Summary
Här presenterar vi ett nytt protokoll för att studera och kartlägga den riktade nedfallet av läkemedelsbärare till endotelceller i tillverkade, verkliga, tredimensionella mänskliga artärmodeller under fysiologiskt flöde. Den presenterade metoden kan fungera som en ny plattform för att rikta in sig på läkemedelsbärare inom kärlsystemet.
Abstract
Användningen av tredimensionella (3D) modeller av mänskliga artärer, som är utformade med rätt dimensioner och anatomi, möjliggör korrekt modellering av olika viktiga processer i hjärt-kärlsystemet. Nyligen, även om flera biologiska studier har utförts med hjälp av sådana 3D-modeller av mänskliga artärer, har de inte tillämpats för att studera vaskulär inriktning. Detta dokument presenterar en ny metod för att tillverka verkliga, rekonstruerade mänskliga kranskärlsmodeller med hjälp av en 3D-utskriftsteknik, fodra dem med mänskliga endotelceller (ECs) och studera partikelinriktning under fysiologiskt flöde. Dessa modeller har fördelen att replikera den fysiologiska storleken och förhållandena hos blodkärl i människokroppen med hjälp av billiga komponenter. Denna teknik kan fungera som en ny plattform för att studera och förstå läkemedelsinriktning i hjärt-kärlsystemet och kan förbättra utformningen av nya injicerbara nanomediciner. Dessutom kan det presenterade tillvägagångssättet ge betydande verktyg för studier av riktad leverans av olika medel för hjärt-kärlsjukdomar under patientspecifikt flöde och fysiologiska förhållanden.
Introduction
Flera metoder har nyligen tillämpats med hjälp av 3D-modeller av mänskligaartärer 1,2,3,4,5. Dessa modeller replikerar den fysiologiska anatomin och miljön hos olika artärer i människokroppen in vitro. De har dock främst använts i cellbiologistudier. Aktuella studier på vaskulär inriktning av partiklar till endotel ingår i silico beräkningssimuleringar6,7,8, in vitro mikrofluidiska modeller9,10,11, och in vivo djurmodeller12. Trots de insikter de har gett har dessa experimentella modeller misslyckats med att exakt simulera den inriktningsprocess som sker i mänskliga artärer, där blodflöde och hemodynamik utgör dominerande faktorer. Till exempel kan studien av partikel som riktar sig till åderförkalkningsregioner i halsartärens bifurcation, som är kända för sitt komplexa recirkulationsflödesmönster och väggskjuvningsspänningsgradient, påverka den resa som partiklarna tar innan de når endotel13,14,15,16. Därför måste dessa studier utföras under förhållanden som replikerar den fysiologiskamiljön, dvs. storlek, dimension, anatomi och flödesprofil.
Nyligen tillverkade denna forskargrupp 3D-rekonstruerade mänskliga arteriella modeller för att studera nedfall och inriktning av partiklar till vaskulaturen17. Modellerna baserades på geometriska 3D-kopior av mänskliga blodkärl, som sedan odlades med mänskliga ECs som därefter fodrade sina inre väggar. Dessutom, när de utsätts för ett perfusionssystem som producerar fysiologiskt flöde, replikerade modellerna noggrant fysiologiska förhållanden. Perfusionssystemet utformades för att genomsväxla vätskor med konstant flödeshastighet, med hjälp av en peristaltisk pump i både slutna och öppna kretskonfigurationer (figur 1). Systemet kan användas som sluten krets för att kartlägga partikeldeposition och inriktning på de celler som sås inuti halspulsådermodellen. Dessutom kan den användas som en öppen krets för att tvätta bort icke-vidhäftande partiklar i slutet av experimenten och för att rengöra och underhålla systemet. Detta dokument presenterar protokoll för tillverkning av 3D-modeller av den mänskliga halsartären bifurcation, design av perfusion systemet och kartläggning av nedfall av riktade partiklar inuti modellerna.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
OBS: Detta protokoll beskriver tillverkningen av en 3D-modell av halsartären och kan tillämpas för att generera någon annan artär av intresse genom att helt enkelt ändra de geometriska parametrarna.
1. Design och tillverkning av en 3D-bifurktion av den mänskliga halspulsådermodellen
- Välj bilder från patienter eller tidigare studerade geometrier av den mänskliga halspulsådern bifurcation, och skapa en datorstödd designmodell av formen som behöver skrivas ut.
OBS: Halspulsådern har ett inlopp och två uttag. Det är viktigt att designa en 3D-formram runt artären och tillfälliga tryckstöd mellan ramen och artärformen(figur 2A-C). - Skriv ut geometrierna med en 3D-skrivare. Skär de tillfälliga utskriftsstöden och använd sandpapper för att polera och jämna ut formarna, särskilt i de områden där stöden klipptes. Skölj den slipade modellen med isopropylalkohol för att avlägsna plastdammet och låt torka helt i en kemisk huva i 2-3 timmar.
OBS: Här tillverkades de tryckta formarna av klar harts v4 (Figur 2D, E). - För att enkelt lösa upp plasten, spraya formarna med transparent lack inuti en kemisk huva och låt lufttorka i 1 timme. Upprepa detta 3x.
OBS: Här användes 2X Ultra Cover Clear Spray, men alla andra typer bör vara lämpliga så länge det inte är trälack. Kontrollera att det inte finns någon exponerad plast kvar eftersom plasten kan reagera med silikonet och förhindra att den stelna ordentligt. Kvaliteten på den sprutade ytan kommer att bestämma kvaliteten på ytan av den slutliga silikonmodellen. - Skär genomskinliga rektangulära diabilder / remsor av slät plast av samma dimensioner som mögelramen och limma dem med lacken till ramen på alla sidor och från ena sidan av ramen, så att den kommer att förseglas längst ner och öppnas upptill. Applicera lacken med en pensel inuti en kemisk huva och låt rutschkanorna torka helt i minst 24 timmar (bild 2F).
- För att förbereda silikongummiblandningen, tillsätt flytande silikon med dess härdningsmedel (massförhållande 1:10) i en plastplatta och rör om noggrant för att säkerställa fullständig blandning. För halspulsådermodellen, tillsätt 54 g silikon och 6 g av dess härdningsmedel.
- Kyl blandningen i 15 min vid 4 °C och avgasa den sedan i en vakuumavsnccator tills alla luftbubblor har eliminerats. Placera formen i utsickatorn (med den öppna sidan vänd uppåt), häll långsamt silikonblandningen i formen och ta igen bort luftbubblorna tills blandningen är klar.
- Låt formen stå med silikonet över natten vid rumstemperatur (om möjligt, lämna det i sugdockatorn utan vakuum). Om blandningen inte har torkat helt, inkubera den vid 60 °C i ytterligare några timmar.
- När blandningen är helt torr, ta bort de genomskinliga bilderna och sänk ner modellen i absolut aceton i 48 timmar i en kemisk huva tills plasten är helt upplöst. Ta bort eventuella plast rester med en träpinne. För att avdunsta acetonen som är instängd i modellen, inkubera den vid 60 °C i minst 4 dagar före cellfröning.
2. Cellkultur och sådd i modeller
- Förbered tre kontakter för halspulsådermodellen: en för inloppet och två för uttagen (se Materialförteckning ). Sterilisera modellen och kontakterna genom ultraviolett bestrålning i en biologisk huva i 20 minuter.
- Täck modellerna med 4 ml 100 μg/ml fibronektin (i 1x fosfatbuffrad saltlösning( PBS)) i 2 timmar vid 37 °C eller över natten vid 4 °C. Injicera fibronectinlösningen i modellen genom inloppet med en 5 eller 10 ml plastspruta. Ta bort fibronectin genom utloppet och tvätta modellen med EG-medium.
- Suspendera 2,5 × 106 celler/ml mänskliga navelceller (HUVECs, passage < 6) och fyll modellen med 4 ml cellfjädring med en 5 eller 10 ml plastspruta (figur 3A). Placera modellen på en rotator inuti en inkubator (37 °C) med en hastighet av 1 varv/min i 48 timmar för att säkerställa homogen sådd. Kontrollera att modellen är väl ansluten till rotatorn (bild 3B). Byt medium efter 24 timmar inuti en biologisk huva och återgå till rotatorn inuti inkubatorn i ytterligare 24 timmar.
OBS: Efter 24 timmar sås cellerna och kan avbildas med ett mikroskop. - Ta bort modellen från rotatorn och tvätta med 1x PBS med en 10 ml plastspruta. För att fixa cellerna, inkubera cellerna med 4 ml 4% paraformaldehyd (PFA) till modellen i 15 minuter inuti en kemisk huva och skölj sedan 3x med PBS. Tillsätt 4 ml PBS och förvara vid 4 °C tills försöket(figur 3C). Färga cellerna inuti modellen med hjälp av standardfärgningsprotokoll(t.ex. nukleär färgning med 4′,6-diamidino-2-fenylindol (DAPI), figur 3D).
3. Utformning av perfusionssystemet
- Perfusionssystemet har två inlopp och två utloppsrör. Sammanfoga de två inloppen i ett enda 4 mm ID-rör och igen i två 6 mm ID-rör, som ansluts till den peristaltiska pumpen. Sammanfoga de två 6 mm ID-rören som kommer ut ur den peristaltiska pumpen till ett enda 4 mm-rör och anslut det till ett svängningsspjäll för att eliminera eventuella svängningar från pumpen. Använd en 250 ml smalmunnad flaska med tre öppningar som spjäll.
- Anslut en öppning till inloppet från pumpen, stäng den andra med en kork som används för tryckventilering i nödsituationer och utöka den tredje öppningen (som är utloppet) till botten av flaskan.
- Anslut spjället till inloppet till den odlade halspulsådermodellen med hjälp av utloppsslangen. Sammanfoga modellens två uttag till ett rör, vilket kommer att vara systemets utlopp (Alla slangar är 4 mm ID).
- Dela upp utloppsrören i två utloppsrör (ett för den slutna kretsen och det andra för avfallsbehållaren i den öppna kretsen). Fäst en plastklämma på varje rör.
OBS: Kombinationen av öppna/slutna klämmor avgör om systemet är i en sluten eller öppen kretskonfiguration. Som visas i figur 1, om klämmorna a och d är nära medan b och c är öppna, är systemet en sluten krets. det omvända tar systemet till öppen kretskonfiguration. - Förbered tre behållare: en som rymmer 300 ml vätska (för sluten krets) och två andra på 1 L vardera: en för tvätt och den andra för avfall (för öppen krets).
4. Konfiguration av slutna kretsar: perfusionsexperiment och avbildning
- Tillsätt 300 ml PBS till den slutna kretsbehållaren, vilket är tillräckligt för att fylla hela systemet, inklusive slangen och modellen. Placera ett inloppsrör och ett utloppsrör (öppna klämmor b och c) inuti behållaren.
- Fyll tvättbehållaren 1 L med destillerat vatten (för tvätt i slutet av försöket) och lämna den andra 1 L avfallsbehållaren tom. Placera de andra inlopps- och utloppsrören (stäng klämmorna a och d) i tvätt- respektive avfallsbehållaren.
- Ta ut den fasta cellkulturerade halspulsådermodellen från 4 °C-lagring och töm PBS. Anslut halspulsådern och utloppen enligt beskrivningen i steg 3.3-3.4. Låt inte modellen vara torr under en längre tid. När modellen är ansluten aktiverar du pumpen för att läsa av vätska.
- Placera halspulsådermodellen under mikroskopet. Öppna slangen före inloppet och efter karotidmodellens utlopp. Ställ in den peristaltiska pumpen på 10 varv/min och slå på den. Öka hastigheten i steg om 5 varv/min, var 4-5:e minut. Se till att det inte finns några läckage.
- Vid 100 varv/min, vilket motsvarar den maximala flödeshastigheten för den fysiologiska vågformen hos den mänskliga halsartären (~400 ml/min), tillsätt fluorescerande karboxylerade polystyrenpartiklar (PS) (2 μm, vid en koncentration av 1,6 μg/ml) till 300 ml PBS i behållaren med sluten krets. Avbilda intresseområdet var 10: e för 1,5 h (fortfarande enstaka bilder eller video efter behov).
5. Konfiguration med öppen krets: tvättsteget
- Öppna klämmorna på tvätt- och avloppsrören i 1 L-behållarna (klämmor a och d) och stäng omedelbart klämmorna på både inlopps- och utloppsrören i behållaren på 300 ml (klämmor b och c) för att ändra systemet från en sluten till öppen kretskonfiguration.
- Låt det mesta av vattnet flöda från tvättbehållaren till avfallsbehållaren vid 100 varv/min. Innan den överförs helt, tryck på stopp på den peristaltiska pumpen och stäng rörklämmorna före inloppet och efter karotidmodellens utlopp.
- Använd lämpliga filter och ta bilder av modellen i den region som är av intresse för att visa nedfall och vidhäftning av partiklar till cellerna. Koppla bort halspulsådermodellen. Tillsätt försiktigt och långsamt 4 ml PBS med en 10 ml spruta genom modellens inlopp.
- Anslut en "dummy modell", (som också är en silikongummi 3D-halspulsådermodell som endast används för tvättning, utan odlade celler) istället för halspulsådermodellen och skölj systemet. Tillsätt ytterligare 1 L vatten och tvätta systemet igen tills allt vatten överförs från tvättbehållaren till avfallet. Stäng av peristaltic pumpen.
6. Datainsamling och dataanalys
- Skaffa en digital film med partikeldeposition i intresseområdet med de bilder som tagits under experimentet med hjälp av en anpassad programvarukod (se materialförteckningen).
- För kartläggning av nedfallet av partiklarna längs modellen, kakel flera bilder för att täcka den undersökta regionen av intresse (Figur 4A, B).
OBS: En anpassad programvarukod kan skrivas för att kvantifiera antalet vidhäftade partiklar på en plats av intresse (en provfil har tillhandahållits som kompletterande information)17.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Detta dokument presenterar ett nytt protokoll för att kartlägga nedfallet av partiklar inuti verkliga 3D mänskliga artärmodeller, vilket kan ge en ny plattform för läkemedelsleveransforskning. Med hjälp av en 3D-utskriftsteknik tillverkades en modell av den mänskliga halspulsådern (figur 2). Modellen är tillverkad av silikongummi och sådd med mänskliga ECs(figur 3). Viktigt är att detta protokoll möjliggjorde replikering av fysiologiska förhållanden, särskilt när det gäller vätskedynamik. Ett perfusionssystem utformades för att ingjuta partiklar till halsartären bifurcation under konstant flöde vid storleken på den fysiologiska vågformen som är karakteristisk för halsartären. Figur 1 presenterar perfusionssystemet, som består av peristaltisk pump, ett svängningsdämpare, den odlade bifurcationsmodellen, slangar och vätskebehållare.
För att kartlägga nedfall och vidhäftning av de perfunderade partiklarna avbildades arteriell modellen under ett stereomikroskop, både i slutet av experimentet och efter tvätt (steg 5.3). Bilderna togs med 2x objektivt och kaklades ihop för att bilda en hel bild av modellen. Sedan beräknades antalet vidhäftade partiklar med hjälp av en anpassad programvarukod. För att undersöka bildandet av återcirkulationsmönstret vid bifurcationen infunderades 10 μm fluorescerande glaspärlor i modellen. Figur 4A visar recirkulationen, vilket tyder på att förhållandena inuti modellen efterliknar fysiologiska förhållanden.
För att kartlägga nedfallet av partiklar inuti modellen infunderades 2 μm fluorescerande karboxylerade PS-partiklar, och deras vidhäftning till ECs avbildades (Figur 4B, C). Dessa partiklar vidhäftade olika vid olika regioner längs modellen-mer vidhäftning observerades utanför recirkulationsområdet, där väggsjuvspänningen är hög. Dessa resultat har tidigare diskuterats för att visa att vidhäftning av partiklar är en funktion av modellens geometri, partikelytans egenskaper och savspänning17. Dessa depositionskartor är relativt enkla och kan snabbt erhållas för screening av läkemedelsbärares affinitet och inriktning under fysiologiska förhållanden i patientspecifika modeller.
Figur 1: Perfusionssystemet. Ett perfusionssystem utformades för att granska vätskor under konstant flöde. Den består av (1) en peristaltisk pump, (2) ett svängningsdämpare, (3) den odlade 3D-arteriella modellen och tre glasbehållare: två med en 1 L-kapacitet (4 och 6) och en tredje som rymmer 300 ml vätska (5). Systemet kan fungera i två konfigurationer: (i) en öppen krets, där klämmor a +d är öppna och b+c är stängda, eller (ii) en sluten krets, där klämmor a +d stängs och b+c är öppna. Klicka här om du vill visa en större version av den här figuren.
Figur 2:Tillverkningsprocessen för en 3D-halsartärens bifurcation modell. (D, E) Geometrierna skrevs ut med hjälp av en 3D-skrivare. (F) De tillfälliga tryckstöden klipptes och modellen slipades och sprutades med lack. Sedan limmades genomskinliga rektangulära bilder fast på ramen från alla sidor. Silikongummi gjuts när limmet var torrt. Förkortning: 3D = tredimensionell. Klicka här om du vill visa en större version av den här figuren.
Figur 3:Sådd av ECs inuti 3D-modeller av halspulsådern. (A) Verklig 3D-modell av den mänskliga halspulsådern av silikongummi. Modellen odlades med mänskliga ECs och fylldes med cellmedium. B)Den odlade modellen placerades på en rotator vid 37°C i 48 timmar. Skalstänger = 10 μm. Förkortningar: ECs = endotelceller; DAPI = 4′,6-diamidino-2-fenylindol; 3D = tredimensionell. Klicka här om du vill visa en större version av den här figuren.
Figur 4:Genomspruta och kartläggning av vidhäftning av partiklar. (A) Streak-line bild av strömlinjeformade och recirkulation (streckad rektangel) som genereras vid perfusion av 10 μm fluorescerande glaspartiklar vid ett konstant flöde av 400 ml/min genom modellen. B)Depositionskarta över de 2 μm fluorescerande karboxylerade PS-partiklarna (i rött) inuti den 3D-odlade modellen. Skalstång = 2 mm. (C) Vidhäftning av partiklarna (i rött) till de odlade ECs (i blå-DAPI) inuti modellen vid en 10x förstoring. Skalstång = 10 μm. Förkortningar: PS = polystyren; 3D = tredimensionell; ECs = endotelceller; DAPI = 4′,6-diamidino-2-fenylindole. Klicka här om du vill visa en större version av den här figuren.
Kompletterande information: Klicka här för att ladda ner den här filen.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Nuvarande metoder för att studera vaskulär inriktning av partiklar misslyckas med att replikera de fysiologiska förhållandena i människokroppen. Presenteras här är ett protokoll för att tillverka 3D-rekonstruerade modeller av mänskliga artärer för att studera partikel inriktning på ECs foder artären under fysiologiskt flöde tillämpas med hjälp av ett anpassat perfusionssystem. När du väljer materialet för 3D-utskrift är det bäst att använda en klar plast för att undvika pigmentöverföring till silikonmodellen, som ska vara så transparent som möjligt. Dessutom är det viktigt att välja ett material som inte löser sig i aceton, utan istället blir mjukt och sprött och kan därefter enkelt tas bort från modellen.
De presenterade 3D-modellerna är tillverkade av silikongummi, ett genomskinligt silikon, blandat med dess härdningsmedel. Det är viktigt att se till att blandningen alltid är vid rumstemperatur eller lägre, annars börjar korslänkningen mellan silikonet och härdningsmedelet före avgasningen och gjutningen på formarna. Även om polydimethylsiloxane också kan användas för att tillverka sådana modeller (1:10-förhållande med sin tvärlänk), är silikongummi mer hållbart. Efter att ha doppat modellen i aceton för att lösa upp plasten är det viktigt att inkubera den vid 60 °C i minst 4 dagar för att säkerställa full avdunstning av eventuella acetonrester. Om något aceton förblir instängt i modellen kommer cellerna inte att växa ordentligt. Byte av medium efter 24 timmar och fixering av cellerna efter 48 timmar är de två stegen som innebär manuell injektion av vätska med en 10 ml spruta. Det är därför viktigt att granska långsamt, annars kan cellerna tvättas ut.
Perfusionssystemet har två inlopp och två utloppsrör. Varje rör har en plaströrsklämma för flödeskontroll. Det mesta av rörsystemet består av 4 mm inre dimeterrör (ID), förutom rören som är fastklämda i pumpen, som är 6 mm ID-rör. ID:t för de rör som spänns fast i pumpen bestämmer det maximala flöde som kan uppnås i systemet. Detta perfusionssystem kan också generera en pulsatil vågform genom att lägga svängningar på det konstantamedelflödet 17 genom att ansluta spjällets utlopp till en oscillatorenhet, som ersätter den svängbara delen av en önskad vågform på det konstanta flödeshastigheten som produceras av den peristaltiska pumpen. Den här konfigurationen möjliggör drift under svängningsflöde eller under konstanta flödesförhållanden när oscillatorn är avstängd.
I detta dokument anpassades perfusion systemet baserat på experiment med 3D mänskliga halsartären bifurcation. Om andra arteriella modeller eller andra slangar används kan därför mängden vätskor och flödeshastighet kräva justeringar. I sådana fall måste systemet och flödeshastigheten kalibreras, samtidigt som ingen cellavlossning från modellväggarna säkerställs. Det är mycket viktigt att gradvis öka flödeshastigheten i den peristaltiska pumpen för att garantera att cellerna inte tvättas bort med flödet. Dessutom är det viktigt att se till att hela systemet, inklusive slangen, modellen och behållaren fylls med vätskor (t.ex.i detta fall fylldes det med en total volym på 300 ml vätska). Dessutom bör systemet före och efter varje experiment tvättas med destillerat vatten i en öppen kretskonfiguration.
Blod kan också perfunderas i modellerna med hjälp av perfusionssystemet17. I detta fall måste extra försiktighet iakttas för att förhindra läckage, särskilt om humant blod används. Dessutom är tvättsteget avgörande eftersom blekmedel måste perfunderas i slutet av experimentet för att säkerställa full tvättning av blodet. Efter blekmedlet ska vatten perfused som nämns i protokollet. Det är viktigt att notera att i detta papper användes karboxylerade PS-partiklar, som har en enhetlig sammansättning och en smal storleksfördelning. Dessutom fäster dessa partiklar på cellerna främst genom elektrostatiska interaktioner. Andra nanokarrier kan dock användas, och särskild inriktning bör också undersökas med ligand-märkta partiklar, t.ex.
Dessutom, i detta protokoll, ECs fastställdes innan modeller till perfusion systemet och injektion av partiklarna. Vidhäftningen av partiklar till fasta celler representerar det första steget i bindningsprocessen och därför måste experiment med levande celler utföras, där internalisering av partiklar kan förekomma under senare stadier av vidhäftningsprocessen. Detta protokoll kan användas för att tillverka 3D arteriella modeller för studier av läkemedelsbärare under fysiologiska förhållanden. Det skisserade tillvägagångssättet kan bidra till studier av leverans av agenser under patientspecifika förhållanden.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Författarna förklarar inga intressekonflikter.
Acknowledgments
Detta arbete stöddes av Israel Science Foundation (ISF-anslag # 902/18). Maria Khourys stipendium stöddes av Baronessan Ariane de Rothschild Women Doctoral Program.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 3D printer | FormLabs | PKG-F2-REFURB | |
| Acetone, absolute (AR grade) | |||
| Connectors | Nordson Medical | FTLL013-1 | Female Luer |
| FTLL230-1 | Female Luer | ||
| FTLL360-1 | Female Luer | ||
| LP4-1 | Male Luer Integral Lock | ||
| Damper | Thermo-Fisher Scientific | DS2127-0250 | Nalgene Polycarbonate, Validation Bottle |
| Damper Cover | Thermo-Fisher Scientific | 2162-0531 | Nalgene Filling/Venting Closures |
| Elastosil Elastosil RT 601 A | Wacker | 60003805 | |
| Elastosil RT 601 B | Wacker | 60003817 | The crosslinker |
| Endothelial Cell Media | ScienCell | 1001 | |
| Fibrontectin | Sigma Aldrich | F0895-5mg | |
| HUVEC | Lonza | CC-2519 | |
| Isopropyl alcohol, AR grade 99.5% | Remove plastic dust from the sanded model | ||
| Lacquer | Rust-Oleum | 2X-Ultra cover Gloss Clear | |
| Matlab | Mathworks | https://www.mathworks.com/products/matlab.html | |
| Microscope | Nikon | SMZ25 | |
| Microscope Camera | Nikon | DS-Qi2 | |
| Peristaltic pump | Watson Marlow | 530U IP31 | With 2 pumpheads: 313D |
| Plastic tube clamp | Quickun | 1-2240-stopvalve-2pcs | |
| Polystyrene Particles | Thermo-Fisher Scientific | F8827 | Diameter = 2 µm |
| Printer resin | FormLabs | RS-F2-GPCL-04 | |
| Rotator | ELMI Ltd. | Intelli-Mixer RM-2 | |
| Solidworks | SolidWorks Corp., Dassault Systèmes | https://www.solidworks.com/ | |
| Tubing | Watson Marlow | 933.0064.016 | Tubing for the pump: 6.4 mm ID |
| All the other tubing: Silicon tubing: 4 mm ID | |||
References
- Chiu, J. J., et al. Analysis of the effect of disturbed flow on monocytic adhesion to endothelial cells. Journal of Biomechanics. 36 (12), 1883-1895 (2003).
- Martorell, J., et al. Extent of flow recirculation governs expression of atherosclerotic and thrombotic biomarkers in arterial bifurcations. Cardiovascular Research. 103 (1), 37-46 (2014).
- Karino, T., Goldsmith, H. L. Flow behaviour of blood cells and rigid spheres in an annular vortex. Philosophical transactions of the Royal Society of London. Series B, Biological. 279 (967), 413-445 (1977).
- Goldsmith, H. L., Karino, T. Platelets in a region of disturbed flow. Transactions - American Society for Artificial Internal Organs. 23, 632-638 (1977).
- Farcas, M. A., Rouleau, L., Fraser, R., Leask, R. L. The development of 3-D, in vitro, endothelial culture models for the study of coronary artery disease. Biomedical Engineering Online. 8, 30 (2009).
- Peng, B., et al. Modeling nanoparticle targeting to a vascular surface in shear flow through diffusive particle dynamics. Nanoscale Research Letters. 10 (1), 942 (2015).
- Shah, S., Liu, Y., Hu, W., Gao, J. Modeling particle shape-dependent dynamics in nanomedicine. Journal of Nanoscience and Nanotechnology. 11 (2), 919-928 (2011).
- Hossain, S. S., Hughes, T. J., Decuzzi, P. Vascular deposition patterns for nanoparticles in an inflamed patient-specific arterial tree. Biomechanics and Modeling in Mechanobiology. 13 (3), 585-597 (2014).
- Charoenphol, P., Huang, R. B., Eniola-Adefeso, O. Potential role of size and hemodynamics in the efficacy of vascular-targeted spherical drug carriers. Biomaterials. 31 (6), 1392-1402 (2010).
- Ta, H. T., Truong, N. P., Whittaker, A. K., Davis, T. P., Peter, K. The effects of particle size, shape, density and flow characteristics on particle margination to vascular walls in cardiovascular diseases. Expert Opinion on Drug Delivery. 15 (1), 33-45 (2018).
- Cooley, M., et al. Influence of particle size and shape on their margination and wall-adhesion: implications in drug delivery vehicle design across nano-to-micro scale. Nanoscale. 10 (32), 15350-15364 (2018).
- Jiang, X. Y., et al. Quantum dot interactions and flow effects in angiogenic zebrafish (Danio rerio) vessels and human endothelial cells. Nanomedicine: Nanotechnology, Biology, and Medicine. 13 (3), 999-1010 (2017).
- Zarins, C. K., et al. Carotid bifurcation atherosclerosis. Quantitative correlation of plaque localization with flow velocity profiles and wall shear stress. Circulation Research. 53 (4), 502-514 (1983).
- Chien, S. Effects of disturbed flow on endothelial cells. Annals of Biomedical Engineering. 36 (4), 554-562 (2008).
- Malek, A. M., Alper, S. L., Izumo, S. Hemodynamic shear stress and its role in atherosclerosis. JAMA. 282 (21), 2035-2042 (1999).
- Glagov, S., Zarins, C., Giddens, D. P., Ku, D. N. Hemodynamics and atherosclerosis. Insights and perspectives gained from studies of human arteries. Archives of Pathology & Laboratory Medicine. 112 (10), 1018-1031 (1988).
- Khoury, M., Epshtein, M., Zidan, H., Zukerman, H., Korin, N. Mapping deposition of particles in reconstructed models of human arteries. Journal of Controlled Release. 318, 78-85 (2020).
