisiko stark erhöhen. Das Modell marginalisiert die Schwanznekrose mit (1) der Verwendung eines Operationsmikroskops zur akribischen Dissektion und (2) der Bestätigung der Gefäßdurchgängigkeit durch Laser-Speckle-Bildgebung41. Wenn eine Gefäßverletzung festgestellt wird, sollte das Tier aus der Studie entfernt werden. Andere Forscher haben intrakardiale Mikrosphäreninjektion verwendet, um die arterielle Perfusion zu beurteilen22. Laser-Speckle-Bildgebung ermöglicht die Quantifizierung der Blutflusskinetik von Venen zusätzlich zu arterien41. Diese minimalinvasive Technik kann präzise Mikroperfusionsdaten liefern. 41
Das Schwanzvolumen wird als phänotypische Ergebnisvariable des Modells verwendet. Die Beurteilung der lymphatischen Funktion des Schwanzes im Modell wird auch verwendet, um den experimentellen Effekt zu bewerten. Wir verwenden Nahinfrarot-Laser-Lymphangiographie, um die Lymphfunktion im Mausschwanz zu bewerten. Dies visualisiert direkt den Lymphfluss in Echtzeit im lebenden Tier. IcG-Laser-Lymphangiographie wird auch häufig klinisch während lymphatischer mikrochirurgischer threapeutischer Verfahren wie lymphovenöser Anastomose verwendet, so dass es gutübersetzt wird 10. Klinisch erleichtert dies die introperative lymphatische Kartierung und die Identifizierung von Ziellymphgefäßen, um sie bei lymphovenöser Anatomose in Venen zu verbinden, um Lymphödeme zu behandeln7,10. Ein Fallstrick bei der Verwendung der ICG-Laserlymphangiographie ist die Leichtigkeit, mit der der Mausschwanz und andere Materialien mit ICG beschichtet werden können, was zu einer nicht-spezifischen Fluoreszenz führt und die korrekte Visualisierung der Lymphe behindert. Daher wechseln wir die Handschuhe sofort sowohl nach der ICG-Handhabung als auch nach der Verabreichung, um dieses Risiko zu minimieren.
TNT wurde ursprünglich für die in vivo Gewebereprogrammierung entwickelt33. Es wird als Gentransferplattform verwendet, im weiteren Sinne einschließlich der Rettung der diabetischen peripheren Neuropathie und der Reparatur von zerquetschten Nerven34,36 und verwendet drei wesentliche Komponenten: (1) einen Silikon-Nanochip für den Nanonedel-basierten Gentransfer; (2) eine Nukleinsäureladung (Plasmide mit ORF oder siRNAs); und (3) ein Standard-Netzteil. TNT ermöglicht die direkte, transkutane, nicht-virale Genabgabe mit einem schnellen fokussierten elektrischen Feld. Es wurde verwendet, um die Ischämie der Gliedmaßen durch Erhöhung der Neovaskularisation in einem Mausmodell33zu verringern. In jüngerer Zeit wurde TNT2.0 verwendet, um Wundstellen-Exosomen35zu kennzeichnen. Die Verwendung von TNT im Mausschwanz-Lymphödemmodell bietet eine aufregende Zukunft für die Bereitstellung genbasierter Therapien.
Eine translationale Einschränkung des Mausschwanzlymphödemmodells war die spontane Auflösung des Lymphödems21,22, da die Schwanzschwellung nach 20-30 Tagen in einigen experimentellen Modellen21abknöhnt . Im Modell wurde das Schwanzquellvolumen, gemessen anhand der üblicherweise verwendeten Kegelstumpfgleichung37,15 Wochen lang aufrechterhalten, ohne eine Auflösung zu zeigen. Vielleicht haben die Technikentschmierungen die Persistenz von Lymphödemen maximiert. Die Modifikationen der Technik umfassen die vollständige Dissektion unter mikrokopischer Vergrößerung, die Laser-Speckle-Bewertung der Schwanzgefäße, um die Strenge für den lymphatischen Ursprung des Lymphödems zu gewährleisten, die funktionelle Beurteilung mit ICG-Laserlymphangiographie und TNT2.0 für die therapeutische Genabgabe. Das modifizierte Mausschwanzmodell des Lymphödems ist ein reproduzierbares und klinisch übersetzbares Tiermodell des Lymphödems.
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Disclosures
Die Autoren haben keine konkurrierenden Interessenkonflikte.
Acknowledgments
Diese Arbeit wurde durch Zuschüsse der American Association of Plastic Surgeons Academic Scholarship und des Verteidigungsministeriums W81XWH2110135 an AHH unterstützt. Stipendium der Aesthetic Surgery Education and Research Foundation an MS. NIH U01DK119099, R01NS042617 und R01DK125835 an CKS.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Tegaderm Film | 1626W | ||
| Surgical Microscope | Leica, Wetzlar, Germany | MSV266 | |
| Adherent Dressing (Tegaderm) | 3M, St. Paul, Minn. | 1626W | |
| Laser speckle (Pericam PSI System ) | Perimed AB, Stockholm, Sweden) | PSIZ | |
| Near-infrared laser (LUNA) | Stryker (Formerly Novadaq Technologies, Toronto, Canada) | LU3000 | |
| C57BL/6 mice | Jackson Laboratories | 000664 | |
| Micro-Adson Forceps - 1x2 Teeth | Fine Science Tools (USA) Inc. | 11019-12 | |
| V-Hook | Fine Science Tools (USA) Inc. | 18052-12 | |
| Scalpel SS NO15 | Fischer Scientific | 29556 | |
| Disposable Needle 30GX1 | Fischer Scientific | 305128 | |
| Operating Scissors | Fischer Scientific | 12-460-796 | |
| Surgi-Or Jeweler's Forceps, Sklar 4-1/2 in | Fischer Scientific | 50-118-4255 | |
| Spring Scissors - Straight/Sharp-Sharp/8mm Cutting Edge | Fine Science Tools (USA) Inc. | 15024-10 | |
| Cardiogreen | Sigma | I2633-25MG | |
| IsosulfanBlue (Lymphazurin) 50 mg/5ml | Mylan | 67457-220-05 |
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