Summary
Muitos modelos de roedores de endometriose são limitados pela complexidade técnica, reprodutibilidade e/ou necessidade de animais imunocomprometidos ou ratos repórteres especiais. Apresentamos um sistema simplificado de indução de lesão utilizando qualquer camundongo experimental com um sistema de pontuação objetiva e independentemente verificável e sem necessidade de cirurgia de ovariectomia ou sobrevivência.
Abstract
A endometriose é uma das principais causas de dor pélvica e infertilidade. É definido pela presença de tecido endometrial em locais extrauterinos. O desenvolvimento de novas terapias e ferramentas de diagnóstico para endometriose tem sido limitado devido, em parte, aos desafios no estudo da doença. Fora dos primatas, poucos mamíferos menstruam, e nenhum desenvolve endometriose espontânea. Modelos de roedores são populares, mas requerem indução artificial da endometriose, com muitos utilizando camundongos imunocomprometidos ou doenças induzidas cirurgicamente. Recentemente, mais atenção tem sido dada aos modelos que envolvem injeção intraperitoneal. Apresentamos um modelo murino de endometriose que integra várias características dos modelos de endometriose existentes em um novo sistema simplificado que se baseia na quantificação microscópica em vez de classificação subjetiva. Neste modelo, realizamos estimulação hormonal de camundongos doadores, injeção intraperitoneal, levantamento abdominal sistemático e colheita de tecidos, e quantificação histológica que pode ser realizada e verificada a qualquer momento após a necropsia. Este modelo requer recursos mínimos e treinamento; não requer perícia por técnicos de laboratório em cirurgia de sobrevivência de murinas ou na identificação de lesões endometriotes brutas; pode ser usado em camundongos imunocomprometidos, imunocompetente e/ou mutantes; e cria lesões endometriotes que são histologicamente consistentes com a doença endometriotica humana.
Introduction
A endometriose é uma doença enigmática do trato reprodutivo feminino com cargas financeiras e de saúde significativas sobre as mulheres1,2. A etiologia da endometriose não é completamente compreendida, e várias explicações foram propostas, incluindo metaplasia coelomicica, repouso mülleriano embrionário, recrutamento de células progenitoras derivadas da medula óssea e menstruação retrógrada3. Embora vários aspectos desses mecanismos propostos possam estar envolvidos, e nenhuma explicação única possa explicar todas as formas da doença, o modelo principal de patogênese endometriose é a menstruação retrógrada. Menstruação retrógrada é a passagem do efluente menstrual através dos tubos de falópio e para a cavidade peritoneal; estima-se que 90% das mulheres menstruadas passam regularmente por menstruação retrógrada4,5. Dado esse fenômeno comum da menstruação retrógrada, por que a endometriose se desenvolve apenas em um subconjunto de mulheres não está claro5. Para entender melhor a etiologia dessa doença, estudos humanos diretos não são viáveis e estudos em animais são justificados.
A endometriose é um desafio tanto para tratar quanto para estudar. A prevalência da doença não é conhecida, mas estimada em 10%1. Embora alguns tipos avançados de endometriose possam ser identificados com precisão por meio de imagens não invasivas, um diagnóstico definitivo só é obtido através da análise histopatológica de amostras de biópsia obtidas cirurgicamente; lesões que visualmente parecem estar doentes, podem de fato ser fibrose ou cicatrizes de outras causas6. A gravidade e a extensão da doença não se correlacionam com a sintomatologia7.
As lesões de endometriose consistem em tipos de células heterogêneas e populações que interagem de forma complexa dentro do microambiente, limitando, portanto, a utilidade dos modelos celulares8,9. Existem modelos in vivo, mas estes têm desafios e limitações inerentes10,11,12. Modelos de primatas são ideais, mas muitas vezes não são viáveis13,14,15. Poucos mamíferos não primatas menstruam e desenvolvem endometriose espontaneamente16. Existem modelos de endometriose de roedores, mas cada um tem limitações17. Muitos desses modelos requerem cirurgia de sobrevivência para suturar ou implantar tecido endometrial na parede ou intestino receptor do doador, adicionando complexidade técnica, necessidade de anestesia e confundindo fatores imunológicos da própria cirurgia18,19,20. Além disso, muitos modelos requerem ovaectomia e suplementação de estrogênio; ao mesmo tempo em que aumenta o rendimento da lesão, isso adiciona tempo, despesas e cirurgia de sobrevivência adicional. Modelos de injeção intraperitoneal (IP) não requerem anestesia ou cirurgia de sobrevivência, e esses modelos logicamente simulam a menstruação retrógrada melhor do que os modelos de sutura21,22,23. A maioria dos modelos de IP, no entanto, estão sujeitos a maior variabilidade no local da lesão devido à dispersão aleatória de fragmentos endometrial após a injeção e, portanto, a mais viés na identificação e medição da lesão.
Aqui apresentamos um modelo murino de endometriose que integra várias características dos modelos de endometriose existentes em um sistema novo, simplificado e eficiente que se baseia na quantificação microscópica em vez de classificação subjetiva.
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Protocol
NOTA: O uso de animais neste estudo foi aprovado pelo Comitê Institucional de Cuidados e Uso de Animais (IACUC) do Cleveland Clinic Lerner Research Institute. Todas as normas de cuidados e uso de animais disponíveis publicamente foram realizadas seguindo orientações dos Institutos Nacionais de Saúde. Este procedimento está utilizando técnicas assépticas. A placa de Petri é estéril. O PBS/soro fisiológico utilizado é estéril. Os instrumentos cirúrgicos para necropsia e dissecção tecidual são esterilizados via autoclave. Utilizamos 70% de EtOH nos instrumentos entre os casos de animais (se mais de um por sessão) para diminuir a contaminação.
1. Preparação de camundongos doadores e receptores (ver Figura 1)
- Certifique-se de que a aprovação apropriada está em vigor para trabalhar com animais de laboratório.
- Determine a tensão do rato. Nesses experimentos, foram utilizados camundongos selvagens e mutantes com fundo C57BL/6J, mas pesquisadores usando modelos semelhantes relatam sucesso com outras cepas de camundongos, como os ratos BALB/c10. Além disso, ratos doadores e/ou receptores podem utilizar sistemas de repórteres, como ratos GFP ou RFP (ver Figura 2 e Figura 3).
- Para o tempo do transplante de tecido endometrial, certifique-se de que os camundongos doadores têm entre 22 e 24 dias de idade no momento da injeção de gonadotropina. Isso garante que eles sejam reprodutivamente ingênuos, por exemplo, ainda não começaram a pedalar.
- Certifique-se de que os camundongos receptores estão reprodutivamente intactos (sem ovaectomia prévia) entre 2 e 4 meses de idade. Embora não seja necessário, recomenda-se colocar a roupa de cama encharcada de urina de uma gaiola de ratos machos periodicamente na gaiola do receptor para facilitar o ciclismo estrous contínuo e novamente às 72 horas antes do transplante de tecido endometrial.
NOTA: Isso não garantirá a sincronização do ciclo estrous dos receptores, uma vez que a cama encharcada de urina de colocação é altamente dependente da quantidade de roupa de cama masculina utilizada e tem resultados variáveis. Se a sincronização do ciclo estrous for desejada, três injeções subcutâneas consecutivas de 100 ng/100 μL estradiol levarão todos os animais à fase estrous. Embora não tenhamos encontrado diferença na indução de lesões com base na fase do ciclo estrous, outros grupos descobriram que a fase do ciclo é importante10. - Injete subcutâneamente a Gonadotropina de Soro de Mare Grávida (PMSG, 2 UI diluída em 200 μL) em camundongos doadores subcutâneamente usando uma agulha fina (25-27 G recomendado). Não dê PMSG para camundongos receptores, pois desencadeará a ovulação e o subsequente ambiente de alta progesterona, que é menos receptivo à formação de endometriose.
NOTA: Modelos anteriores de camundongos utilizaram PMSG ou estrogênio para estimular a proliferação endometrial nos camundongos doadores antes da colheita endometrial23. O PMSG é recomendado pelas seguintes razões: A meia-vida do PMSG é de 40 h, enquanto a meia-vida de 17-beta-estradiol é de apenas 2 h. A utilização de uma única injeção subcutânea de PMSG nos doadores 40 h antes da aquisição de tecido endometrial proporciona uma duração sustentada de exposição à estimulação da gonadotropina, que atua para estimular o estrogênio endógeno. Muitas preparações de estrogênio exógeno requerem múltiplas injeções para preparar adequadamente o endométrio. - Após a injeção do PMSG, agende necropsia, aquisição e transplante no receptor entre 38-42 h. Cronometre a colheita do tecido endometrial após a injeção de gonadotropina para garantir a coleta de tecido antes da ovulação, que ocorre a 42h após a injeção. A ovulação produz um ambiente de alta progesterona (P4), o que reduziria o estabelecimento da lesão.
2. Aquisição de tecido endometrial do rato doador
- Após a eutanásia do rato doador (utilizando câmara de CO2 seguida de luxação cervical), pulverize o abdômen com solução de 70% de etanol; isso serve para reduzir a contaminação do tecido adquirido da flora da pele e dos cabelos desalojados. Com a tesoura dissecando, faça um corte transversal raso na linha média através da pele e tecido subcutâneo. Em seguida, agarrando cada lado da incisão da pele, use tração contundente para abrir o abdômen.
- Identifique o útero. Antes de remover o útero, corte o tecido conjuntivo adjacente. Transect cada chifre uterino logo abaixo de seu respectivo tubo falópio e, em seguida, transectar o colo do útero para remover todo o útero em bloco.
- Após a remoção da cavidade abdominal, inspecione o útero cuidadosamente e remova qualquer gordura periférica adicional ou tecido conjuntivo. Coloque o útero em uma gota de PBS frio em uma placa de Petri. Determine e documente a massa combinada de todo o útero.
- Transecte cada chifre do fundo do útero, tornando a transeção o mais próxima possível do fundus para maximizar o comprimento de cada chifre. Usando o auxílio de um microscópio dissecando, coloque uma lâmina da tesoura dissecando dentro do lúmen do primeiro chifre, depois corte ao longo do eixo principal do tubo. Abra cuidadosamente o tubo, tendo em mente qual lado é o serosa e qual lado é o epitélio.
- Coloque 500 cc de soro fisiológico ou PBS em uma nova placa de Petri; o líquido permanecerá junto devido à tensão superficial.
- Em seguida, realize a fragmentação do útero de forma uniforme. É melhor ter menos lesões maiores do que muitas lesões menores. Comece separando o epitélio do miométrio, agarrando a camada endometrial e descascando-a.
- Alternativamente, simplesmente fragmentar o tecido sem separar o miométrio (desde que o lado epitelial esteja totalmente exposto), mas manter o miomério diminui a relevância fisiológica deste modelo para a doença humana. Certifique-se de que os fragmentos são tão grandes quanto possível, mas pequenos o suficiente para passar por uma agulha de 18 G; (Recomenda-se 1 mm x 1 mm).
- Colete 10-12 destes fragmentos de 1 mm x 1 mm do primeiro chifre (que corresponde aproximadamente a 40 mg de tecido nos camundongos C57BL/6J). Coloque fragmentos coletados na coleta de líquidos.
- Execute os mesmos passos para o outro chifre uterino para um total de cerca de 24 fragmentos por mouse. Documente o número total de fragmentos.
3. Injeção peritoneal de fragmentos de tecido em camundongos receptores
- Aspirar os fragmentos suspensos de 1 mm x 1 mm utilizando a extremidade contundente de uma seringa de 1 cc; o volume total deve ser de 1 mL.
- Coloque uma agulha de 18 G na seringa completa e carregue o fluido na agulha. Considere uma injeção simulada de volta na placa de Petri para garantir que todo o tecido passe pela agulha.
- Pegue o rato receptor. Antes ou depois da injeção ip, obtenha uma mancha vaginal do mouse receptor para documentação do ciclo estrous (10 μL de soro fisiológico usando a seringa da lâmpada no orifício vaginal e banhada na lâmina de vidro com o deslizamento de tampa).
- Realize a injeção intraperitoneal dos fragmentos com a seringa em um ângulo de 45 graus, tomando o cuidado de não injetar subcutânea.
- Se os fragmentos permanecerem após a injeção, desenhe mais 200 μL do fluido para a seringa para injeção para garantir que todos os fragmentos sejam injetados com sucesso intraperitoneally.
- Uma vez assegurado de nenhum sangramento ou complicações, coloque os camundongos receptores de volta em suas gaiolas e alimente uma dieta normal.
4. Colheita de lesões endométriticas
- Eutanize camundongos receptores em aproximadamente 21 dias após a injeção de fragmento pós-transplante.
NOTA: A partir da experiência e da discussão com colaboradores utilizando modelos semelhantes, o tamanho máximo da lesão e o número ocorrem em aproximadamente 3 semanas após o transplante; após 3 semanas, as lesões começam a regredir em tamanho. Utiliza-se o método aprovado pela IACUC de eutanásia. - Após a eutanásia e a luxação cervical, pulverize o abdômen do animal com 70% de etanol e tenda a pele para cortar superficialmente com tesoura dissecando. Inciso a pele e o espaço subcutâneo com uma tesoura para abrir o abdômen sem rodeios.
- Antes de qualquer dissecção adicional, é realizado um levantamento completo das lesões brutas, com tamanho medido por pinças e documentado quanto à sua região anatômica (veja abaixo).
- Realizar a coleta completa de três regiões anatômicas distintas em bloco (independentemente de as lesões podem ou não ser apreciadas grosseiramente). Se as lesões forem observadas em outras regiões (por exemplo, intestinos), estas devem ser ignoradas e não coletadas a menos que a lesão atravesse uma das três áreas abaixo.
- A = parede abdominal/peritônio (pode ser achatado em um ou enrolado, desde que consistente entre as amostras).
- B = pâncreas e gordura mesentórica.
- C = tecido conjuntivo parauterino e gordura (tecido branco brilhante que envolve o útero, mas não envolve nenhum órgão que não seja a bexiga; tome cuidado para não confundir a bexiga com uma lesão).
- Coloque cada área dissecada em um, apropriadamente rotulado, e coloque-o em formalina e processo conforme protocolo de laboratório para seção histológica.
- Blocos de formalina de seção em dois slides (D1 e D2) por área de tecido em duas profundidades uniformes.
5. Pontuação de lesões endométriticas
- Digitalizar (a 40x de ampliação) e arquivar slides.
- Use o software de leitura de slides digital, defina a maior distância (X) entre bordas de uma lesão endometriotica - se a borda consiste em glândulas ou estroma-e marcá-la. Uma lesão contínua é definida por glândulas cercadas por estroma; a linha não necessariamente atravessa apenas tecido endometriotico (como no caso de determinar pontos finais em um foco irregularmente moldado ou ondulante da endometriose), mas os dois pontos finais precisam ser conectados por estroma e/ou glândulas contínuas (ver Figura 4).
- Faça uma segunda linha (Y) 90 graus através da primeira linha, com o comprimento da segunda linha determinado seguindo as regras acima.
- Se múltiplas lesões não contíguas forem encontradas, dê a cada uma as suas próprias medidas X e Y.
- Calcule a pontuação final de cada slide como a soma das áreas (X*Y) de cada lesão.
- Tome a maior pontuação dos dois slides (D1 vs D2) como a pontuação final para aquela região (A, B, C).
- Totale as pontuações de cada região para dar a pontuação microscópica final para esse animal.
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Representative Results
Para uma prova inicial de experimento conceitual, o endométrio de doadores de camundongos RFP foi injetado em camundongos receptores de tipo selvagem. A coloração da H&E revelou confirmação histopatológica da arquitetura clássica da lesão da endometriose(Figura 3A). A microscopia fluorescente confirmou que a lesão observada em questão teve origem no doador (Figura 3B).
O segundo experimento foi realizado utilizando 10 doadores wildtype C57BL/6J e 10 receptores. Outros 5 receptores receberam tratamento falso (injetado com PBS e não fragmentos endometrial) e atribuíram um número de identificação aleatória; revisores ficaram cegos antes da necropsia e revisão histopatológica.
Todos os receptores receberam tecido endometrial doador dentro de 42 h de tratamento de doadores PSMG. Não houve correlação entre este intervalo de tempo e o peso uterino final ou o tamanho da lesão. No momento da aquisição de doadores, o peso total médio uterino era de 54 ± 9,5 mgs. O número médio de fragmentos foi de 22,4 ± 5,2, resultando em peso médio de fragmento de 2,5 ± 0,5 mgs. A cirurgia de ponto final ocorreu no dia 20 ou dia 22 para todos os receptores.
Com um número médio de lesões de 1,5 e diâmetro médio da lesão total bruta de 3,7 mm, esses pontos finais são semelhantes a outros estudos utilizando modelos de camundongos com peso semelhante de fragmentos endometrial injetados(Figura 2)10. A prevalência de lesões para todos os camundongos foi de 80%. Os camundongos sem lesões apresentaram fracionamento endometrial significativamente maior em comparação com camundongos com lesões (30,5 fragmentos totais versus 20,3, respectivamente; fragmentos totais médios para todos os camundongos foram de 22,4) resultando em tamanho de fragmento abaixo da média no momento da injeção (1,9 mgs vs 2,6 mgs). Como esperado, os controles falsos (injetados com soro fisiológico e não fragmentos endometrial) não apresentaram doenças brutas ou microscópicas. Em um estudo subsequente utilizando um número expandido de camundongos, a fase estrous do camundongo receptor não foi associada ao número da lesão ou ao escore da doença microscópica.
O número de lesões brutas parece ser um marcador de substituto ruim para a carga total da lesão, pois houve discordância entre a doença macroscópica e a microscópica presente nos tecidos. Em 60% (n = 6) dos casos, houve concordância entre a pontuação macroscópica e microscópica (concordância definida como presença ou ausência e diferença no tamanho total foi de dentro de 3 mm). No entanto, em 40% (n = 4) dos casos, houve discordância, com 10% (n = 1) do tempo em que a doença macroscópica esteve ausente, mas a doença microscópica estava presente pela histologia, 10% (n = 1) doença macroscópica foi observada apesar de não haver ausência de endometriose na histologia confirmatória (Figura 5), e os 20% restantes (n = 2) houve concordância na presença, mas não magnitude do tamanho da lesão. Assim, o exame macroscópico apenas para lesões não é suficiente para a quantificação da carga da doença de endometriose.
Figura 1: Visão geral do modelo. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 2: Regiões pesquisadas para quantificação de lesões. Embora o intestino e outros locais intraperitoneais possam abrigar lesões, é mais desafiador distinguir essas grosseiras e um levantamento exaustivo do abdômen seria mais intensivo com retornos reduzidos. Portanto, é realizada uma abordagem consistente e sistemática da colheita do tecido completo (independentemente de estar presente na doença bruta) nas três regiões mais comuns de formação de endometriose: a parede abdominal/peritônio(A),o pâncreas e a gordura mesentérica(B)e a gordura parauterina(C). São rotuladas imagens representativas de achados microscópicos de lesões de cada uma das três regiões. Ampliação de 40x. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 3: Indução da endometriose usando endométrio de camundongos doadores expressando proteína fluorescente vermelha. (A) Seção H&E da lesão. (B) Microscopia fluorescente com coloração DAPI. Ampliação de 40x. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 4: Imagens representativas do software utilizado para medir as dimensões das dimensões da lesão e quantificar a carga da lesão. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 5: Amostras representativas de "lesões" brutas que não são endometriose pelo exame histopatológico. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
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Discussion
Nosso estudo demonstra que a endometriose pode ser induzida de forma confiável em camundongos sem exigir o uso de cirurgia de ovariectomia e/ou sobrevivência, e que lesões endometrial ectópicas podem ser identificadas e quantificadas por meio de um levantamento padronizado do abdômen e análise histológica.
Muitos estudos de endometriose de endometriose utilizam endometriose cirurgicamente induzida em que o endométrio doador é suturado no lugar do intestino, parede abdominal ou outro local intraperitoneal12,20. Isso tem a vantagem de padronizar o tamanho e a localização do tecido transplantado. No entanto, além dos desafios logísticos adicionais da cirurgia de sobrevivência, isso pode introduzir variáveis de confusão da própria cirurgia, uma vez que a endometriose é uma doença inflamatória e que, em um ambiente clínico, a endometriose normalmente se desenvolve antes de qualquer procedimento cirúrgico. A injeção intraperitoneal, por outro lado, modela com mais precisão a menstruação retrógrada que se pensa causar a maioria das lesões de endometriose.
A ovariectomia é frequentemente realizada em modelos de roedores para reduzir a variabilidade introduzida pelo ciclo estrous; e como a endometriose é uma doença dependente de hormônios, doses suprafisiológicas de estradiol são então administradas nesses casos. Essa prática limita indiscutivelmente a aplicabilidade de um modelo de camundongo à doença humana. Nosso estudo demonstra que a ovariectomia não é necessária para criar lesões de endometriose de forma confiável e que essa fase do ciclo estrous não afeta a capacidade de estabelecer lesões.
Uma escassez de outros modelos de injeção intraperitoneal é a dependência de medidas subjetivas do tamanho ou da carga da lesão. Embora o uso de pinças ou outros instrumentos possam fornecer medidas objetivas, essas medidas são registradas no momento da colheita da lesão e, portanto, não podem ser verificadas posteriormente e podem estar sujeitas à variabilidade intra-observador. Em nosso modelo, a quantificação histológica pode ser realizada e verificada muito tempo após a necropsia, o que significa que aqueles que realizam a necropsia não precisam ter expertise na identificação de lesões brutas e são mais facilmente cegos quanto à intervenção recebida. Além disso, como ilustra nosso trabalho, uma proporção de doenças pode ser perdida quando depende apenas de doenças brutas; além disso, muitas lesões suspeitas podem ser fisiológicas (por exemplo, tecido linfoide) ou fibrose. Finalmente, tomar seções padronizadas de regiões anatômicas inteiras em cada mouse reduz ainda mais a variabilidade. Essa abordagem de aquisição da mesma quantidade de tecido por camundongo previne a inevitável sublinhação que ocorreria com pequenas amostras e a pontuação excessiva de amostras grandes, especialmente porque a doença microscópica pode estar presente.
Em última análise, esses refinamentos servem tanto para padronizar e simplificar a abordagem, resultando em um modelo de mouse que pode estudar a endometriose de forma de alto rendimento. Este modelo é um método ensaio para a triagem de caminhos e alvos de drogas, e nosso laboratório está atualmente utilizando este modelo para um estudo de validação de medicamentos. Este modelo é particularmente útil ao tentar determinar a importância relativa da expressão genética aberrante (ou tratamento medicamentoso) no endométrio do doador versus o ambiente peritoneal receptor. Também pode ser utilizado com ratos repórteres (como mostramos) e camundongos imunocomprometidos e nocauteados.
Em resumo, fornecemos diversas inovações importantes que fornecem um modelo murino com alta confiabilidade, reprodutibilidade e objetividade no estudo da endometriose. Nossa abordagem avança no campo, fornecendo não apenas um processo simples e simplificado para indução de lesões, mas também uma maneira padronizada de medir e relatar dados.
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Disclosures
Os autores não têm conflitos de interesse para divulgar.
Acknowledgments
Gostaríamos de agradecer aos membros do laboratório Reizes por sua revisão crítica e insights durante a preparação do manuscrito, bem como os núcleos de Imagem e Histologia do Lerner Research Institute por sua assistência na coleta de dados e análise de dados. Este trabalho foi apoiado por meio de um financiamento interno através do Comitê do Programa de Pesquisa da Cleveland Clinic e de uma subvenção externa através da Society for Reproductive Investigation e da Bayer. A pesquisa no Laboratório Reizes também é financiada por meio do VeloSano Bike to Cure, Centro de Excelência em Pesquisa em Câncer Ginecológico, e através da Laura J. Fogarty Dotada de Cadeira para Pesquisa uterina do câncer. A Cleveland Clinic possui a permissão de direitos autorais para a Figura 1 e a Figura 2.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Supplies for injecting PMSG into donor mouse | |||
| 1 mL Tuberculin syringe with 27G needle | Fisher Scientific | 14-826-87 | |
| Pregnant mare serum gonadotropin | Sigma-Aldrich | 9002-70-4 | |
| Supplies for necropsy of donor mouse and tissue processing | |||
| 6” serrated forceps, curved tip | Electron Microscopy Sciences | 72993-6C | |
| 70% ethanol solution | Pharmco | 33000HPLCCS4L | 70% solution dilute ethyl acetate 200 proof |
| Analytical balance | Mettler Toledo | ME54TE | |
| Carbon dioxide | TriGas Supplier | ||
| Dissecting tray | Fisher Scientific | S14000 | |
| No. 10 disposable scalpel | Fisher Scientific | NC9999403 | |
| Scissors, curved | Electron Microscopy Sciences | 72941 | |
| Scissors, straight | Electron Microscopy Sciences | 72940 | |
| Stereo microscope | Leica Microsystems | Leica SE 4 | For tissue dissection |
| Sterile phosphate buffered saline (PBS) | Institutional core facility supplies | ||
| Surgical instrument sterilization tray | Electron Microscopy Sciences | 66112-02 | |
| Tissue culture dishes | Fisher Scientific | 08-772E | |
| Weighing dishes | Fisher Scientific | 02-202-103 | |
| Supplies for injecting into recipient mouse | |||
| 1 cc syringe | BD Biosciences | 301025 | |
| 18 G needle | Fisher Scientific | 148265d | |
| 200 uL pipette tip | Fisher Scientific | 02-707-422 | |
| Double distilled water | Institutional core facility supplies | ||
| Latex bulb | Fisher Scientific | 03-448-21 | |
| Micro cover glass slip | VWR | 48366-067 | |
| Microscope slide | Fisher Scientific | 12-544-7 | |
| Standard light microscope | Leica Microsystems | DM IL | For evaluating vaginal cytology smears |
| Supplies for harvesting tissue from recipient mouse | |||
| 10% Buffered formalin | Fisher Scientific | SF100-4 | |
| Biopsy foam pads | Fisher Scientific | 22-038-222 | |
| Precision Digital Calipers | Electron Microscopy Sciences | 62065-40 | |
| Processing/embedding cassettes | Fisher Scientific | 22-272416 |
References
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