Summary

生きた哺乳類聴覚毛細胞におけるナノスケール分解能によるステレオシリアバンドルイメージング

Published: January 21, 2021
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Summary

ここでは、ホッピングプローブイオン伝導顕微鏡(HPICM)、ライブ聴覚ヘアセルの立体束のナノスケールイメージングを可能にする非接触スキャンプローブ技術のプロトコルを提示します。

Abstract

内耳の毛髪細胞は、音によって引き起こされる変位を検出し、高さが増加する列に配置された立体からなる毛束の電気信号にこれらの刺激を変換します。ステレオ繊毛が偏向すると、それらは、メカノイ感受性の伝達チャネルに力を伝達するステレオチリアを相互接続する小さな(直径5nm)の細胞外先端リンクを引っ張る。メカノトランスダクションは何十年もの間、生毛細胞で研究されてきましたが、立体(チップリンクダイナミクスや伝達依存ステレオシリアリモデリングなど)の先端におけるメカノトランスダクション機構の機能的に重要な超構造的詳細は、電子顕微鏡を用いた死細胞でのみ研究することができます。理論的には、原子間力顕微鏡のような走査プローブ技術は、立体の表面を視覚化するのに十分な解像度を有する。しかし、撮像モードとは無関係に、立体束との原子間力顕微鏡プローブのわずかな接触であっても、通常はバンドルに損傷を与える。ここでは、生げ歯類聴覚毛細胞のホッピングプローブイオン伝導顕微鏡(HPICM)イメージングの詳細なプロトコルを提示する。この非接触スキャンプローブ技術は、単一のナノメートルの解像度で、サンプルと物理的に接触することなく、髪の細胞のような複雑な地形を有する生細胞の表面のタイムラプスイメージングを可能にする。HPICMはガラスナノピペットを通過する電流を使用してピペットに近い近くの細胞表面を検出し、3Dポジショニング圧電システムは表面をスキャンしてその画像を生成します。HPICMを使用すると、立体束とライブ聴覚ヘアセルの立体を相互接続するリンクを、目立った損傷なしに数時間画像化することができました。HPICMの使用により、生きた毛髪細胞の立体構造の超構造変化を直接探索し、その機能をより深く理解できるようになると予想されます。

Introduction

聴覚毛髪細胞の立体束は、光学顕微鏡で視覚化するのに十分な大きさであり、パッチクランプ実験で生細胞で偏向するという事実にもかかわらず、先端リンクなどの伝達機構の必須の構造成分は、死細胞の電子顕微鏡検査でのみ画像化することができた。哺乳類聴覚毛細胞において、伝達機械は先端リンクの下端に位置し、すなわち、短い列立体1の先端に位置し、立体2,3の先端で信号を通して局所的に調節される。しかし、生きた毛髪細胞のこの場所での表面構造のラベルフリーイメージングは、立体の小さなサイズのために不可能です。

哺乳類の内毛細胞には、内毛細胞と外毛細胞の2種類の聴覚感覚細胞があります。内側の毛細胞では、立体は外毛細胞4に比べて長く、より厚い。立体の第1および第2列は、マウスまたはラットの内側の毛細胞の直径300〜500 nmを有する。光の回折により、ラベルフリー光学顕微鏡で達成可能な最大解像度は約200nmです。したがって、内側の毛細胞束の第1および第2列内の個々の立体の可視化は、光学顕微鏡検査で比較的容易である。対照的に、内側の毛細胞および外髪細胞のすべての立体体の短い立体は、100〜200nmの周りに直径を有し、光学顕微鏡5では視覚化できない。超解像イメージングの最近の進歩にもかかわらず、この基本的な制限は、任意の光学ラベルフリーイメージングに残っています。現在市販されているすべての超分解能技術は、その用途を制限する蛍光分子6のいくつかの並べ替えを必要とします。特定の蛍光的にタグ付けされた分子の必要性による制限に加えて、強烈な光照射への暴露は細胞損傷を誘発し、細胞プロセスに影響を与える可能性が示されているが、これは生細胞7を研究する際に大きな欠点である。

毛髪細胞立体線の超構造詳細に関する我々の現在の知識は、主に走査型電子顕微鏡(SEM)、透過電子顕微鏡(TEM)、凍結破壊EM、および最近ではイオンビームまたはクライオEMトモグラフィーまたはクライオEMトモグラフィーを用いたシリアル断面化などの3D技術を用いて、様々な電子顕微鏡(EM)技術で得られた 14、1516.残念ながら、これらのすべてのEM技術は、サンプルの化学的または凍結を必要とします。現象の時間スケールに応じて、この要件は、ステレオ繊毛の先端での動的プロセスの研究を不可能または非常に労働集約的に行います。

原子間力顕微鏡(AFM)17,18を用いた生毛細胞の毛束の画像化に限られた努力がなされている。AFMは生理学的な溶液で動作するので、理論的には、時間の経過とともに生きた毛髪細胞の立体束の動的変化を視覚化することができる。問題は、AFMプローブとサンプルの間の特定の物理的接触を意味する高解像度AFMの原理にあります。AFMプローブがステレオシリウムに遭遇すると、通常はクラッシュし、毛束の構造を損傷します。その結果、この技術は、生きている、あるいは固定された、毛細胞束17、18を視覚化するのに適していない。この問題は、試料20の表面に流体力のみを加える大きなボール型AFMプローブを用いることで部分的に緩和され得る。しかし、このようなプローブはサンプル21の機械的特性をテストするのに理想的であるが、コルティ22の器官を撮像する場合にはサブマイクロメートルの解像度しか提供せず、依然として高感度の立体束に対して実質的な力をサンプルに適用する。

走査イオン伝導顕微鏡(SICM)は、導電性溶液23を充填したガラスピペットプローブを用いた走査プローブ顕微鏡のバージョンである。SICMは、ピペットが細胞に近づくと表面を検出し、ピペットを通して電流が減少します。これは細胞に触れる前によく起こっているので、SICMは生理学的溶液24中の生細胞の非接触イメージングに理想的に適している。SICMの最良の解像度は、単一ナノメートルの順序で、生細胞25の形質膜で個々のタンパク質複合体を解決することができます。しかし、他の走査プローブ技術と同様に、SICMは比較的平坦な表面のみを画像化することができます。この限界を克服するために、ホッピングプローブイオン伝導顕微鏡(HPICM)26、ナノピペットが各イメージングポイントでサンプルに近づく(図1A)。HPICMを用いて、ナノスケール分解能27の生きた聴覚毛細胞の立体束を画像化することができた。

この技術のもう一つの基本的な利点は、HPICMが単なるイメージングツールではないということです。他の走査プローブ技術とは対照的に、HPICM/SICMプローブは、様々な刺激の電気記録および局所送達のために細胞生理学で広く使用されている電極である。イオンチャネル活性は、通常、HPICMイメージングを妨げないが、HPICMプローブを介した総電流は、最大のイオンチャネル25によって生成された細胞外電流より数桁大きいからである。しかし、HPICMは、この構造28からの目的の構造とその後の単一チャネルパッチクランプ記録に対するナノピペットの正確な位置決めを可能にする。このようにして、外毛細胞ステレオ繊毛29の先端で単一チャネル活動の最初の予備記録を得た。ナノピペットを通る大電流でさえ、細胞外媒体の膨大な電気シャントのために、形質膜全体の電位の有意な変化を生じることができないことは言及する価値があります。しかし、個々のイオンチャネルは、アゴニスト31の局所的な適用によってナノピペット30を通る液体の流れによって機械的に活性化することができる。

HPICMでは、ナノピペットがサンプルを順次に近づいてサンプルを一点で進み、後退し、横方向に移動してアプローチを繰り返すと、画像が生成されます(図1A)。パッチクランプアンプは、ピペット(図1B)のAgClワイヤーに常に電圧を適用し、浴液中に〜1nAの電流を発生させます。ピペットがセルの表面から離れている場合のこの電流の値は、参照電流として決定されます(Iref,図1C)。次に、ピペットはZ軸内を移動して、電流がユーザによって事前定義された量(設定点)によって減少するまでサンプルに近づくため、通常はIrefの0.2%-1%(図1C、上トレース)を示す。システムは、この時点での Z 値をサンプルの高さとして、このイメージング ポイントの X 座標と Y 座標と共に保存します。次に、ピペットは、ユーザーが定義する速度(通常は700-900 nm/ms)で表面(図1C、下のトレース)から引き込まれる。引き込み後、ピペット(または、我々の場合、サンプル-図1Bを参照)が次のイメージングポイントに横に移動し、新しい基準電流値が得られ、ピペットが再びサンプルに近づき、プロセスを繰り返します。ピペットのX-Y運動は、毛細胞メカノトランスダクション電流の記録に通常使用される直立顕微鏡セットアップで好ましい。この設定では、HPICM プローブは、上からではなく、角度32でヘア セル バンドルに近づきます。しかし、HPICMイメージングの最良の解像度は、反転顕微鏡のセットアップ(図1A、B)で達成され、X-Y方向のサンプルの動きはナノピペットのZ運動から結合され、潜在的な機械的アーティファクトを排除します。

HPICMを用いて、マウスおよびラットの内毛および外毛細胞の立体構造束の地形画像を得て、直径26、27の約5nmの立体間のリンクを視覚化した。この技術によるヘアセルバンドルイメージングの成功は、いくつかの要因に依存します。まず、ナノピペット電流のノイズ(分散)は、HPICMイメージングの可能な限り低い設定点を可能にする限り小さくする必要があります。低い設定値を設定すると、HPICMプローブは、より大きな距離で、プローブアプローチに対して任意の角度で立体表面を「感知」することができ、驚くべきことに、HPICMイメージングのX-Y解像度が向上します(説明を参照)。第二に、システム内の振動とドリフトは、イメージングアーティファクトに直接寄与するため、10nm未満に減少する必要があります。最後に、HPICMプローブと試料ステージは、単一ナノメートル以上の精度を有する較正されたフィードバック制御圧電器によってZ軸とX-Y軸で移動する場合でも、ナノピペット先端の直径は電流(感知量)の広がりとそれゆえに分解能(図1A)を決定する。したがって、生きた毛細胞をイメージングする前に、適切なピペットを引っ張り、キャリブレーションサンプルで所望の解像度に到達し、記録システムで低ノイズを達成することが重要です。

少なくとも数十年の間、SICM技術は商業的に入手可能ではなく、インペリアル・カレッジ(英国)のコルチェフ教授の主要な研究室で世界のいくつかの研究室によって開発されています。最近では、いくつかのSICMシステムが市販されるようになった( 材料表を参照)、そのすべてが元のHPICM原則に基づいています。しかし、ヘアセル内のステレオシリアバンドルをイメージングするには、クローズドの「すぐに使える」システムでは技術的に困難な(あるいは不可能な)いくつかのカスタム修正が必要です。そのため、コンポーネントの統合が必要になります。HPICMのセットアップはより厳しい振動および漂流の条件およびHPICMの調査およびサンプル(図1D)の圧造によって動く動きを有するパッチクランプ装置を表すので(図1D)、この統合は、パッチクランプに熟練している研究者にとって比較的容易である。しかし、適切な背景を持たない科学者は、間違いなく最初に電気生理学のいくつかの訓練を必要とします。イメージングの速度を上げるなどの課題が残っていますが( 議論参照)、私たちは生きた毛髪細胞の立体束をナノスケールの解像度で損傷を与えることなく画像化することができました。

本論文では、当社のカスタムシステムを用いて、若い出生後ラットまたはマウス人工内葉植物の生聴覚毛細胞束のHPICMイメージングを成功させるための詳細なプロトコルを提示する。統合されたコンポーネントは、 の一覧を参照してください。また、発生する可能性のある一般的な問題とそのトラブルシューティング方法についても説明します。

Protocol

この研究は、国立衛生研究所の実験動物のケアと使用に関するガイドの推奨事項に従って行われました。すべての動物の手順は、ケンタッキー大学の制度的動物のケアと使用委員会(IACUC)によって承認されました(プロトコル00903M2005)。 1.ナノピペットの製造と試験 マイクロピペットプーラーでプログラムを作成し、約50〜70nmの内先端径に対応する200~400…

Representative Results

本稿で紹介するプロトコルは、複雑な地形を持つあらゆる生細胞を可視化するために使用することができる。これらの手順に従って、我々は日常的に生きたラット聴覚毛細胞束の画像を取得します(図6B,D)。SEM画像と比較するとX-Y解像度が低いにもかかわらず、私たちのHPICM画像は、ステレオチリアの異なる列、立体先端の形状、さらには隣接するステレオチ…

Discussion

HPICM画像を正常に取得するには、低ノイズと低振動システムを確立し、適切なピペットを製造する必要があります。ライブセルイメージングを実行する前に、AFMキャリブレーション標準を使用してシステムの安定性をテストすることを強くお勧めします。システムの解像度をテストしたら、ユーザーは、ライブセルイメージングを試みる前に、画像処理の設定に精通するためにCortiサンプルの…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

プロジェクトの全段階で、長期にわたる支援と助言を得て、コルチェフ氏(英国・インペリアル・カレッジ)に感謝します。また、パヴェル・ノバク博士とアンドリュー・シェフチュク博士(英国インペリアル・カレッジ)、オレグ・ベロフ(ロシア国立聴覚研究センター)のソフトウェア開発に対する支援に感謝します。この研究は、NIDCD/NIH(R01 DC008861およびR01 DC014658からG.I.F.まで)によって支えられた。

Materials

Analog oscilloscope B&K Precision 2160C Analog oscilloscope for real-time monitoring of nanopipette current and Z-axis approach
AFM calibration standards TED PELLA Inc HS-100MG; HS-20MG These 100 and 20 nm calibration standards are used to test the performance of HPICM system
Benchtop vibration Isolator AMETEK/TMC Everstill K-400 Active vibration isolation
Borosilicate glass capillaries World Precision Instruments (WPI) 1B100F-4 Borosilicate glass capillaries for the nanopipettes
D-(+)-Glucose Sigma-Aldrich G8270 To be added to the bath solution to adjust osmolarity
Digitizer National Instruments Corporation PCI-6221 Multi-channel input/output digitizer
Fast analog Proportional-Integral-Derivative (PID) control for Z movement Standford Research Systems SIM900, SIM960, SIM980 Instrumentation modules integrated in an external PID controller for Z movement. It requires a fast response that is usually not implemented in commercial piezo amplifiers.
Faraday cage AMETEK/TMC Type II Required to shield electromagnetic interference
Glass bottom dish World Precision Instruments (WPI) FD5040-100 Used as the dish for the chamber for the tissue
Hanks' Balanced Salt Solution (HBSS) Gibco, Thermo Fisher Scientific 14025092 Extracellular (bath) solution
Instrumentation amplifier Brownlee Precision Model 440 Instrumentation amplifier provides required offsets, filtering, and secondary magnification or attenuation
Laser-based micropipette puller Sutter Instrument P-2000/G Micropipette puller to fabricate the nanopipettes. Laser is needed for sharp quartz pipettes.
Lebovitz's L-15, without phenol red Gibco, Thermo Fisher Scientific 21083027 Extracellular (bath) solution
Micromanipulator Scientifica PatchStar Used for "course" positioning of the Z piezo actuator
Microscope Nikon Eclipse TS100 Inverted optical microscope
Patch amplifier Molecular Devices Axopatch 200B The patch clamp amplifier measures the current through the nanopipette
Piezo amplifier (XY axes) Physik Instrumente (PI) E-500.00, E-505.00, E-509.C2A Amplification and PID control for XY piezo translation stage
Piezo amplifier (Z axis) Piezosystem jena ENT 400 & 800 Custom amplifier consisting of ENT 400 power supply and two ENT 800 amplifiers in parallel to achieve max current of 1.6 nA
Plastic Coverslips TED PELLA Inc 26028 Used in the fabrication of the chambers for the tissue 
SICM controller & software* Ionscope, UK (ionscope.com) N/A Custom controller based on SBC6711 digital signal processing board from Innovative Integration Ltd
Silicone elastomer (Sylgard) World Precision Instruments (WPI) SYLG184 Used to attach the flexible glass fibers to the chamber for the tissue
Silicon glue The Dow Chemical Company 734 Used to glue the different parts of the chamber for the tissue
Tungsten rod A-M Systems 717500 Used for holding the dental floss strands in the chamber for the tissue
XY piezo nanopositioner Physik Instrumente (PI) P-733.2DD XY translation stage with capacitive sensors
Z piezo nanopositioner Piezosystem jena RA 12/24 SG Ring piezoactuator with a strain gage sensor
*Ionscope does not sell separate SICM controllers anymore. There are few other commercial systems:  NX12-Bio and NX10 SICM, 
Park Systems, Korea and SICM modules from ICAPPIC Limited, UK (icappic.com). All these systems are based on the original 
HPICM principles. However, imaging stereocilia bundles in the hair cells requires several custom modifications that are technically 
challenging (or even impossible) in the closed “ready-to-go” systems such as Ionscope or NX12-Bio/NX10. Currently, there is only one 
modular system (ICAPPIC) that has the flexibility to suit any SICM/HPICM experiment but requires some component integration. 

References

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Cite This Article
Galeano-Naranjo, C., Veléz-Ortega, A. C., Frolenkov, G. I. Stereocilia Bundle Imaging with Nanoscale Resolution in Live Mammalian Auditory Hair Cells. J. Vis. Exp. (167), e62104, doi:10.3791/62104 (2021).

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