Summary
La evaluación de la recuperación del motor sigue siendo la medida del resultado de la referencia en estudios periféricos experimentales del nervio. La medida isométrica de la fuerza tetánica del músculo anterior de tibialis en la rata es una herramienta inestimable para evaluar resultados funcionales después de la reconstrucción de los defectos del nervio ciático. Los métodos y matices se detallan en este artículo.
Abstract
Lesiones traumáticas del nervio dan lugar a pérdida funcional substancial y los defectos segmentarios del nervio hacen necesario a menudo el uso de los injertos autólogos del nervio de la interposición. Debido a su disponibilidad limitada y a la morbosidad asociada del lado dispensador de aceite, muchos estudios en el campo de la regeneración del nervio se centran en técnicas alternativas para cerrar un boquete segmentario del nervio. Para investigar los resultados de las opciones experimentales quirúrgicas o farmacológicas del tratamiento, el modelo del nervio ciático de la rata se utiliza a menudo como prueba biológica. Hay una variedad de medidas de resultado utilizadas en modelos de ratas para determinar el grado de regeneración nerviosa. La fuerza máxima de salida del músculo diana sigue siendo el resultado más relevante para la traducción clínica de terapias experimentales. La medida isométrica de la fuerza de la contracción tetánica del músculo se ha descrito previamente como técnica reproducible y válida para evaluar la recuperación del motor después de lesión o de la reparación del nervio en modelos de la rata y del conejo. En este vídeo, proporcionaremos una instrucción paso a paso de este procedimiento inestimable para el gravamen de la recuperación funcional del músculo anterior de tibialis en un modelo del defecto del nervio ciático de la rata usando parámetros optimizados. Describiremos las preparaciones prequirúrgicas necesarias además del acercamiento y de la disección quirúrgicos del nervio peroneo común y del tendón anterior del músculo tibialis. Se detallará la técnica isométrica de medición de la fuerza tetánica. Se explica la determinación de la longitud óptima del músculo y la frecuencia del pulso del estímulo y se demuestra la medición de la contracción máxima del músculo tetánico.
Introduction
La pérdida de la función motora después de una lesión traumática del nervio periférico tiene un impacto significativo en la calidad de vida y el estado socioeconómico de los pacientes1,2,3. El pronóstico de esta población de pacientes sigue siendo pobre debido a las mejoras mínimas en las técnicas quirúrgicas a lo largo de los años4. La reparación epineural directa de extremo a extremo sin tensión forma la reconstrucción quirúrgica estándar de oro. Sin embargo, en los casos con brechas nerviosas extendidas, la interposición de un injerto de nervio autólogo ha demostrado ser superior5,6. La morbilidad asociada al sitio donante y la disponibilidad limitada de injertos de nervio autólogo han impuesto la necesidad de técnicas alternativas7,8.
Se han utilizado modelos animales experimentales para dilucidar el mecanismo de regeneración de los nervios periféricos y evaluar los resultados de una variedad de opciones de tratamiento reconstructivo y farmacológico8,9. El modelo de nervio ciático de rata es el modelo animal más utilizado10. Su pequeño tamaño los hace fáciles de manejar y casar. Debido a su potencial neurorregenerativo superlativo, la disminución del tiempo entre la intervención y la evaluación de los resultados puede resultar en costos relativamentemenores 11,12. Otras ventajas de su uso incluyen similitudes morfológicas con las fibras nerviosas humanas y el alto número de estudios comparativos/históricos13. Aunque este último debe abordarse con cautela, ya que una amplia variedad de diferentes medidas de resultado entre los estudios hace que sea difícil comparar los resultados14,15,16,17,18.
Las medidas de resultado para evaluar la regeneración nerviosa van desde la electrofisiología hasta la histomorfometría, pero estos métodos implican una correlación pero no necesariamente miden directamente el retorno de la funciónmotora 14,15. La regeneración de las fibras nerviosas podría no hacer conexiones apropiadas que pueden causar una sobreestimación del número de conexionesfuncionales 14,15,19,20. La mejor y clínicamente más relevante medida para demostrar la reinnervación correcta de los órganos finales sigue siendo la evaluación de la función muscular21,22,23. Sin embargo, la creación de herramientas de evaluación de la función motora para modelos animales es un desafío. Medinaceli et al. describieron por primera vez el análisis de la pista de senderismo, que desde entonces ha sido el método más utilizado para evaluar la recuperación funcional en estudios experimentales de nervios periféricos21,24,25,26,27,28. El análisis de la pista de caminar cuantifica el índice funcional ciático (SFI) basado en las mediciones de huellas de patas de ratas caminantes21,29. Las principales limitaciones del análisis de la pista de caminar, como las contracturas de los dedos de los dedos, la automutilación, el manchado de la impresión y la mala correlación con otras medidas de reinnervación, han requerido el uso de otros parámetros para la cuantificación de la recuperación funcional30,31.
En estudios previos en ratas Lewis32 y conejos neozelandeses33,validamos la medición isométrica de la fuerza tetánica (ITF) para el músculo tibial anterior (TA) y demostramos su efectividad en la evaluación de la recuperación muscular después de diferentes tipos de reparación nerviosa34,35, 36,37,38,39. El músculo TA es muy adecuado debido a su tamaño relativamente grande, inervación por la rama peroneal del nervio ciático y propiedades bioquímicas bien dilucidadas40,41,42,43. Cuando se optimiza la longitud muscular (fuerza de precarga) y los parámetros eléctricos, la ITF proporciona una variabilidad de lado a lado de 4,4% y 7,5% en ratas32 y conejos33,respectivamente.
Este artículo proporciona un protocolo detallado de la medida de ITF en el modelo del nervio ciático de la rata, incluyendo una descripción cuidadosa del planeamiento prequirúrgico necesario, del acercamiento quirúrgico y de la disección del nervio peroneo común y del tendón distal del músculo de TA. Utilizando valores predeterminados para la intensidad y duración del estímulo, se definirá la longitud muscular óptima y la frecuencia del pulso del estímulo. Con estos cuatro parámetros, la ITF puede medirse posteriormente de manera consistente y precisa.
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Protocol
Todos los procedimientos de animales se realizaron con la aprobación del Comité Institucional de Cuidado y Uso de Animales (IACUC A334818).
1. Calibración del transductor de fuerza
- Asegúrese de que el ordenador esté conectado correctamente al dispositivo multifuncional de adquisición de datos de E/S (DAQ) USB-6009, que a su vez debe estar conectado al transductor de fuerza.
NOTA: Otras cepas y especies de ratas pueden requerir un transductor de fuerza de célula de carga diferente, ya que cabe esperar fuerzas más altas 44. - Conecte una abrazadera personalizada hecha de un hemóstato quirúrgico modificado al transductor de fuerza que está montado en un brazo de palanca ajustable de base de vacío.
NOTA: La abrazadera a medida consiste en un hemóstato quirúrgico modificado con un tornillo de apriete que permite el ajuste de la tensión (Figura 1). - Coloque la plataforma de prueba de vidrio acrílico hecha a medida, que contiene dos bloques de madera para la fijación de la extremidad trasera de la rata, sobre la mesa.
NOTA: Otros materiales como el uretano también se pueden utilizar en lugar de madera, siempre y cuando los cables K sean capaces de penetrar y fijarse. - Conecte la abrazadera, el transductor de fuerza y la combinación de brazo de palanca ajustable verticalmente a la plataforma de prueba utilizando su base de vacío.
- Sujete un gancho o lazo a la abrazadera para los pesos de calibración.
- Encienda el ordenador y abra el software (por ejemplo, LabVIEW).
- Una vez abierto el software, inicie el instrumento virtual a medida (VI) para la medición itf (Figura 2).
Nota: Figura 2 contiene el código LabVIEW en un fragmento de código VI. Este fragmento de código VI se puede arrastrar al diagrama de bloques en LabVIEW. Se transformará automáticamente en un código gráfico. Para este experimento, la velocidad de muestreo se estableció en 2000 Hz con 25 muestras para leer para cada iteración. - Ejecute el VI pulsando la flecha blanca en la esquina superior izquierda y seleccione Nueva calibración. Se abrirá una nueva ventana.
- Inicie el proceso de calibración con peso cero (solo la abrazadera con un gancho o lazo conectado) y pulse OK.
- Consecutivamente, agregue 10, 20, 30 y 50 gramos de peso y presione OK entre cada medición de peso.
- Una vez que se recogen las cinco mediciones, haga clic en Proceso.
- Sólo aceptar los valores si el gráfico en el VI muestra una curva lineal positiva (Figura 3).
- Reposicione la abrazadera, el transductor de fuerza y la combinación de brazo de palanca ajustable horizontalmente en la plataforma de prueba. Esta será la posición utilizada para medir la ITF.
- Haga clic en Cero y la ventana se cerrará automáticamente.
2. Sujetos animales
- Utilice ratas Lewis machos que pesen entre 300-500 g.
NOTA: Para la comparación de la regeneración nerviosa, es imprescindible utilizar la misma cepa de rata tanto en el grupo control como en el experimental, ya que el peso y la incidencia de la autotomía dependen de la cepa y pueden influir enormemente en los resultados de la ITF10,32,45,46,47.
3. Preparación quirúrgica
- Preparar todos los instrumentos quirúrgicos requeridos antes de la cirugía(Tabla de Materiales).
- Pesar a los animales para determinar la cantidad requerida de anestesia.
- Induzca la anestesia colocando la rata en una cámara gaseada con isoflurano al 3% en oxígeno.
- Anestesia profundamente a la rata usando un cóctel de ketamina de diez partes (100 mg/mL) y xilazina de una sola parte (100 mg/mL) a una dosis de 1 mL/kg de peso corporal a través de una inyección intraperitoneal. Controlar la profundidad de la anestesia en función de la respuesta a un pellizco en el dedo del pie y observando la frecuencia respiratoria.
- Aproximadamente 30 minutos después de la dosis inicial del cóctel de ketamina/xilazina, administre una dosis suplementaria de 0,3-0,6 mL/kg de peso corporal de solo ketamina (100 mg/mL) por vía intraperitoneal para mantener una anestesia adecuada durante todo el procedimiento, que se define como una frecuencia respiratoria baja y una respuesta ausente a un pellizco en el dedo deldo del día.
PRECAUCIÓN: Es importante administrar meticulosamente la anestesia requerida ya que una sobredosis no puede ser contrarrestada. - Afeite cuidadosamente las extremidades traseras de la rata usando cortadoras eléctricas.
- Coloque la rata en posición decúbito prono en una almohadilla térmica para mantener la temperatura corporal a 37 °C. Opcionalmente, la temperatura corporal se puede controlar mediante un termómetro rectal.
- Inyecte 5 mL de cloruro de sodio al 0,9% (NaCl) por vía subcutánea en la piel suelta sobre el cuello de la rata para preservar un estado de hidratación adecuado durante todo el procedimiento.
- Debido a la naturaleza de no supervivencia de este procedimiento, el campo quirúrgico y los instrumentos no requieren ser estériles. El cirujano debe utilizar el equipo de protección personal (PPE) y las loupes quirúrgicas se aconsejan para la visualización apropiada de las estructuras anatómicas.
4. Abordaje quirúrgico del nervio peroneo común
- Coloque la rata en la posición reclinada lateral derecha o izquierda dependiendo de qué lado se medirá primero.
- Cree una incisión de 2-3 cm en la piel del muslo posterolateral paralela al fémur comenzando en el trocánter mayor usando una cuchilla quirúrgica no. 15.
- Identificar el plano entre el músculo bíceps femoral y los músculos glúteos máximos y vastos lateralis y realizar una disección contundente utilizando tijeras tenotomía para separar estos músculos y exponer el nervio ciático subyacente.
- Localiza la trifurcación del nervio ciático y coloca un retractor para adquirir un mejor acceso. Las tres ramas del nervio ciático incluyen el nervio peroneo común, el nervio tibial y el nervio sural.
- Aísle la rama peroneal común del nervio (generalmente la rama más ventral) del nervio ciático usando un fórceps microsurgical curvado.
NOTA: En caso de incertidumbre, estimule suavemente el nervio aislado con un estimulador nervioso quirúrgico y observe la respuesta motora. El estímulo del nervio peroneo común da lugar al dorsiflexion de la pata.
5. Disección del tendón muscular anterior tibial distal
- Para exponer el músculo del TA y su inserción, incise la piel en el aspecto anterolateral de la pierna más baja, comenzando en el empalme de rodilla y descendiendo al lado mediodorsal de la pata trasera.
- Diseccione el tendón distal del músculo del TA del tejido circundante usando un bisturí con una lámina quirúrgica No. 15.
- Usando un pezón dentador de mosquito, diseccione embotadamente el tendón del músculo ta hacia la inserción y corte el tendón tan distal como sea posible. Deje el músculo TA proximal intacto, preservando el pedículo neurovascular.
NOTA: Regularmente (aproximadamente cada 5 minutos), humedique el músculo TA con NaCl calentado al 0,9% (37 °C) para evitar el enfriamiento y la desecación.
6. Medición isométrica de la fuerza tetánica
- Conecte los cables del electrodo bipolar y el cable de tierra según su color a un dispositivo estimulador bipolar.
- Conecte el otro extremo de los cables del electrodo bipolar a un electrodo de subminiatura.
NOTA: El electrodo de referencia (rojo, ánodo) debe colocarse distal y el electrodo activo (negro, cátodo) proximal. - Transfiera el animal junto con la almohadilla térmica a la plataforma de ensayo.
- Fije la extremidad posterior de la rata al bloque de madera usando dos alambres Kirschner de 1 mm a través del tobillo y el cóndilo lateral del fémur distal evitando el aspecto posterior de la rodilla.
PRECAUCIÓN: Evite el daño vascular a la arteria poplítea y la vena que se encuentran dorsalmente al cóndilo del fémur. - Conecte un soporte con una abrazadera personalizada a la plataforma de prueba utilizando su base de vacío.
- Asegure el tendón distal del músculo ta a la abrazadera unida al transductor de fuerza.
NOTA: La abrazadera y el transductor de fuerza deben colocarse paralelos al curso del músculo TA. - Coloque el retractor en el muslo posterolateral de la rata para acceder al nervio peroneo común.
NOTA: El nervio ciático y sus ramas deben mantenerse húmedos con NaCl calentado al 0,9% (37 °C) para evitar el enfriamiento y la desecación. - Inserte el cable de tierra en los músculos circundantes (por ejemplo, el vasto músculo lateral).
NOTA: El estimulador Grass SD9 requiere un cable de tierra para reducir los artefactos eléctricos. Es posible que los estimuladores más nuevos no requieran un cable de tierra adicional. - Enganche el nervio peroneo común al electrodo de subminiatura y fije su posición utilizando el soporte en la plataforma (Figura 4).
NOTA: Asegúrese de que sólo el nervio peroneo común está conectado al electrodo de subminiatura. - Optimización de la longitud muscular
- Encienda el dispositivo estimulador bipolar y ajuste los ajustes de la siguiente manera: pulso monofásico cuadrado, retardo 2 ms, duración del pulso de estímulo 0,4 ms, intensidad del estímulo 2 V.
Nota : el retraso determina el tiempo entre el pulso de salida de sincronización y la entrega del borde de ataque del impulso. - Seleccione Prueba de parámetros y active La recopilación de desencadenadores en el VI.
- Aumente la longitud muscular (precarga) ajustando el brazo de palanca unido al transductor de fuerza.
- Comience con 10 g de precarga y use incrementos de 10 g hasta que se determine la fuerza muscular activa máxima.
- Para cada precarga, aplique dos contracciones individuales directamente una detrás de la otra usando el botón del dispositivo estimulador bipolar. La salida será visible en la pantalla y la rata debe mostrar la dorsiflexión de la pata.
NOTA: Antes de estimular el nervio, siempre retire cualquier exceso de NaCl al 0.9% que rodea el nervio usando aplicadores con punta de algodón para asegurarse de que la señal no se conduzca al tejido circundante. - Para detener la medición, pulse Trigger collection de nuevo en el VI.
- Si el programa detecta automáticamente las dos fuerzas de salida máximas, haga clic en Aceptar. En caso de que el programa no seleccione automáticamente estas fuerzas de salida, presione Rechazar y seleccione los picos manualmente. Las dos fuerzas de salida de pico se promediarán a una fuerza de salida de pico media (Figura 5).
- Calcule la fuerza muscular activa restando la precarga de la fuerza de salida media del pico.
- Anote la fuerza activa para cada precarga para visualizar la tendencia y reconocer la fuerza activa máxima (Figura 6). También se puede utilizar una hoja de cálculo.
- Encienda el dispositivo estimulador bipolar y ajuste los ajustes de la siguiente manera: pulso monofásico cuadrado, retardo 2 ms, duración del pulso de estímulo 0,4 ms, intensidad del estímulo 2 V.
- Medición de la fuerza tetánica isométrica
- Después de determinar la longitud muscular ideal, deje que el músculo descanse en cero precarga durante 5 minutos antes de comenzar las contracciones musculares tetánicas.
- Mientras tanto, cambie de prueba de parámetro a prueba de frecuencia en el VI y ajuste la intensidad del estímulo a 10 V en el dispositivo estimulador bipolar.
- Mantenga el retardo y la duración del pulso de estímulo en 2 ms y 0,4 ms, respectivamente.
- Mida la fuerza muscular tetánica isométrica utilizando frecuencias de estímulo crecientes a partir de 30 Hz con incrementos de 30 Hz hasta que se observe la meseta de fuerza máxima.
- Haga clic en Trigger collection y ajuste a la longitud muscular óptima predeterminada.
- Presione el botón Repetir en el dispositivo estimulador bipolar para inducir una estimulación tetánica durante un máximo de 5 segundos o hasta que se observe claramente un pico de fuerza.
NOTA: Antes de estimular el nervio, siempre retire cualquier exceso de NaCl al 0.9% que rodea el nervio usando aplicadores con punta de algodón para asegurarse de que la señal no se conduzca al tejido circundante. - Para recopilar los datos, presione Trigger collection de nuevo y documente la fuerza de salida máxima. En caso de que el programa no detecte automáticamente la fuerza de salida máxima máxima, presione Rechazar y seleccione el pico manualmente.
- Deje que el músculo descanse de nuevo a cero precarga durante 5 minutos antes de comenzar las siguientes contracciones musculares tetánicas.
NOTA: Regularmente (aproximadamente cada 5 min), humedce el músculo TA con NaCl calentado al 0,9% (37 °C) para evitar el enfriamiento y la desecación. - Continúe aumentando la frecuencia del estímulo hasta que se alcance la meseta de fuerza máxima. La meseta de fuerza se definirá como la fuerza tetánica isométrica máxima.
NOTA: Después de este paso, retire los cables K, grapa o sutura la piel y repita todo el procedimiento en el miembro posterior contralateral, comenzando en el paso 4.
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Representative Results
Se utilizan cinco parámetros para medir la medición de la ITF. Estos incluyen tensión muscular (fuerza de precarga), intensidad de estímulo (voltaje), frecuencia de pulso de estímulo, duración del estímulo de 0,4 ms y un retraso de 2 ms. Antes de medir la ITF, la tensión muscular óptima debe determinarse utilizando dos contracciones musculares de contracción única a una intensidad de 2 V durante la prueba de parámetros. Estos estímulos provocan la dorsiflexión de la pata y producen una señal de salida en el gráfico en el VI(Figura 5). Estas curvas de contracción única idealmente tienen un rápido repunte vertical que representa el período de contracción seguido directamente por un período de disminución vertical más lento que demuestra el período de relajación. El programa promediará estas dos fuerzas de salida máximas, pero la fuerza activa debe calcularse manualmente restando la fuerza de precarga de la fuerza de salida media. En el ejemplo de la Figura 5,una precarga de 10 g da como resultado dos fuerzas de salida de pico de 411,09 g (4,03 N) y 379,78 g (3,73 N), que se promedia a una fuerza de salida de pico media de 395,43 g (3,88 N). Cuando las fuerzas activas de cada precarga se trazan en un gráfico, se puede identificar la fuerza activa máxima. Estas fuerzas activas suelen producir una curva en forma de campana y la fuerza activa máxima para las ratas Lewis que pesan 300-500 g debe ser de alrededor de 30-40 g (0,29-0,39 N)(Figura 6).
Para los estímulos tetánicos durante la prueba de frecuencia, la intensidad del estímulo se aumenta a un voltaje supra-máximo (10 V) para asegurar la activación máxima de todas las unidades de motor del músculo del TA usando frecuencias cada vez mayores. La curva tetánica óptima aumenta y disminuye bruscamente y tiene una fase de meseta lentamente decreciente con oscilaciones mínimas. La Figura 7 muestra un ejemplo de una curva tetánica a una frecuencia de estímulo de 30 Hz con una fuerza tetánica isométrica de 803,25 g (7,88 N). La meseta de fuerza más alta se define como la ITF máxima.
Figura 1: Imagen de la abrazadera personalizada hecha de un hemóstato quirúrgico y modificada con un tornillo de apriete que permite el ajuste de la tensión. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 2:Código gráfico para el instrumento virtual para la medición isométrica de la fuerza tetánica en LabVIEW. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 3: Calibración del transductor de fuerza. La calibración exitosa del transductor de fuerza con cinco pesos (0, 10, 20, 30 y 50 g) debe dar lugar a una curva lineal positiva. Haga clic aquí para ver una versión más amplia de esta figura.
Figura 4:Descripción esquemática de la configuración experimental para la medición isométrica de la fuerza tetánica. (Con derechos de autor y se utiliza con permiso de la Fundación Mayo para la Educación e Investigación Médica; todos los derechos reservados. Reprinted from: Shin, R. H. et al. Método isométrico de la medida de la fuerza tetánica del tibialis anterior en la rata. Microcirugía. 28 (6), 452-457 (2008)). Haga clic aquí para ver una versión más amplia de esta figura.
Figura 5:Curvas representativas de una sola contracción para la optimización de la longitud muscular. Para cada medición de precarga, se aplican dos contracciones individuales. Estas curvas de contracción única tienen un rápido repunte vertical (período de contracción) seguido de una disminución vertical (período de relajación). Las dos fuerzas de salida de pico se promediarán a una fuerza de salida de pico media. En este ejemplo con una rata de Lewis, una precarga de 10 g da como resultado dos fuerzas de salida máximas de 411,09 g (4,03 N) y 379,78 g (3,73 N), que se promedia a una fuerza de salida máxima media de 395,43 g (3,88 N). Haga clic aquí para ver una versión más amplia de esta figura.
Figura 6: Longitud muscular óptima (precarga). La fuerza muscular activa se puede calcular restando la precarga de la fuerza de salida media del pico. La fuerza muscular activa para cada precarga debe documentarse hasta que sea visible una caída en la fuerza muscular activa. La precarga que produce la mayor fuerza muscular activa se utilizará para medir la fuerza tetánica isométrica. La precarga óptima para las ratas Lewis que pesan 300-500 g debe ser de alrededor de 30-40 g (0,29-0,39 N) (N=10). Haga clic aquí para ver una versión más amplia de esta figura.
Figura 7: Curva de fuerza teténica isométrica representativa. La curva tetánica óptima aumenta bruscamente, luego tiene una fase de meseta lentamente decreciente seguida de una fuerte disminución. La meseta de fuerza más alta se define como la ITF máxima. Este ejemplo representa la curva tetánica a una frecuencia de estímulo de 30 Hz con una fuerza tetánica isométrica de 803,25 g (7,88 N). Haga clic aquí para ver una versión más amplia de esta figura.
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Discussion
Este protocolo describe un método previamente validado para adquirir las medidas máximas exactas de ITF del músculo del TA en el modelo32de la rata. La recuperación de la fuerza máxima después de los tratamientos experimentales de la reconstrucción del nervio es de interés primario en el ajuste clínico pues prueba que el nervio no sólo regeneró, pero también hizo conexiones de trabajo con el músculo de la blanco. El ITF se puede utilizar en un modelo de brecha nerviosa pequeña, como el modelo de nervio ciático de ratamodelo 32,y con algunas modificaciones en el protocolo, también se puede utilizar en una brecha nerviosa más grande modelo33.
Hay varios pasos críticos que se deben considerar para asegurar mediciones de fuerza muscular isométrica máxima consistentes y confiables. La importancia de seleccionar cuidadosamente el tipo de anestesia para prevenir los efectos secundarios del músculo esquelético ha sido descritapreviamente 32,33. El uso de isoflurano ha demostrado una disminución dependiente del tiempo en la fuerza muscular, lo que puede explicarse por su capacidad para inducir la liberación estimulada por retículo sarcopásmico de calcio33,48. El efecto de la ketamina/xilazina sobre la fuerza muscular ha demostrado ser mínimo en base a nuestra experiencia y estudio previo32. El accesorio seguro del tendón distal del músculo del TA al transductor de la fuerza es también de gran importancia para las medidas exactas. El deslizamiento o el desgarro del tendón deben prevenirse o corregirse directamente. Por lo tanto, una abrazadera hecha a medida fue creada de un hemóstato quirúrgico y modificada con un tornillo de apriete. Otros grupos de investigación han descrito una técnica de secado del tendón durante unos 30 minutos para fortalecer mecánicamente la interfase entre el tendón y una abrazadera49. Para mantener la resistencia del músculo es fundamental evitar la desecación del músculo y el tendón de la AT con NaCl caliente al 0,9% e implementar un período de descanso de 5 minutos entre cada estimulación tetánica. El período de descanso se basa en la actividad del sistema phosphagen, también conocido como la fuente de energía inmediata, que es importante para las contracciones musculares explosivas. Consiste en trifosfato de adenosina (ATP) y actividad de fosfato de creatina y proporciona energía durante menos de 10 segundos de actividad máxima. Se requiere aproximadamente 3-5 minutos para reponer el 100% de los phosphagens50.
Reconocemos las limitaciones del método descrito en este video. La naturaleza de no supervivencia del procedimiento no permite mediciones en serie a lo largo del tiempo. Además, es un protocolo de prueba detallado y que consume mucho tiempo. Durante el tiempo de prueba de 1 a 2 horas, el nervio y el músculo se someten a un número significativo de estimulaciones que pueden resultar en fatiga muscular con una disminución potencial de la ITF. Esto, sin embargo, ha demostrado ser menos prominente en el modelo de rata en comparación con el conejo33.
En conclusión, la medición itf descrita en este vídeo es una herramienta invaluable en estudios experimentales de nervios periféricos para cuantificar la recuperación motora. Cuando está presentado con otras medidas del resultado tales como electrofisiología e histomorfometría, un gravamen global de la función de nervio puede ser proporcionado.
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Disclosures
Los autores no tienen nada que revelar.
Acknowledgments
La investigación reportada en esta publicación fue apoyada por el Instituto Nacional de Trastornos Neurológicos y Accidentes Cerebrovasculares de los Institutos Nacionales de Salud bajo el Número de Premio RO1 NS 102360. El contenido es responsabilidad exclusiva de los autores y no representa necesariamente los puntos de vista oficiales de los Institutos Nacionales de Salud.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 0.9% Sodium Chloride | Baxter Healthcare Corporation, Deerfield, IL, USA | G130203 | |
| 1 mm Kirshner wires | Pfizer Howmedica, Rutherford, NJ | N/A | |
| Adson Tissue Forceps | ASSI, Westbury, NY, USA | MTK-6801226 | |
| Bipolar electrode cables | Grass Instrument, Quincy, MA | N/A | |
| Bipolar stimulator device | Grass SD9, Grass Instrument, Quincy, MA | N/A | |
| Cotton-tip Applicators | Cardinal Health, Waukegan, IL, USA | C15055-006 | |
| Curved Mosquito forceps | ASSI, Westbury, NY, USA | MTK-1201112 | |
| Force Transducer MDB-2.5 | Transducer Techniques, Temecula, CA | N/A | |
| Gauze Sponges 4x4 | Covidien, Mansfield, MA, USA | 2733 | |
| Ground cable | Grass Instrument, Quincy, MA | N/A | |
| Isoflurane chamber | N/A | N/A | Custom-made |
| Ketamine | Ketalar, Par Pharmaceutical, Chestnut, NJ | 42023-115-10 | |
| LabView Software | National Instruments, Austin, TX | ||
| Loop | N/A | N/A | Custom-made |
| Microsurgical curved forceps | ASSI, Westbury, NY, USA | JFA-5B | |
| Microsurgical scissors | ASSI, Westbury, NY, USA | SAS-15R-8-18 | |
| Microsurgical straight forceps | ASSI, Westbury, NY, USA | JF-3 | |
| Retractor | ASSI, Westbury, NY, USA | AG-124426 | |
| Scalpel Blade No. 15 | Bard-Parker, Aspen Surgical, Caledonia, MI, USA | 371115 | |
| Slim Body Skin Stapler | Covidien, Mansfield, MA, USA | 8886803512 | |
| Subminiature electrode | Harvard Apparatus, Holliston, MA | N/A | |
| Surgical Nerve Stimulator | Checkpoint Surgical LCC, Cleveland, OH, USA | 9094 | |
| Terrell Isoflurane | Piramal Critical Care Inc., Bethlehem, PA, USA | H961J19A | |
| Testing platform | N/A | N/A | Custom-made |
| Tetontomy Scissors | ASSI, Westbury, NY, USA | ASIM-187 | |
| Traceable Big-Digit Timer/Stopwatch | Fisher Scientific, Waltham, MA, USA | S407992 | |
| USB-6009 multifunctional I/O data acquisition (DAQ) device | National Instruments, Austin, TX | 779026-01 | |
| Vacuum Base Holder | Noga Engineering & Technology Ltd., Shlomi, Isreal | N/A | Attached clamp is custom-made |
| Weight (10 g) | Denver Instruments, Denver, CO, USA | 820010.4 | |
| Weight (20 g) | Denver Instruments, Denver, CO, USA | 820020.4 | |
| Weight (50 g) | Denver Instruments, Denver, CO, USA | 820050.4 | |
| Xylazine | Xylamed, Bimeda MTC Animal Health, Cambridge, Canada | 1XYL002 |
References
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