Summary
Ce protocole décrit les étapes pour induire un infarctus du myocarde chez la souris tout en préservant le péricarde et son contenu.
Abstract
Ce protocole a montré que le péricarde et son contenu jouent un rôle anti-fibrotique essentiel dans le modèle de rongeur ischémique (ligature coronaire pour induire une lésion myocardique). La majorité des modèles précliniques d’infarctus du myocarde nécessitent la perturbation de l’intégrité péricardique avec perte du milieu cellulaire homéostatique. Cependant, récemment, une méthodologie a été développée par nous pour induire l’infarctus du myocarde, ce qui minimise les dommages péricardiques et conserve la population de cellules immunitaires résidentes du cœur. Une amélioration de la récupération fonctionnelle cardiaque chez les souris ayant un espace péricardique intact après une ligature coronarienne a été observée. Cette méthode permet d’étudier les réponses inflammatoires dans l’espace péricardique à la suite d’un infarctus du myocarde. Le développement ultérieur des techniques de marquage peut être combiné avec ce modèle pour comprendre le devenir et la fonction des cellules immunitaires péricardiques dans la régulation des mécanismes inflammatoires qui entraînent le remodelage dans le cœur, y compris la fibrose.
Introduction
À ce jour, les maladies cardiovasculaires (MCV) sont reconnues comme la principale cause de décès dans le monde, entraînant un fardeau financier important et une réduction de la qualité de vie des patients1. La coronaropathie (CAD) est un sous-type de MCV et joue un rôle essentiel dans le développement de l’infarctus du myocarde (IM), qui est l’un des principaux contributeurs à la mortalité. Par définition, l’IM résulte d’une lésion irréversible du tissu myocardique due à des conditions prolongées d’ischémie et d’hypoxie. Le tissu myocardique manque de capacité de régénération, de sorte que les blessures sont permanentes et entraînent le remplacement du muscle cardiaque par une cicatrice fibrotique qui peut être initialement protectrice, mais qui contribue finalement à un remodelage cardiaque indésirable et à une éventuelle insuffisance cardiaque2.
Bien que la prise en charge des patients atteints de coronaropathie se soit considérablement améliorée au cours des dernières décennies, l’insuffisance cardiaque chronique (ICC) secondaire à l’ischémie affecte de nombreux patients dans le monde. Pour prévenir et gérer cette épidémie, il est nécessaire de mieux comprendre les mécanismes sous-jacents et de développer de nouvelles approches thérapeutiques. De plus, les résultats antérieurs soulignent les limites de la thérapie systémique et la nécessité de développer des alternatives précises. Étant donné que l’étude des séquelles moléculaires de l’IM chez l’homme est affectée par la capacité d’accéder aux tissus infarctus, des modèles animaux qui récapitulent les caractéristiques et le développement de l’IM humain et de l’ICC liés aux MCV sont indispensables.
Comme les modèles animaux idéaux ressemblent beaucoup à un trouble humain pour leurs caractéristiques structurelles et fonctionnelles, l’étiologie de la maladie devrait guider leur conception. Dans la coronaropathie, il s’agit de la sténose athéroscléreuse chronique des artères coronaires ou de l’occlusion thrombotique aiguë. Différentes méthodes ont été développées et appliquées chez diverses espèces d’animaux de laboratoire pour induire le rétrécissement ou l’occlusion des artères coronaires. De telles stratégies peuvent être classées en deux groupes: (1) manipulation mécanique d’une artère coronaire pour induire un IM et (2) accélération de l’athérosclérose pour faciliter le rétrécissement coronaire conduisant à un IM. La première stratégie implique généralement soit la ligature d’une artère coronaire, soit la mise en place d’un stent dans l’artère. La deuxième approche tend à s’appuyer sur la modification du régime alimentaire de l’animal pour inclure des aliments riches en graisses / cholestérol. Certaines des limites de cette dernière approche comprennent le manque de contrôle sur le moment et le site des occlusions coronaires.
En revanche, l’induction chirurgicale de l’IM ou de l’ischémie dans un modèle animal présente plusieurs avantages, tels que l’emplacement, le moment précis et l’étendue de l’événement coronarien, conduisant à des résultats plus reproductibles. La méthode la plus largement utilisée est la ligature chirurgicale de l’artère coronaire descendante antérieure gauche (DAL). Ces modèles récapitulent les réponses humaines aux lésions ischémiques aiguës, ainsi que la progression versCHF 3. Initialement développée chez les grands animaux, la chirurgie LAD sur de petits animaux tels que les rongeurs est devenue plus réalisable avec les progrès de la technologie4. Dans l’établissement de tels modèles, les souris ont été favorisées pour diverses raisons, notamment leur disponibilité relative, leur faible coût en logement et leur capacité de manipulation génétique.
Les modèles chirurgicaux contemporains de cardiopathie ischémique utilisant l’occlusion LAD nécessitent que le chercheur ouvre le péricarde pour ligaturer temporairement ou définitivement l’artère5. De telles stratégies entraînent la perturbation de l’espace péricardique, qui joue une fonction essentiellement mécanique et lubrifiante pour assurer une fonction cardiaque adéquate. Un autre inconvénient de l’ouverture du péricarde est de perdre le liquide péricardique natif de l’animal avec ses divers composants cellulaires et protéiques 6,7. En réponse, une méthode pour induire l’IM tout en gardant le péricarde intact a été développée par nous. En plus de minimiser la perturbation de cet environnement homéostatique, cette approche permet de marquer et de tracer des cellules spécifiques après avoir causé un IM. De plus, cette approche représente mieux les lésions ischémiques myocardiques en milieu humain.
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Protocol
Des souris C57BL/6J mâles et femelles âgées de 8 à 14 semaines ont été utilisées pour ces expériences. Ce protocole a reçu l’approbation éthique du Comité de protection des animaux de l’Université de Calgary et respecte toutes les lignes directrices sur les soins aux animaux.
1. Préparation et chirurgie de la souris
- Stériliser les outils chirurgicaux (via un stérilisateur de billes ou un autoclave).
- Peser la souris pour le poids préchirurgical et la dose analgésique.
- Placez la souris dans une boîte à induction contenant 4 % d’isoflurane et 800 mL/min d’oxygène. Confirmez le plan anesthésique en pinçant les orteils et en observant l’animal par manque de réflexe.
- Injecter un analgésique par voie sous-cutanée (0,1 mg/kg de buprénorphine) (voir le tableau des matières).
- Placez la souris sur un coussin chirurgical chauffé pendant la chirurgie et maintenez l’anesthésie avec 3% d’isoflurane administré par cône nasal. Appliquez une pommade ophtalmique pour éviter les yeux secs sur chaque œil.
- Rasez les cheveux des zones chirurgicales de la poitrine et du cou.
- Retenez les pattes de la souris et positionnez-les sur la table chirurgicale.
- Intuber la souris en insérant un cathéter lisse de 23 G dans la trachée par la bouche et le pharynx.
- Ventiler la souris après l’intubation avec 2 % d’isoflurane et 100 % d’oxygène comme gaz porteur à l’aide d’un ventilateur commercial (voir le tableau des matériaux) réglé à un débit de 110 respirations/min, un volume courant de 250 μL et une pression expiratoire positive (PEP) de 4 mmHg.
- Rouler la souris à 30% sur son côté droit pour positionner le côté gauche de la poitrine pour la chirurgie.
- Nettoyez la zone chirurgicale avec 3 gommages alternés d’éthanol à 70 % et de bétadine dans un mouvement circulaire (voirle tableau des matériaux). Placez des champs chirurgicaux stériles autour de la zone chirurgicale.
- Faites une incision latérale de 2-3 cm dans la peau de la poitrine pour visualiser les muscles pectoraux du côté gauche. Couper le grand et le mineur pectoral à l’aide d’une incision de 1 cm de la ligne médiane vers l’extérieur pour visualiser les muscles intercostaux entre la troisième et la quatrième côte.
NOTE: Des précautions doivent être prises pour éviter les saignements excessifs du muscle pectoral par cautérisation des vaisseaux saignants. - Faites une incision de 2 cm dans le muscle intercostal gauche pour introduire de l’air (par mouvement d’air passif) dans la cavité thoracique afin de permettre au cœur et aux poumons de s’éloigner de l’incision chirurgicale. En outre, élargir l’ouverture à l’aide d’un dispositif de cautérisation (voir le tableau des matériaux) pour inciser l’intercostal et prévenir les saignements
NOTE: Le ventilateur doit être arrêté temporairement pendant la période de cautérisation pour éviter les réactions explosives avec l’oxygène. On veille à ne pas endommager le sac péricardique. - À l’aide de rétracteurs, rétractez les côtes pour exposer le cœur.
- Observez le péricarde et le cœur sous-jacent au stéréomicroscope.
REMARQUE: Le péricarde de la souris est assez mince pour visualiser le système vasculaire du cœur. - Placez délicatement une pince à la surface du péricarde pour réduire son mouvement et celui du cœur sous-jacent.
- Repère visuellement l’artère coronaire descendante antérieure gauche (LAD) en traçant son émergence sous l’appendice gauche.
- À l’aide du conducteur à micro-aiguilles, guider une suture appropriée (voir le tableau des matériaux) à travers le péricarde, sous le DAL, la suture émergeant de l’autre côté du DAL et du péricarde. Attachez la suture pour restreindre le flux sanguin dans l’artère coronaire et coupez l’excès de suture à l’aide de ciseaux (Figure 1A).
REMARQUE: Lors de la restriction du flux sanguin vers l’artère coronaire, le blanchiment de la partie antérieure du ventricule gauche devrait être visible. Cette procédure représente un modèle de ligature permanente. Cependant, une approche de ligature transitoire avec différentes périodes d’ischémie pourrait également être appliquée à ce stade. - Sous le site d’incision dans la zone stérile, introduisez un cathéter de 24 G par voie percutanée dans la poitrine (retirez l’aiguille guide après être entré dans la cavité thoracique). Ensuite, fermez les côtes suivies des couches musculaires et de la peau à l’aide d’une suture appropriée (une aiguille conique pour le muscle, une aiguille de coupe conventionnelle pour la peau).
- Une fois la poitrine fermée, évacuez l’air restant de la cavité thoracique via le cathéter de 24 G en utilisant une aspiration douce avec une seringue de 3 ml et des compressions thoraciques. Une fois l’air retiré, retirez le cathéter de 24 G.
- Réduire l’isoflurane à 1%.
- Éteignez l’isoflurane tout en maintenant la ventilation avec de l’oxygène pour permettre à la souris de récupérer de l’anesthésie. Une fois que l’animal montre des signes de respiration autonome, retirez le tube trachéal de 23 G de la bouche et placez la souris dans une cage de récupération pour être surveillée pour la reprise de la respiration normale.
- Laissez la souris récupérer dans la cage avec une partie de la cage placée sur un coussin chauffant pour fournir une source de chaleur externe.
- Fournir des injections d’entretien d’analgésique (Buprénorphine 0,1 mg/kg, par voie sous-cutanée) toutes les 12 h pendant 72 h après la chirurgie.
- Surveillez quotidiennement l’état de santé des souris pendant 7 jours, ce qui comprend l’évaluation des incisions et de l’inconfort des animaux.
REMARQUE: En raison du caractère invasif de cette procédure (thoracotomie), l’administration d’antibiotiques peut être nécessaire.
2. Évaluation fonctionnelle de la fonction cardiaque par échocardiographie (ECG)
- Induire et maintenir la souris sous anesthésie générale avec 1,5-2% d’isoflurane et 800 mL/min d’oxygène.
- Placez la souris en décubitus dorsal sur une plate-forme de scène chauffée et attachez les pattes aux fils ECG.
- Rasez la poitrine de la souris.
- Acquérir des images d’échocardiographie à l’aide d’une sonde à transducteur linéaire de 40 MHz et d’un gel de contact et les analyser avec le logiciel approprié (voir le tableau des matériaux).
- Éteignez l’isoflurane et laissez la souris récupérer sur la plate-forme chauffante avant de remettre la cage à l’état actif.
REMARQUE: L’évaluation par échocardiographie est non invasive et peut donc être effectuée longitudinalement tout au long de l’expérience pour déterminer les changements avant et après la ligature coronaire.
3. Collecte de tissu cardiaque pour la coloration de la fibrose
- Sacrifiez les souris avec inhalation de 100% CO2 et disséquez soigneusement le cœur.
REMARQUE: À l’aide de ciseaux et de pinces, ceci est réalisé en coupant à travers les gros vaisseaux entrant (veine cave, veine pulmonaire) et sortant (artère pulmonaire, aorte) du cœur pour le libérer du système circulatoire dans la cavité thoracique. - Fixez le cœur dans du formol à 10% pendant au moins 24 h.
- Couper les échantillons à l’aide d’une lame de rasoir droite à travers le ventricule droit, le septum interventriculaire et le ventricule gauche, en veillant à ce que l’incision passe par le centre de la zone de l’infarctus. Les échantillons sont ensuite envoyés à l’installation centrale pour l’incorporation de paraffine.
- Couper des sections de tissu de 5 μm d’épaisseur avec un microtome et les placer sur des lames de verre pour les colorer.
- Déparaffiner à l’aide de xylène commercial et de lavages à l’alcool gradués (2x 99%, 1x 95%, 1x 70%) avec de l’eau désionisée, puis réhydrater.
- Coloration avec 0,1% de rouge Sirius dans de l’acide picrique pendant 2 h à température ambiante.
- Laver les sections avec de l’acide acétique à 0,5 % pendant 3 min et rincer à l’éthanol à 70 % pendant 1 min.
- Déshydrater les sections en utilisant l’ordre inverse des lavages décrit au point 3.4, avec des concentrations croissantes et graduées d’éthanol puis de xylène.
- Montez les sections de tissu avec une solution de montage (voir le tableau des matériaux) pour une évaluation microscopique.
4. Cytométrie en flux du lavage du cœur et de la cavité péricardique
- Sacrifiez les souris avec inhalation de 100% CO2 à effet.
- Placez la souris sur son dos et fixez les bras et les jambes à une planche chirurgicale à l’aide de ruban adhésif.
- Ouvrez soigneusement le côté gauche (côté droit de la vue de l’expérimentateur) de la cavité thoracique, en commençant par couper le diaphragme jusqu’au point médian, puis en coupant à travers les côtes extérieures vers le sternum.
REMARQUE: Évitez d’entailler les gros vaisseaux sanguins, en particulier ceux qui sont parallèles au sternum. - Rétractez les côtes à l’aide d’un hémostatique pour exposer le cœur et le péricarde sous-jacents.
NOTE: Le péricarde est très fragile, alors assurez-vous de ne pas l’attraper avec des ciseaux pendant la coupe. - À l’aide d’un cathéter PE-10 inséré dans l’espace péricardique près de la jonction de l’oreillette gauche et du ventricule gauche, injecter 100 μL de solution saline stérile dans la cavité péricardique.
- Laissez la solution saline s’accumuler et s’accumuler du côté postérieur du cœur, en prenant soin de ne pas percer ou déchirer le péricarde dans le processus. Répétez cette étape deux fois et placez le liquide de lavage sur la glace pendant le traitement du cœur.
- Extrayez le cœur en coupant les principaux vaisseaux (aorte, artère pulmonaire, veine et veine cave) entrant et sortant du cœur. Retirez les oreillettes droite et gauche et pesez le tissu cardiaque ventriculaire.
- Hacher le tissu en petits morceaux de 1 mm2 à l’aide de ciseaux et les placer dans 10 mL de tampon de digestion contenant 450 U/mL de collagénase I, 125 U/mL de collagénase XI, 60 U/mL de DNase I et 60 U/mL de hyaluronidase dans du PBS pendant 1 h à 37 °C sur un agitateur orbital.
- Faire passer les homogénats de tissu cardiaque dans une crépine cellulaire de 70 μm (voir le tableau des matériaux) et faire tourner vers le bas à 60 x g pendant 5 minutes à 4 °C pour éliminer les cellules parenchymateuses cardiaques.
- Recueillir le surnageant, passer à travers une crépine cellulaire de 40 μm (voir le tableau des matériaux) pour une suspension unicellulaire, et faire tourner vers le bas à 400 x g pendant 5 min à 4 °C pour granuler les cellules.
- Effectuer le blocage des récepteurs cristallisables par fragment (Fc) et la coloration des marqueurs cellulaires sur les cellules péricardiques et cardiaques comme décrit précédemment8.
- Exécuter des échantillons sur un cytomètre en flux.
5. Marquage du macrophage péricardique à l’aide de la méthode ICAPS (Intercostal Approach to the Pleural Space)9
- Stérilisez les outils chirurgicaux (à l’aide d’un stérilisateur à billes ou d’un autoclave) et vaporisez de l’éthanol à 70 % avant de commencer.
- Induire et maintenir la souris sous anesthésie générale avec 1,5-2% d’isoflurane et 800 mL/min d’oxygène. Confirmez le plan anesthésique en pinçant les orteils et en observant l’animal par manque de réflexe.
- Injecter un analgésique par voie sous-cutanée (Buprénorphine 0,1 mg/kg).
- Placez la souris sur un coussin chirurgical chauffé pendant la chirurgie.
- Rasez la région thoracique antérolatérale droite.
- Nettoyez la zone chirurgicale avec de l’éthanol et de la bétadine.
- Faites une incision de 3 cm de long dans la peau et, avec une pince, exposez la cage thoracique.
- Charger 5 μL de billes fluorescentes (microsphères fluorescentes disponibles dans le commerce, 1 μm, voir le tableau des matériaux) et 45 μL de solution saline dans un cathéter de seringue à tubulure PE-10 muni d’une pointe biseautée.
- Guidez le cathéter dans l’espace intercostal comme décrit précédemment9, injectez lentement la solution de bille et retirez le cathéter en un seul mouvement.
- Fermez la peau à l’aide d’agrafes.
REMARQUE: Des agrafes sont utilisées à la place des sutures pour minimiser la réouverture potentielle de l’incision. - Éteignez l’isoflurane, placez la souris dans la cage de récupération et surveillez les complications au cours des premières 24 heures.
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Representative Results
Ce modèle modifié de ligature coronaire a été optimisé pour atteindre la reproductibilité et la survie des animaux. Cependant, en raison de la blessure importante induite dans le cœur, une certaine mortalité peropératoire et postopératoire attendue est associée à la procédure. La mortalité standard est généralement plus élevée chez les hommes (~25-35%) que chez les femmes (~ 10-15%).
L’induction réussie d’un IM avec la ligature coronaire modifiée devrait être évidente par des changements dans les paramètres fonctionnels et les caractéristiques structurelles du cœur. Pour la fonction, des diminutions de paramètres tels que la fraction d’éjection du ventricule gauche (VG) évaluée par échocardiographie seront perceptibles dans les 3 à 4 semaines suivant l’IM (Figure 1A). Ces changements fonctionnels doivent s’accompagner d’une fibrose importante de la paroi libre du VG, évaluée par une coloration histologique telle que le rouge picrosirius (PR) (Figure 1B). Pour cette analyse, l’utilisation de coupes transversales longitudinales à travers l’infarctus devrait permettre la représentation de la zone infarctue, péri-infarctus et zones éloignées du cœur.
Le maintien d’un péricarde intact tout au long de la procédure offre l’occasion d’étudier la réponse inflammatoire concomitante dans la cavité péricardique. Il permet également de déterminer comment les cellules immunitaires de ce compartiment peuvent contribuer aux processus de remodelage en cours. La combinaison de la méthode de marquage des billes fluorescentes avec l’analyse par cytométrie en flux fournit une approche pour suivre les macrophages péricardiques Gata6+ résidents à haute sélectivité. Cette procédure consiste à injecter des billes directement dans l’espace pleural. Ceux-ci sont également absorbés par les macrophages Gata6 résidents dans les cavités pleurale et péricardique (Figure 2A) en raison de la communication entre ces deux cavités10. Il est important de noter que peu ou pas de marquage doit être détecté dans le cœur ou le sang (Figure 2A). Une fois marquées, la relocalisation des cellules à la suite de défis inflammatoires tels que l’IM peut être suivie par cytométrie de flux (Figure 2B) et / ou imagerie. Pour éviter tout effet inflammatoire potentiel de la procédure ICAPS, ce marquage doit être effectué une semaine avant les interventions ultérieures.
Figure 1 : Le modèle de ligature coronaire péricardique intact induit des altérations fonctionnelles et structurelles dans le cœur. (A) Chronologie schématique et quantification de la fraction d’éjection du VG au départ ou 4 semaines après la ligature coronaire pour les animaux dont le péricarde est perturbé ou intact. Les données sont représentées sous forme de moyenne ± écart-type. ***= p < 0,001, *= p < 0,05 par rapport à l’ANOVA unidirectionnelle de base. Adapté de Deniset JF, et al., avec la permission d’Elsevier8. (B) Images représentatives et quantification de la coloration de la fibrose rouge de picrosirius dans des coupes transversales de cœur de souris à 4 semaines après l’infarctus avec les modèles de ligature coronaire péricardique perturbés ou intacts. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 2 : Marquage et suivi des macrophages de la cavité péricardique après un IM. (A) Tracés représentatifs de cytométrie en flux de billes fluorescentes contenant des cellules myéloïdes de la cavité pleurale, de la cavité péricardique, du tissu cardiaque et du sang au départ ou 7 jours après l’injection locale de billes fluorescentes à l’aide de la méthode ICAPS. Panneaux inférieurs - Caractérisation des billes et des cellules dans la cavité péricardique comme étant principalement des macrophages péricardiques Gata6+ (GPCM). (B) Analyse par cytométrie en flux et quantification de cellules myéloïdes péricardiques marquées par billes fluorescentes dans la cavité péricardique et le cœur avec ou sans IM. *= p < 0,05, ** = p < 0,01. Adapté de Deniset JF, et al., avec la permission d’Elsevier8. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
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Discussion
L’induction d’un IM dans un péricarde fermé chez les rongeurs est unique et peut avoir des applications potentiellement importantes. La procédure repose fortement sur la familiarité du chirurgien avec le modèle de rongeur et l’anatomie cardiaque des rongeurs. Le succès dépend également des soins prodigués au cours de trois étapes critiques: l’incision musculaire intercostale et la rétraction des côtes (étapes 1.11-1.13), la création de l’infarctus (étape 1.17) et la récupération de l’animal (étapes 1.22-1.24).
La thoracotomie doit être effectuée avec diligence pour éviter de perforer ou de lacéré le péricarde. L’étape la plus cruciale de ce protocole est la suture du LAD pour induire un infarctus. Comme c’est le cas avec tous les modèles de ligature LAD, le placement approprié de la suture de ligature sur le LAD est essentiel: la ligature proximale peut entraîner un IM fatal, tandis que la ligature distale peut ne pas causer un IM fonctionnellement pertinent. Le marquage du LAD au centre approximatif du cœur évite ces problèmes. Comme la ligature LAD est effectuée avec le cœur battant, stabiliser doucement le cœur avec forceps peut aider à minimiser le mouvement, permettant au LAD d’être suturé sans l’endommager. Une lacération des petits vaisseaux sur l’épicarde peut survenir au cours de cette procédure. Les saignements mineurs disparaîtront en 2-3 jours et ne contamineront pas le liquide péricardique. Le péricarde des rongeurs, en particulier chez la souris, est très mince et peut être facilement déchiré si le chirurgien ne fait pas preuve de prudence. Enfin, l’opérateur doit porter une attention particulière à l’animal dans la phase post-opératoire (c.-à-d. récupération). Le moment de l’arrêt de l’isoflurane et du retrait de la sonde endotrachéale doit être fait méthodiquement pour s’assurer que le rongeur peut s’auto-ventiler. La souris doit également être surveillée après la récupération pour s’assurer qu’aucune complication postopératoire ne nécessite une intervention immédiate avant d’être placée dans des installations de logement pour animaux. Des exemples de ces complications comprennent l’hémothorax, le pneumothorax et l’incapacité de reprendre conscience après l’anesthésie.
La plupart des modèles murins actuels d’IM nécessitent l’ouverture du péricarde pour ligaturer le DAL, ce qui donne un péricarde non intact. Le modèle actuel est unique car il préserve l’aspect homéostatique de l’espace péricardique pendant l’infarctus, fournissant ainsi une représentation plus cliniquement pertinente d’un IM. Le maintien de l’espace péricardique entraîne une amélioration des caractéristiques fonctionnelles du cœur de souris par rapport aux procédures qui divisent le péricarde. La préservation du liquide péricardique natif offre également des avantages significatifs aux possibilités de recherche ainsi qu’à la guérison de l’infarctus. La pression intra-péricardique est significative11,12, tandis que le liquide péricardique contient des protéines qui favorisent les voies de guérison non fibrotiques 13. Des recherches récentes ont révélé que les macrophages qui résident dans le liquide péricardique jouent également un rôle essentiel dans la réparation et la guérison des tissus cardiaques8. Le protocole actuel fournit une méthode de marquage spécifique pour suivre le devenir de ces macrophages après l’IM. D’autres cellules dans l’espace péricardique peuvent être marquées de la même manière pour évaluer leur rôle dans le remodelage cardiaque. Les modèles animaux qui maintiennent le péricarde peuvent mieux préserver ces voies cruciales, ce qui en fait une représentation plus précise de la physiopathologie des patients et des processus de guérison.
Ce modèle permet à l’utilisateur d’étudier et de manipuler l’ensemble de l’espace péricardique, potentialisant la recherche qui explore les voies complexes de guérison et inflammatoires médiées par les cellules péricardiques. Ce modèle fournit également un modèle amélioré d’infarctus de rongeurs pour la recherche non axée sur l’espace péricardique. Les voies de lésions péricardiques préservées permettent aux infarctus d’avoir plus de pertinence humaine. Les limites importantes de ce modèle résidaient dans les compétences de l’utilisateur en raison de sa nature technique. Si le chirurgien n’est pas compétent dans la manipulation des tissus et les techniques chirurgicales, des erreurs peuvent entraîner une déchirure du péricarde ou la mort. Enfin, pour tirer parti des avantages de ce protocole, les utilisateurs devraient être en mesure d’utiliser des modalités d’imagerie établies et avancées, telles que l’échocardiographie et la microscopie.
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Disclosures
Les auteurs n’ont aucun conflit à révéler.
Acknowledgments
Aucun.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Steri-350 Bead Sterilizer | Inotech | NC9449759 | |
| 10% Formalin | Millipore Sigma | HT501128-4L | |
| 40 µm Cell strainer | VWR | CA21008-949 | Falcon, 352340 |
| 70 µm Cell strainer | VWR | CA21008-952 | Falcon, 352350 |
| ACK Lysis Buffer | Thermo Fisher | A1049201 | |
| BD Insyte-W Catheter Needle 24 G X 3/4" | CDMV Inc | 108778 | |
| Betadine (10% povidone-iodine topical solution) | CDMV Inc | 104826 | |
| Blunt Forceps | Fine Science Tools | FST 11000-12 | |
| BNP Ophthalmic Ointment | CDMV Inc | 17909 | |
| Castroviejo Needle Driver | Fine Science Tools | FST 12061-01 | |
| Centrifuge 5810R | Eppendorf | 22625101 | |
| Collagenase I | Millipore Sigma | SCR103 | |
| Collagenase XI | Millipore Sigma | C7657 | |
| Covidien 5-0 Polysorb Suture - CV-11 taper needle | Medtronic Canada | GL-890 | |
| Covidien 5-0 Polysorb Suture - PC-13 cutting needle | Medtronic Canada | SL-1659 | |
| Curved Blunt Forceps | Fine Science Tools | FST 11009-13 | |
| Dako Mounting Medium | Agilen | CS70330-2 | |
| DNase I | Millipore Sigma | 11284932001 | |
| Ethanol, 100% | Millipore Sigma | MFCD00003568 | |
| Ethicon 8-0 Ethilon Suture - BV-130-4 taper needle | Johnson & Johnson Inc. | 2815G | |
| Fiber-Optic Light | Nikon | 2208502 | |
| Fine Forceps | Fine Science Tools | FST 11150-10 | |
| Fluoresbrite® YG Carboxylate Microspheres 1.00 µm | Polysciences, Inc. | 15702 | |
| Geiger Thermal Cautery Unit | World Precision Instruments | 501293 | Model 150-ST |
| Hyaluronidase | Millipore Sigma | H4272 | |
| Isofluorane Vaporizer | Harvard Apparatus | 75-0951 | |
| Isoflurane USP, 250 mL | CDMV Inc | 108737 | |
| Magnetic Fixator Retraction System | Fine Science Tools | 18200-20 | |
| MX550D- 40 MHz probe | Fujifilm- Visual Sonics | ||
| Needle Driver | Fine Science Tools | FST 12002-12 | |
| PE-10 Tubing | Braintree Scienctific, Inc. | PE10 50 FT | |
| Scissors | Fine Science Tools | FST 14184-09 | |
| SMZ-1B Stereo Microscope | Nikon | SMZ1-PS | |
| VentElite Small Animal Ventilator | Harvard Apparatus | 55-7040 | |
| Vetergesic (10 mL, 0.3mg/mL buprenorphine)) | CDMV Inc | 124918 | controlled drug |
| Vevo 2100 Software | Fujifilm-Visual Sonics |
References
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