Summary
Her presenterer vi en ny protokoll for å studere og kartlegge målrettet avsetning av legemiddelbærere til endotelceller i fabrikkerte, tredimensjonale tredimensjonale humane arteriemodeller under fysiologisk strømning. Den presenterte metoden kan fungere som en ny plattform for målretting av legemiddelbærere i det vaskulære systemet.
Abstract
Bruken av tredimensjonale (3D) modeller av menneskelige arterier, som er designet med riktige dimensjoner og anatomi, muliggjør riktig modellering av ulike viktige prosesser i kardiovaskulærsystemet. Nylig, selv om flere biologiske studier har blitt utført ved hjelp av slike 3D-modeller av menneskelige arterier, har de ikke blitt brukt til å studere vaskulær målretting. Dette dokumentet presenterer en ny metode for å fremstille reelle, rekonstruerte humane arterielle modeller ved hjelp av en 3D-utskriftsteknikk, linje dem med menneskelige endotelceller (ECs), og studere partikkelmålretting under fysiologisk strømning. Disse modellene har fordelen av å replikere den fysiologiske størrelsen og forholdene til blodkar i menneskekroppen ved hjelp av billige komponenter. Denne teknikken kan fungere som en ny plattform for å studere og forstå legemiddelmålretting i kardiovaskulærsystemet og kan forbedre utformingen av nye injiserbare nanomedisiner. Videre kan den presenterte tilnærmingen gi betydelige verktøy for studiet av målrettet levering av ulike midler for kardiovaskulære sykdommer under pasientspesifikk strømning og fysiologiske forhold.
Introduction
Flere tilnærminger har nylig blitt brukt ved hjelp av 3D-modeller av menneskelige arterier1,2,3,4,5. Disse modellene gjenskaper den fysiologiske anatomien og miljøet til forskjellige arterier i menneskekroppen in vitro. Imidlertid har de hovedsakelig blitt brukt i cellebiologistudier. Aktuelle studier på vaskulær målretting av partikler til endotelet inkluderer i silico beregningssimuleringer6,7,8, in vitro mikrofluidiske modeller9,10,11og in vivo dyremodeller12. Til tross for innsikten de har gitt, har disse eksperimentelle modellene ikke klart å simulere målrettingsprosessen som oppstår i menneskelige arterier, hvor blodstrøm og hemodynamikk utgjør dominerende faktorer. For eksempel kan studien av partikkelmålretting til aterosklerotiske regioner i halspulsåren bifurkasjon, som er kjent for deres komplekse resirkuleringsflytmønster og veggskjær stressgradient, påvirke reisen tatt av partiklene før de når endotelet13,14,15,16. Derfor må disse studiene utføres under forhold som gjenskaper det fysiologiske miljøet, det vil sistørrelse, dimensjon, anatomi og strømningsprofil.
Nylig produserte denne forskningsgruppen 3D-rekonstruerte menneskelige arterielle modeller for å studere avsetning og målretting av partikler til vaskulaturen17. Modellene var basert på geometriske 3D-kopier av menneskelige blodårer, som deretter ble dyrket med menneskelige ECer som senere foret sine indre vegger. I tillegg, når de blir utsatt for et perfusjonssystem som produserer fysiologisk strømning, replikerte modellene nøyaktig fysiologiske forhold. Perfusjonssystemet ble designet for å parfyme væsker med konstant strømningshastighet ved hjelp av en peristaltisk pumpe i både lukkede og åpne kretskonfigurasjoner (figur 1). Systemet kan brukes som en lukket krets for å kartlegge partikkelavsetning og målretting mot cellene som er sådd inne i halspulsmodellen. I tillegg kan den brukes som en åpen krets for å vaske ut ikke-tilhengerpartikler på slutten av forsøkene og for å rengjøre og vedlikeholde systemet. Dette papiret presenterer protokoller for fabrikasjon av 3D-modeller av den menneskelige karotisbifurkasjonen, utformingen av perfusjonssystemet og kartlegging av avsetning av målrettede partikler inne i modellene.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
MERK: Denne protokollen beskriver fabrikasjonen av en 3D-modell av halspulsåren og kan brukes til å generere andre arterier av interesse ved ganske enkelt å endre de geometriske parametrene.
1. Design og fabrikasjon av en 3D-bifurkasjon av den menneskelige halspulsåren
- Velg bilder fra pasienter eller tidligere studerte geometrier av den menneskelige halspulsåren bifurkasjon, og lag en dataassistert designmodell av formen som må skrives ut.
MERK: Halspulsåren bifurkasjon har ett innløp og to uttak. Det er viktig å designe en 3D-muggramme rundt arterien og midlertidige utskriftsstøtter mellom rammen og arterieformen (Figur 2A-C). - Skriv ut geometriene ved hjelp av en 3D-skriver. Klipp de midlertidige utskriftsstøttene, og bruk sandpapir til å polere og glatte formene, spesielt i områdene der støttene ble kuttet. Skyll slipemodellen med isopropylalkohol for å fjerne plaststøvet, og la det tørke helt i en kjemisk hette i 2-3 timer.
MERK: Her ble de trykte formene laget av klar harpiks v4 (Figur 2D,E). - For enkelt å oppløse plasten, spray formene med gjennomsiktig lakk inne i en kjemisk hette, og la det lufttørke i 1 time. Gjenta denne 3xen.
MERK: Her ble 2X Ultra Cover Clear Spray brukt, men alle andre typer skal være egnet så lenge det ikke er trelakk. Kontroller at det ikke er eksponert plast igjen fordi plasten kan reagere med silikonet og forhindre at den størkner ordentlig. Kvaliteten på den sprøytede overflaten vil bestemme kvaliteten på overflaten av den endelige silikonmodellen. - Klipp gjennomsiktige rektangulære lysbilder / strimler av glatt plast av samme dimensjoner som formrammen, og lim dem ved hjelp av lakken til rammen på alle sider og fra den ene siden av rammen, slik at den blir forseglet nederst og åpen øverst. Påfør lakken med en pensel inne i en kjemisk hette, og la lysbildene tørke helt i minst 24 timer (Figur 2F).
- For å forberede silikongummiblandingen, tilsett flytende silikon med herdemiddelet (masseforhold 1:10) i en plastplate, og rør grundig for å sikre fullstendig blanding. For halspulsmodellen, tilsett 54 g silikon og 6 g herdemiddel.
- Avkjøl blandingen i 15 min ved 4 °C, og avfett den deretter i en vakuumdesiccator til alle luftboblene er eliminert. Plasser formen i tørkemiddelet (med den åpne siden vendt opp), hell silikonblandingen sakte inn i formen, og fjern igjen luftboblene til blandingen er klar.
- La formen stå med silikonet over natten ved romtemperatur (om mulig, la det stå i tørkemiddelet uten vakuum). Hvis blandingen ikke har tørket helt, inkuber den ved 60 °C i ytterligere noen timer.
- Når blandingen er helt tørr, fjern de gjennomsiktige lysbildene, og senk modellen i absolutt aceton i 48 timer i en kjemisk hette til plasten er helt oppløst. Fjern eventuelle plastrester med en trepinne. For å fordampe acetonen som er fanget inne i modellen, inkuber den ved 60 °C i minst 4 dager før cellesåing.
2. Cellekultur og såing i modeller
- Klargjør tre kontakter for halspulsmodellen: én for innløpet og to for uttakene (se Materialliste). Steriliser modellen og kontaktene ved ultrafiolett bestråling i en biologisk hette i 20 minutter.
- Belegge modellene med 4 ml μg/ml fibronektin (i 1x fosfatbufret saltvann( PBS)) i 2 timer ved 37 °C eller over natten ved 4 °C. Injiser fibronektinoppløsningen i modellen gjennom innløpet ved hjelp av en 5 eller 10 ml plastsprøyte. Fjern fibronectin gjennom utløpet, og vask modellen med EC-medium.
- Suspender 2,5 × 106 celler/ml humane navlestrengsceller (HUVECer, passasje < 6), og fyll modellen med 4 ml celleoppheng ved hjelp av en 5 eller 10 ml plastsprøyte (figur 3A). Plasser modellen på en rotator inne i en inkubator (37 °C) med en hastighet på 1 o/min i 48 timer for å sikre homogen såing. Kontroller at modellen er godt festet til roteren (Figur 3B). Bytt medium etter 24 timer inne i en biologisk hette, og gå tilbake til rotatoren inne i inkubatoren i ytterligere 24 timer.
MERK: Etter 24 timer blir cellene sådd og kan avbildes ved hjelp av et mikroskop. - Fjern modellen fra rotatoren, og vask med 1x PBS ved hjelp av en 10 ml plastsprøyte. For å fikse cellene, inkuber cellene med 4 ml 4% paraformaldehyd (PFA) til modellen i 15 minutter inne i en kjemisk hette, og skyll deretter 3x med PBS. Tilsett 4 ml PBS, og oppbevar ved 4 °C til eksperimentet (Figur 3C). Flekk cellene inne i modellen ved hjelp av standard fargingsprotokoller(f.eks. kjernefysisk farging med 4′,6-diamidino-2-fenylindole (DAPI), figur 3D).
3. Utforming av perfusjonssystemet
- Perfusjonssystemet har to viker og to utløpsrør. Slå sammen de to innløpene til et enkelt 4 mm ID-rør og igjen i to 6 mm ID-rør, som kobles til den peristaltiske pumpen. Slå sammen de to 6 mm ID-rørene som kommer ut av den peristaltiske pumpen til et enkelt 4 mm rør, og koble den til en svingningsspjeld for å eliminere eventuelle svingninger fra pumpen. Bruk en 250 ml flaske med smal munn med tre åpninger som spjeld.
- Koble en åpning til innløpet fra pumpen, lukk den andre med en kork som brukes til trykkventilering i nødstilfeller, og utvid den tredje åpningen (som er utløpet) til bunnen av flasken.
- Koble spjeldet til innløpet til den kultiverte halspulsmodellen ved hjelp av utløpsslangen. Slå sammen de to uttakene til modellen til ett rør, som vil være utløpet av systemet (Alle rør er 4 mm ID).
- Del utløpsslangen i to utløpsrør (den ene for den lukkede kretsen og den andre for avfallsbeholderen i den åpne kretsen). Fest en plastklemme til hvert rør.
MERK: Kombinasjonen av åpne/lukkede klemmer vil avgjøre om systemet er i en lukket eller åpen kretskonfigurasjon. Som vist i figur 1, hvis klemmer a og d er nær mens b og c er åpne, er systemet en lukket krets; det motsatte bringer systemet til åpen kretskonfigurasjon. - Forbered tre beholdere: en som kan holde 300 ml væske (for lukket krets) og to andre på 1 L hver: en for vask og den andre for avfall (for åpen krets).
4. Lukket kretskonfigurasjon: perfusjonseksperiment og avbildning
- Tilsett 300 ml PBS i lukket kretsbeholder, som er tilstrekkelig til å fylle hele systemet, inkludert slangen og modellen. Plasser ett innløpsrør og ett utløpsrør (åpne klemmer b og c) inne i beholderen.
- Fyll 1 L vaskebeholderen med destillert vann (for vasking på slutten av eksperimentet), og la den andre 1 L avfallsbeholderen stå tom. Plasser de andre innløps- og utløpsslangene (henholdsvis lukkeklemmene a og d) i vaske- og avfallsbeholderne.
- Ta den faste cellekulturerte karotismodellen ut av 4 °C lagring, og tøm PBS. Koble til innløpet og uttakene til halspulstiden som beskrevet i trinn 3.3-3.4. Ikke la modellen være tørr i lang tid. Når modellen er koblet til, aktiverer du pumpen for å parfyme væske.
- Plasser halspulsmodellen under mikroskopet. Åpne slangen før innløpet og etter utløpet av halspulsmodellen. Sett den peristaltiske pumpen på 10 o/min, og slå den på. Øk hastigheten i trinn på 5 rpm, hver 4-5 min. Pass på at det ikke er noen lekkasjer.
- Ved 100 rpm, som tilsvarer maksimal strømningshastighet for den fysiologiske bølgeformen til den menneskelige halspulsåren (~ 400 ml / min), legg fluorescerende karboksylerte polystyren (PS) partikler (2 μm, i en konsentrasjon på 1,6 μg / ml) til 300 ml PBS i lukket kretsbeholder. Bilde området av interesse hver 10 s for 1,5 t (fortsatt enkeltbilder eller video etter behov).
5. Åpen kretskonfigurasjon: vasketrinnet
- Åpne klemmene på vaske- og avfallsrørene i de 1 L beholderne (klemmer a og d), og lukk umiddelbart klemmene til både innløps- og utløpsrørene i 300 ml-beholderen (klemmer b og c) for å endre systemet fra en lukket til åpen kretskonfigurasjon.
- La det meste av vannet strømme fra vaskebeholderen til avfallsbeholderen ved 100 rpm. Før den overføres fullstendig, trykk på stopp på den peristaltiske pumpen, og lukk rørklemmene før innløpet og etter utløpet av halspulsmodellen.
- Ved hjelp av de riktige filtrene, ta bilder av modellen i interesseområdet for å vise avsetning og vedheft av partikler til cellene. Koble fra halspulsmodellen. Tilsett forsiktig og sakte 4 ml PBS med en 10 ml sprøyte gjennom modellens innløp.
- Koble til en "dummy modell", (som også er en silikongummi 3D-karotismodell som bare brukes til vasking, uten dyrkede celler) i stedet for halspulsmodellen, og skyll systemet. Tilsett ytterligere 1 liter vann, og vask systemet igjen til alt vannet overføres fra vaskebeholderen til avfallet. Slå av den peristaltiske pumpen.
6. Datainnsamling og analyse
- Skaff deg en digital film av partikkelavsetning i interesseområdet med bildene som ble tatt under eksperimentet, ved hjelp av en tilpasset programvarekode (se materialtabellen).
- For kartlegging av avsetning av partiklene langs modellen, flislegg flere bilder for å dekke det undersøkte interesseområdet (Figur 4A,B).
MERK: En tilpasset programvarekode kan skrives for å kvantifisere antall partikler som følges på et interessant sted (en eksempelfil er gitt som tilleggsinformasjon)17.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Dette dokumentet presenterer en ny protokoll for å kartlegge avsetningen av partikler i virkelige 3D-modeller for menneskelig arterie, noe som kan gi en ny plattform for forskning på legemiddellevering. Ved hjelp av en 3D-utskriftsteknikk ble en modell av den menneskelige karotisbifurkasjonsarterien fremstilt (figur 2). Modellen var laget av silikongummi og frø med humane ECer (Figur 3). Viktigst, denne protokollen aktiverte replikering av fysiologiske forhold, spesielt med hensyn til fluiddynamikk. Et perfusjonssystem ble designet for å tilføre partikler til karotisbifurkasjonen under konstant strømning i størrelsen av den fysiologiske bølgeformen som er karakteristisk for karotisen. Figur 1 presenterer perfusjonssystemet, som består av den peristaltiske pumpen, en oscillasjonsdemper, den kultiverte bifurkasjonsmodellen, slangen og væskebeholdere.
For å kartlegge avsetningen og vedheften av de perfused partiklene, ble arteriell modell avbildet under et stereomikroskop, både på slutten av eksperimentet og etter vask (trinn 5.3). Bildene ble tatt ved hjelp av 2x mål og flislagt sammen for å danne et helt bilde av modellen. Deretter ble antall festede partikler beregnet ved hjelp av en tilpasset programvarekode. For å undersøke dannelsen av resirkuleringsmønsteret ved bifurkasjonen ble 10 μm fluorescerende glassperler infundert i modellen. Figur 4A viser resirkuleringen, noe som tyder på at forholdene inne i modellen etterligner fysiologiske forhold.
For å kartlegge avsetningen av partikler inne i modellen ble 2 μm fluorescerende karboksylerte PS-partikler infundert, og deres vedheft til ECene ble avbildet (Figur 4B, C). Disse partiklene festet seg annerledes i ulike regioner langs modell-mer vedheft ble observert ut av resirkuleringsområdet, hvor veggskjær stress er høyt. Disse resultatene har tidligere blitt diskutert for å vise at vedheft av partikler er en funksjon av modellens geometri, partikkeloverflateegenskaper og skjærspenning17. Disse avsetningskartene er relativt enkle og kan raskt innhentes for screening av narkotikabæreres tilhørighet og målretting under fysiologiske forhold i pasientspesifikke modeller.
Figur 1: Perfusjonssystemet. Et perfusjonssystem ble designet for å parfyme væsker under konstant strømning. Den består av (1) en peristaltisk pumpe, (2) en oscillasjonsspjeld, (3) den kultiverte 3D-arterielle modellen og tre glassbeholdere: to med 1 L kapasitet (4 og 6) og en tredjedel som kan holde 300 ml væske (5). Systemet kan operere i to konfigurasjoner: (i) en åpen krets, der klemmer a + d er åpne og b + c er lukket, eller (ii) en lukket krets, der klemmer a + d er lukket og b + c er åpne. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 2: Fabrikasjonsprosess av en 3D-halspulsåre bifurkasjonsmodell. (A-C) Human karotisbifurkasjon, formrammen rundt arterien og midlertidige utskriftsstøtter ble designet. (D, E) Geometriene ble skrevet ut med en 3D-skriver. (F) De midlertidige trykkstøttene ble kuttet, og modellen ble slipt og sprayet med lakk. Deretter ble gjennomsiktige rektangulære lysbilder limt til rammen fra alle sider. Silikongummi ble støpt da limet var tørt. Forkortelse: 3D = tredimensjonal. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 3: Såing av ECer inne i 3D-modeller av halspulsåren. (A) Ekte 3D-modell av den menneskelige karotisbifurkasjonen laget av silikongummi. Modellen ble dyrket med menneskelige ECer og fylt med cellemedium. (B) Den kultiverte modellen ble plassert på en rotator ved 37 °C i 48 timer (C) Bilder av de kultiverte ECene inne i 3D-modellen i brightfield og (D) med DAPI for kjernefysisk farging i blått. Skalastenger = 10 μm. Forkortelser: ECs = endotelceller; DAPI = 4′,6-diamidino-2-fenylindol; 3D = tredimensjonal. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 4: Perfusjon og kartlegging av vedheft av partikler. (A) Streak-line bilde av strømlinjeformede og resirkulering (stiplet rektangel) generert ved perfusjon av 10 μm fluorescerende glasspartikler ved en konstant strøm på 400 ml / min gjennom modellen. (B) Avsetningskart over de 2 μm fluorescerende karboksylerte PS-partiklene (i rødt) inne i den 3D-dyrkede modellen. Skalastang = 2 mm. (C) Vedheft av partiklene (i rødt) til de dyrkede ECene (i blå-DAPI) inne i modellen med en 10x forstørrelse. Skalastang = 10 μm. Forkortelser: PS = polystyren; 3D = tredimensjonal; ECs = endotelceller; DAPI = 4′,6-diamidino-2-fenylindol. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Tilleggsinformasjon: Klikk her for å laste ned denne filen.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Nåværende tilnærminger for å studere vaskulær målretting av partikler kommer til kort i å gjenskape de fysiologiske forholdene som er tilstede i menneskekroppen. Presentert her er en protokoll for å fremstille 3D-rekonstruerte modeller av menneskelige arterier for å studere partikkelmålretting til EC-ene som fôrer arterien under fysiologisk strømning påført ved hjelp av et tilpasset perfusjonssystem. Når du velger materialet til 3D-utskrift, er det best å bruke en klar plast for å unngå pigmentoverføring til silikonmodellen, som skal være så gjennomsiktig som mulig. I tillegg er det viktig å velge et materiale som ikke oppløses i aceton, men i stedet blir mykt og sprøtt og kan deretter enkelt fjernes fra modellen.
De presenterte 3D-modellene er laget av silikongummi, en gjennomsiktig silikon, blandet med herdemiddelet. Det er viktig å sikre at blandingen alltid er ved romtemperatur eller under, ellers vil krysskoblingen mellom silikonet og herdemiddelet begynne før avgassing og støping på formene. Selv om polydimetylsiloksan også kan brukes til å fremstille slike modeller (1:10-forhold med krysskoblingen), er silikongummi mer holdbar. Etter å ha nedsenket modellen i aceton for å oppløse plasten, er det viktig å inkubere den ved 60 °C i minst 4 dager for å sikre full fordampning av eventuelle acetonrester. Hvis en aceton forblir fanget inne i modellen, vil cellene ikke vokse riktig. Endring av mediet etter 24 timer og fiksering av cellene etter 48 timer er de to trinnene som innebærer manuell injeksjon av væske ved hjelp av en 10 ml sprøyte. Det er derfor viktig å parfyme sakte, ellers kan cellene vaskes ut.
Perfusjonssystemet har to viker og to utløpsrør. Hvert rør har en plastrørklemme for strømningskontroll. Det meste av rørsystemet består av 4 mm indre dimeter (ID) rør, bortsett fra rørene som er klemt fast i pumpen, som er 6 mm ID-rør. IDen til rørene som er klemt inn i pumpen, vil bestemme den maksimale strømningshastigheten som kan oppnås i systemet. Dette perfusjonssystemet kan også generere en pulsatile bølgeform ved å legge oscillasjoner på den konstante gjennomsnittlige strømmen17 ved å koble utløpet av spjeldet til en oscillatorenhet, som legger den oscillatoriske delen av en ønsket bølgeform på den konstante strømningshastigheten som produseres av den peristaltiske pumpen. Denne konfigurasjonen muliggjør drift under oscillatorisk strømning eller under konstante strømningsforhold når oscillatoren er slått av.
I dette dokumentet ble perfusjonssystemet tilpasset basert på eksperimenter med 3D human karotis arterie bifurkasjon. Derfor, hvis andre arterielle modeller eller andre rør brukes, kan mengdene væsker og strømningshastighet kreve justeringer. I slike tilfeller må systemet og strømningshastigheten kalibreres, samtidig som det ikke sikres celleavløsning fra modellveggene. Det er svært viktig å gradvis øke strømningshastigheten i den peristaltiske pumpen for å garantere at cellene ikke vaskes bort med strømmen. Videre er det avgjørende å sikre at hele systemet, inkludert slangen, modellen, samt beholderen er fylt med væsker (f.eks.i dette tilfellet ble det fylt med et totalt volum på 300 ml væske). I tillegg, før og etter hvert eksperiment, bør systemet vaskes med destillert vann i en åpen kretskonfigurasjon.
Blod kan også perfunderes i modellene ved hjelp av perfusjonssystemet17. I dette tilfellet må det utvises ekstra forsiktighet for å forhindre lekkasje, spesielt hvis menneskelig blod brukes. Videre er vasketrinnet avgjørende, da blekemiddel må perfunderes på slutten av eksperimentet for å sikre full vask ut av blodet. Etter blekemiddelet skal vann perfunderes som nevnt i protokollen. Det er viktig å merke seg at i dette papiret ble karboksylerte PS-partikler brukt, som har en jevn sammensetning og en smal størrelsesfordeling. Videre holder disse partiklene seg til cellene primært gjennom elektrostatiske interaksjoner. Imidlertid kan andre legemiddel nanokarrierer brukes, og spesifikk målretting bør også undersøkes med ligandmerkede partikler, for eksempeltil anti-intercellulært adhesjonsmolekyl 1 og anti-blodplate endotelialcelleadhesjonsmolekyl 1, noe som vil øke partikkelakkumulering til ECs på stedet av interesse.
I tillegg ble EC-er i denne protokollen løst før de koblet modellene til perfusjonssystemet og injeksjonen av partiklene. Vedheft av partikler til faste celler representerer den første fasen i bindingsprosessen, og derfor må eksperimenter med levende celler utføres, hvor internalisering av partikler kan oppstå i senere stadier av vedheftsprosessen. Denne protokollen kan brukes til å fremstille 3D-arterielle modeller for studiet av legemiddelbærere under fysiologiske forhold. Den skisserte tilnærmingen kan bistå i studiet av levering av midler under pasientspesifikke forhold.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Forfatterne erklærer ingen interessekonflikter.
Acknowledgments
Dette arbeidet ble støttet av Israel Science Foundation (ISF grant # 902/18). Maria Khourys stipend ble støttet av Baronesse Ariane de Rothschild Women Doctoral Program.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 3D printer | FormLabs | PKG-F2-REFURB | |
| Acetone, absolute (AR grade) | |||
| Connectors | Nordson Medical | FTLL013-1 | Female Luer |
| FTLL230-1 | Female Luer | ||
| FTLL360-1 | Female Luer | ||
| LP4-1 | Male Luer Integral Lock | ||
| Damper | Thermo-Fisher Scientific | DS2127-0250 | Nalgene Polycarbonate, Validation Bottle |
| Damper Cover | Thermo-Fisher Scientific | 2162-0531 | Nalgene Filling/Venting Closures |
| Elastosil Elastosil RT 601 A | Wacker | 60003805 | |
| Elastosil RT 601 B | Wacker | 60003817 | The crosslinker |
| Endothelial Cell Media | ScienCell | 1001 | |
| Fibrontectin | Sigma Aldrich | F0895-5mg | |
| HUVEC | Lonza | CC-2519 | |
| Isopropyl alcohol, AR grade 99.5% | Remove plastic dust from the sanded model | ||
| Lacquer | Rust-Oleum | 2X-Ultra cover Gloss Clear | |
| Matlab | Mathworks | https://www.mathworks.com/products/matlab.html | |
| Microscope | Nikon | SMZ25 | |
| Microscope Camera | Nikon | DS-Qi2 | |
| Peristaltic pump | Watson Marlow | 530U IP31 | With 2 pumpheads: 313D |
| Plastic tube clamp | Quickun | 1-2240-stopvalve-2pcs | |
| Polystyrene Particles | Thermo-Fisher Scientific | F8827 | Diameter = 2 µm |
| Printer resin | FormLabs | RS-F2-GPCL-04 | |
| Rotator | ELMI Ltd. | Intelli-Mixer RM-2 | |
| Solidworks | SolidWorks Corp., Dassault Systèmes | https://www.solidworks.com/ | |
| Tubing | Watson Marlow | 933.0064.016 | Tubing for the pump: 6.4 mm ID |
| All the other tubing: Silicon tubing: 4 mm ID | |||
References
- Chiu, J. J., et al. Analysis of the effect of disturbed flow on monocytic adhesion to endothelial cells. Journal of Biomechanics. 36 (12), 1883-1895 (2003).
- Martorell, J., et al. Extent of flow recirculation governs expression of atherosclerotic and thrombotic biomarkers in arterial bifurcations. Cardiovascular Research. 103 (1), 37-46 (2014).
- Karino, T., Goldsmith, H. L. Flow behaviour of blood cells and rigid spheres in an annular vortex. Philosophical transactions of the Royal Society of London. Series B, Biological. 279 (967), 413-445 (1977).
- Goldsmith, H. L., Karino, T. Platelets in a region of disturbed flow. Transactions - American Society for Artificial Internal Organs. 23, 632-638 (1977).
- Farcas, M. A., Rouleau, L., Fraser, R., Leask, R. L. The development of 3-D, in vitro, endothelial culture models for the study of coronary artery disease. Biomedical Engineering Online. 8, 30 (2009).
- Peng, B., et al. Modeling nanoparticle targeting to a vascular surface in shear flow through diffusive particle dynamics. Nanoscale Research Letters. 10 (1), 942 (2015).
- Shah, S., Liu, Y., Hu, W., Gao, J. Modeling particle shape-dependent dynamics in nanomedicine. Journal of Nanoscience and Nanotechnology. 11 (2), 919-928 (2011).
- Hossain, S. S., Hughes, T. J., Decuzzi, P. Vascular deposition patterns for nanoparticles in an inflamed patient-specific arterial tree. Biomechanics and Modeling in Mechanobiology. 13 (3), 585-597 (2014).
- Charoenphol, P., Huang, R. B., Eniola-Adefeso, O. Potential role of size and hemodynamics in the efficacy of vascular-targeted spherical drug carriers. Biomaterials. 31 (6), 1392-1402 (2010).
- Ta, H. T., Truong, N. P., Whittaker, A. K., Davis, T. P., Peter, K. The effects of particle size, shape, density and flow characteristics on particle margination to vascular walls in cardiovascular diseases. Expert Opinion on Drug Delivery. 15 (1), 33-45 (2018).
- Cooley, M., et al. Influence of particle size and shape on their margination and wall-adhesion: implications in drug delivery vehicle design across nano-to-micro scale. Nanoscale. 10 (32), 15350-15364 (2018).
- Jiang, X. Y., et al. Quantum dot interactions and flow effects in angiogenic zebrafish (Danio rerio) vessels and human endothelial cells. Nanomedicine: Nanotechnology, Biology, and Medicine. 13 (3), 999-1010 (2017).
- Zarins, C. K., et al. Carotid bifurcation atherosclerosis. Quantitative correlation of plaque localization with flow velocity profiles and wall shear stress. Circulation Research. 53 (4), 502-514 (1983).
- Chien, S. Effects of disturbed flow on endothelial cells. Annals of Biomedical Engineering. 36 (4), 554-562 (2008).
- Malek, A. M., Alper, S. L., Izumo, S. Hemodynamic shear stress and its role in atherosclerosis. JAMA. 282 (21), 2035-2042 (1999).
- Glagov, S., Zarins, C., Giddens, D. P., Ku, D. N. Hemodynamics and atherosclerosis. Insights and perspectives gained from studies of human arteries. Archives of Pathology & Laboratory Medicine. 112 (10), 1018-1031 (1988).
- Khoury, M., Epshtein, M., Zidan, H., Zukerman, H., Korin, N. Mapping deposition of particles in reconstructed models of human arteries. Journal of Controlled Release. 318, 78-85 (2020).
