Summary
Denne protokollen skisserer trinnene for å indusere hjerteinfarkt hos mus samtidig som perikardiet og innholdet opprettholdes.
Abstract
Denne protokollen har vist at perikardiet og dets innhold spiller en viktig antifibrotisk rolle i den iskemiske gnagermodellen (koronar ligering for å indusere myokardskade). De fleste prekliniske myokardinfarktmodeller krever forstyrrelse av perikardintegritet med tap av det homeostatiske cellulære miljøet. Imidlertid har vi nylig utviklet en metodikk for å indusere hjerteinfarkt, noe som minimerer perikardskader og beholder hjertets bosatte immuncellepopulasjon. En forbedret hjertefunksjonell restitusjon hos mus med intakt perikardialrom etter koronar ligering er observert. Denne metoden gir en mulighet til å studere inflammatoriske responser i perikardialrommet etter hjerteinfarkt. Videreutvikling av merkingsteknikkene kan kombineres med denne modellen for å forstå skjebnen og funksjonen til perikardiale immunceller i regulering av de inflammatoriske mekanismene som driver ombygging i hjertet, inkludert fibrose.
Introduction
Den dag i dag er kardiovaskulær sykdom (CVD) anerkjent som den ledende dødsårsaken globalt, noe som resulterer i en betydelig økonomisk byrde og reduksjon i pasientens livskvalitet1. Koronarsykdom (CAD) er en sub-type CVD og spiller en viktig rolle i utviklingen av hjerteinfarkt (MI), som er en hovedbidragsyter til dødelighet. Per definisjon skyldes MI irreversibel skade på myokardvevet på grunn av langvarige tilstander av iskemi og hypoksi. Myokardvev mangler regenereringskapasitet, så skader er permanente og resulterer i erstatning av hjertemuskelen med et fibrotisk arr som i utgangspunktet kan være beskyttende, men til slutt bidrar til ugunstig hjerteoppussing og eventuell hjertesvikt2.
Selv om behandlingen av pasienter med CAD har blitt dramatisk forbedret de siste tiårene, påvirker kronisk hjertesvikt (CHF) sekundært til iskemi mange pasienter over hele verden. For å forebygge og håndtere denne epidemien er det nødvendig å forstå de underliggende mekanismene mer omfattende og utvikle nye terapeutiske tilnærminger. Videre fremhever tidligere funn begrensningene ved systemisk terapi og nødvendigheten av å utvikle presise alternativer. Gitt å undersøke molekylære følger av MI hos mennesker påvirkes av evnen til å få tilgang til infarkt vev, er dyremodeller som rekapitulerer egenskapene og utviklingen av human MI og CHF relatert til CVD uunnværlige.
Ettersom ideelle dyremodeller ligner en menneskelig lidelse for strukturelle og funksjonelle egenskaper, bør sykdomsetiologi veilede deres oppfatning. I CAD er det kronisk aterosklerotisk stenose av koronararterier eller akutt trombotisk okklusjon. Ulike metoder har blitt utviklet og anvendt i ulike arter av laboratoriedyr for å indusere koronararterie innsnevring eller okklusjon. Slike strategier kan grovt klassifiseres i to grupper: (1) mekanisk manipulering av en koronararterie for å indusere en MI og (2) fremskynde aterosklerose for å lette koronar innsnevring som fører til en MI. Den første strategien innebærer vanligvis enten ligering av en koronararterie eller plassering av en stent i arterien. Den andre tilnærmingen har en tendens til å stole på å endre dyrets diett for å inkludere høyt fett / kolesterol mat. Noen av begrensningene i denne sistnevnte tilnærmingen inkluderer mangel på kontroll på tidspunktet og stedet for koronar okklusjoner.
I motsetning til dette har kirurgisk induksjon av MI eller iskemi i en dyremodell flere fordeler, for eksempel plassering, presis timing og omfang av koronarhendelsen, noe som fører til mer reproduserbare resultater. Den mest brukte metoden er kirurgisk ligering av venstre fremre nedadgående koronararterie (LAD). Slike modeller rekapitulerer menneskelige responser på akutt iskemisk skade, samt progresjonen til CHF3. Opprinnelig utviklet i større dyr, har LAD-kirurgi på små dyr som gnagere blitt mer gjennomførbart med fremskritt innen teknologi4. Ved å etablere slike modeller har mus blitt favorisert av ulike årsaker, inkludert deres relative tilgjengelighet, lave utgifter i boliger og deres evne til genetisk manipulasjon.
Moderne kirurgiske modeller av iskemisk hjertesykdom ved bruk av LAD-okklusjon krever at forskeren åpner perikardiet for midlertidig eller permanent å ligere arterien5. Slike strategier resulterer i forstyrrelse av perikardialrommet, som spiller en i hovedsak mekanisk og smørende funksjon for å sikre riktig hjertefunksjon. En annen ulempe ved å åpne perikardiet er å miste dyrets opprinnelige perikardvæske med sine forskjellige cellulære og proteinkomponenter 6,7. Som svar ble en metode for å indusere MI mens perikardiet holdes intakt utviklet av oss. I tillegg til å minimere forstyrrelsen av dette homeostatiske miljøet, tillater denne tilnærmingen merking og sporing av bestemte celler etter å ha forårsaket en MI. I tillegg representerer denne tilnærmingen bedre myokardisk iskemisk skade i den menneskelige innstillingen.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Mannlige og kvinnelige C57BL / 6J-mus mellom 8-14 ukers alder ble brukt til disse forsøkene. Denne protokollen har mottatt etisk godkjenning fra Animal Care Committee ved University of Calgary og følger alle retningslinjer for dyrepleie.
1. Museforberedelse og kirurgi
- Steriliser kirurgiske verktøy (via perlesterilisator eller autoklav).
- Vei musen for presurgical vekt og smertestillende dose.
- Plasser musen i en induksjonsboks med 4 % isofluran og 800 ml/min oksygen. Bekreft bedøvelsesplanet ved å klemme tærne og observere dyret for mangel på refleks.
- Injiser smertestillende subkutant (0,1 mg/kg buprenorfin) (se tabell over materialer).
- Plasser musen på en oppvarmet kirurgisk pute under operasjonen og oppretthold anestesi med 3% isofluran levert via nesekegle. Påfør oftalmisk salve for å unngå tørre øyne på hvert øye.
- Barber håret fra bryst- og nakkekirurgiske områder.
- Hold musens poter og plasser dem på operasjonsbordet.
- Intuber musen ved å sette inn et glatt tippet 23 G kateter inn i luftrøret gjennom munnen og svelget.
- Ventiler musen etter intubasjon med 2 % isofluran og 100 % oksygen som bærergass ved hjelp av en kommersiell ventilator (se materialtabell) satt med en hastighet på 110 pust/min, et tidevannsvolum på 250 μL og positivt endeekspiratorisk trykk (PEEP) på 4 mmHg.
- Rull musen 30% på høyre side for å plassere venstre side av brystet for kirurgi.
- Rengjør det kirurgiske området med 3 vekslende skrubber med 70% etanol og betadin i en sirkulær bevegelse (sematerialtabell). Plasser sterile kirurgiske gardiner rundt operasjonsområdet.
- Lag et 2-3 cm lateralt snitt i brystets hud for å visualisere pectoralis-musklene på venstre side. Klipp pectoralis major og minor ved hjelp av et 1 cm snitt fra midtlinjen og utover for å visualisere intercostal muskler mellom tredje og fjerde ribbeina.
MERK: Det må utvises forsiktighet for å unngå overflødig blødning fra pectoralismuskelen gjennom cauterization av blødende kar. - Lag et 2 cm snitt i venstre interkostale muskel for å introdusere luft (ved passiv luftbevegelse) i brysthulen for å la hjertet og lungene falle bort fra det kirurgiske snittet. Videre utvider du åpningen ved hjelp av en cautery-enhet (se materialtabell) for å snitte intercostal og forhindre blødning
MERK: Ventilatoren bør stoppes midlertidig i løpet av cauteriseringsperioden for å unngå eksplosive reaksjoner med oksygen. Det tas hensyn til ikke å skade perikardial sac. - Bruk retractors, trekk ribben tilbake for å eksponere hjertet.
- Vær oppmerksom på perikardiet og det underliggende hjertet under et stereomikroskop.
MERK: Musens perikard er tynn nok til å visualisere hjertets vaskulatur. - Plasser forsiktig tang på overflaten av perikardiet for å redusere bevegelsen og det underliggende hjertet.
- Visuelt landemerke venstre fremre synkende (LAD) koronararterie ved å spore sin fremvekst fra under venstre appendage.
- Bruk mikronåldriveren, før en passende sutur (se materialtabell) gjennom perikardiet, under LAD, med suturen som kommer på den andre siden av LAD og perikardiet. Bind suturen for å begrense blodstrømmen gjennom koronararterien og trim overflødig sutur ved hjelp av saks (figur 1A).
MERK: Ved å begrense blodstrømmen til koronararterien, bør blanchering av den fremre delen av venstre ventrikel være synlig. Denne prosedyren representerer en permanent ligeringsmodell. Imidlertid kan en forbigående ligeringsmetode med forskjellige iskemiperioder også brukes på dette stadiet. - Under snittstedet i det sterile området, før et 24 G kateter perkutant inn i brystet (fjern føringsnålen etter å ha kommet inn i brysthulen). Lukk deretter ribbeina etterfulgt av muskellag og hud ved hjelp av en passende sutur (en avsmalnende nål for muskel, konvensjonell skjærenål for hud).
- Når brystet er lukket, evakuer du den gjenværende luften fra brysthulen via 24 G-kateteret ved hjelp av forsiktig sug med en 3 ml sprøyte og brystkompresjoner. Når luften er fjernet, trekker du ut 24 G kateteret.
- Reduser isofluranen til 1 %.
- Slå av isofluranet mens du opprettholder ventilasjon med oksygen slik at musen kan komme seg etter anestesi. Når dyret viser tegn på å puste uavhengig, fjern 23 G trakealrøret fra munnen og plasser musen i et gjenopprettingsbur som skal overvåkes for gjenopptakelse av normal pust.
- La musen komme seg i buret med en del av buret plassert på en varmepute for å gi en ekstern varmekilde.
- Sørg for vedlikeholdsinjeksjoner av smertestillende middel (buprenorfin 0,1 mg/kg, subkutant) hver 12. time i 72 timer etter operasjonen.
- Overvåk helsestatusen til mus daglig i 7 dager, som inkluderer evaluering av snitt og ubehag hos dyr.
MERK: På grunn av invasiviteten til denne prosedyren (torakotomi), kan administrering av antibiotika være nødvendig.
2. Funksjonsvurdering av hjertefunksjon ved ekkokardiografi (EKG)
- Induser og vedlikehold musen under generell anestesi med 1,5-2% isofluran og 800 ml / min oksygen.
- Plasser musen i en liggende stilling på en oppvarmet sceneplattform og fest potene til EKG-ledningene.
- Barber musens bryst.
- Skaff ekkokardiografibilder ved hjelp av en 40 MHz lineær transduserprobe og kontaktgel og analyser med riktig programvare (se Materialtabell).
- Slå av isofluranen og la musen komme seg på varmeplattformen før buret returneres til en aktiv tilstand.
MERK: Ekkokardiografi vurdering er ikke-invasiv og kan dermed utføres langsgående gjennom hele forsøket for å bestemme endringer før og etter koronar ligering.
3. Hjertevevssamling for fibrosefarging
- Ofre musene med innånding av 100% CO2 og disseker forsiktig ut hjertet.
MERK: Ved hjelp av saks og tang oppnås dette ved å kutte gjennom de store karene som kommer inn (vena cava, lungevene) og går ut (lungearterien, aorta) hjertet for å frigjøre det fra sirkulasjonssystemet i brysthulen. - Fest hjertet i 10% formalin i minst 24 timer.
- Skjær prøver ved hjelp av et rett barberblad gjennom høyre ventrikel, interventrikulær septum og venstre ventrikel, slik at snittet gikk gjennom midten av infarktsonen. Deretter sendes prøver til kjernefasiliteten for parafininnbygging.
- Klipp vevsseksjoner på 5 μm tykkelse med en mikrotom og legg dem på glassglass for farging.
- Deparaffinize ved hjelp av kommersiell xylen og gradert alkohol vasker (2x 99%, 1x 95%, 1x 70%) med avionisert vann, deretter rehydrere.
- Flekk med 0,1% Sirius rød i pikrinsyre i 2 timer ved romtemperatur.
- Vask seksjoner med 0,5% eddiksyre i 3 minutter og skyll med 70% etanol i 1 min.
- Dehydrer seksjonene ved å bruke omvendt rekkefølge av vasker som er skissert i 3.4, med økende og graderte etanolkonsentrasjoner og deretter xylen.
- Monter vevsseksjoner med monteringsløsning (se materialtabell) for mikroskopisk evaluering.
4. Flowcytometri av hjerte og perikardial hulrom skylling
- Ofre musene med innånding av 100% CO2 til effekt.
- Plasser musen på ryggen og fest armer og ben til et kirurgisk brett ved hjelp av tape.
- Åpne forsiktig venstre side (høyre side fra eksperimentets syn) av brysthulen, og begynn med å kutte membranen til omtrent midtpunktet og deretter kutte gjennom de ytre ribbeina mot brystbenet.
MERK: Unngå nicking store blodkar, spesielt de som går parallelt med brystbenet. - Trekk ribbenene ved hjelp av en hemostat for å eksponere det underliggende hjertet og perikardiet.
MERK: Perikardiet er veldig skjøre, så pass på at du ikke fanger det med saks under klippingen. - Ved hjelp av et PE-10-rør (se tabell over materialer) kateter satt inn i perikardialrommet nær krysset mellom venstre atrium og venstre ventrikel, injiser 100 μL steril saltvann inn i perikardialhulen.
- La saltvann samle seg og samle seg fra den bakre siden av hjertet, vær forsiktig så du ikke punkterer eller perikardiet i prosessen. Gjenta dette trinnet to ganger og legg skyllevæske på is mens du behandler hjertet.
- Excise hjertet ved å kutte de store karene (aorta, lungearterie, vene og vena cava) inn og ut av hjertet. Fjern høyre og venstre atria og vei det ventrikulære hjertevevet.
- Hakk vevet i små 1 mm2 stykker ved hjelp av saks og legg i 10 ml fordøyelsesbuffer som inneholder 450 U / ml kollagenase I, 125 U / ml kollagenase XI, 60 U / ml DNase I og 60 U / ml hyaluronidase i PBS i 1 time ved 37 ° C på en orbital shaker.
- Pass hjertevevshomogenater gjennom en 70 μm cellesil (se materialtabell) og spinn ned ved 60 x g i 5 minutter ved 4 ° C for å fjerne hjerteparenkymale celler.
- Samle supernatanten, pass gjennom en 40 μm cellesil (se materialtabell) for en enkeltcellesuspensjon, og spinn ned ved 400 x g i 5 minutter ved 4 ° C for å pelletere cellene.
- Utføre fragmentkrystalliserbar (Fc) reseptorblokkering og farging av cellulære markører på perikardial- og hjerteceller som tidligere beskrevet8.
- Kjør prøver på et flowcytometer.
5. Merking av perikardial makrofag ved hjelp av Intercostal Approach to the Pleural Space (ICAPS) metode9
- Steriliser kirurgiske verktøy (via perlesterilisator eller autoklav) og spray 70% etanol før du begynner.
- Induser og vedlikehold musen under generell anestesi med 1,5-2% isofluran og 800 ml / min oksygen. Bekreft bedøvelsesplanet ved å klemme tærne og observere dyret for mangel på refleks.
- Injiser smertestillende subkutant (buprenorfin 0,1 mg/kg).
- Plasser musen på en oppvarmet kirurgisk pute under operasjonen.
- Barber det høyre anterolaterale thoraxområdet.
- Rengjør det kirurgiske området med etanol og betadin.
- Lag et 3 cm langt snitt i huden, og med tang utsett ribbe buret.
- Last 5 μL fluorescerende perler (kommersielt tilgjengelige fluorescerende mikrosfærer, 1 μm, se materialtabell) og 45 μL saltvann i et PE-10 slangesprøytekateter med skrå spiss.
- Før kateteret inn i interkostalrommet som tidligere beskrevet9, injiser dråpeløsningen sakte og fjern kateteret i en bevegelse.
- Lukk huden ved hjelp av stifter.
MERK: Stifter brukes i stedet for suturer for å minimere potensiell gjenåpning av snittet. - Slå av isofluranet, plasser musen i gjenopprettingsburet og overvåk for komplikasjoner i løpet av de første 24 timene.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Denne modifiserte koronar ligeringsmodellen er optimalisert for å oppnå reproduserbarhet og dyreoverlevelse. På grunn av den betydelige skaden indusert i hjertet, er imidlertid noen forventede intraoperative og postoperative mortaliteter forbundet med prosedyren. Standard dødelighet er vanligvis høyere hos menn (~ 25-35%) enn hos kvinner (~ 10-15%).
Vellykket induksjon av en MI med modifisert koronar ligering bør være tydelig ved endringer i hjertets funksjonelle parametere og strukturelle egenskaper. For funksjon vil reduksjon i parametere som venstre ventrikkel (LV) ejeksjonsfraksjon vurdert ved ekkokardiografi være merkbar innen 3-4 uker etter MI (figur 1A). Disse funksjonelle forandringene bør ledsages av signifikant fibrose i friveggen i LV vurdert ved histologisk farging som picrosiriusrød (PR) (figur 1B). For denne analysen bør bruk av langsgående tverrsnitt gjennom infarktet tillate representasjon av det infarkte området, peri-infarkt og fjerntliggende soner i hjertet.
Opprettholde et intakt perikardium gjennom hele prosedyren gir en mulighet til å studere den samtidige inflammatoriske responsen i perikardialhulen. Det gjør det også mulig å bestemme hvordan immunceller i dette rommet kan bidra til pågående ombyggingsprosesser. Ved å kombinere fluorescerende dråpemerkingsmetode med flowcytometrianalyse får man en tilnærming til å spore Gata6+ perikardiale makrofager (GPCMs) med høy selektivitet. Denne prosedyren innebærer å injisere perler direkte inn i pleuralrommet. Disse tas like godt opp av beboer Gata6-makrofager i både pleura- og perikardhulen (figur 2A) på grunn av kommunikasjon mellom disse to hulrommene10. Det er viktig at det påvises liten eller ingen merking i hjertet eller blodet (figur 2A). Når de er merket, kan flyttingen av cellene etter inflammatoriske utfordringer som MI spores ved flowcytometri (figur 2B) og / eller bildebehandling. For å unngå potensielle inflammatoriske effekter fra ICAPS-prosedyren, bør denne merkingen utføres en uke før påfølgende inngrep.
Figur 1: Intakt perikardial koronar ligeringsmodell induserer funksjonelle og strukturelle endringer i hjertet. (A) Skjematisk tidslinje og kvantifisering av LV-ejeksjonsfraksjon ved baseline eller 4 uker etter koronar ligering for dyr med forstyrret eller intakt perikardium. Data er representert som gjennomsnitt ± SD. ***= p < 0,001, *= p < 0,05 vs baseline, enveis ANOVA. Tilpasset fra Deniset JF, et al., med tillatelse fra Elsevier8. (B) Representative bilder og kvantifisering av picrosirius rød fibrose farging i mus hjerte tverrsnitt ved 4 uker post-infarkt med forstyrret eller intakt perikardial koronar ligering modeller. Vennligst klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 2: Merking og sporing av makrofager i perikardialhulen etter MI . (A) Representative flowcytometriplott av fluorescerende perler som inneholder myeloide celler fra pleurahulen, perikardialhulen, hjertevevet og blod ved baseline eller 7 dager etter lokal injeksjon av fluorescerende perler ved bruk av ICAPS-metoden. Bunnpaneler- Karakterisering av perler og celler i perikardialhulen som overveiende Gata6+ perikardiale makrofager (GPCMs). (B) Flowcytometrianalyse og kvantifisering av fluorescerende perlemerkede perikardiale myeloide celler i perikardial hulrom og hjerte med eller uten MI. *= p < 0,05, ** = p < 0,01. Tilpasset fra Deniset JF, et al., med tillatelse fra Elsevier8. Vennligst klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Å indusere en MI i et lukket perikardium hos gnagere er unikt og kan ha potensielt betydelige anvendelser. Prosedyren er avhengig av kirurgens kjennskap til gnagermodellen og gnagerens hjerteanatomi. Suksess er også avhengig av omsorgen gitt i tre kritiske trinn: intercostal muskelinnsnitt og ribberetraksjon (trinn 1.11-1.13), skape infarkt (trinn 1.17) og dyregjenoppretting (trinn 1.22-1.24).
Toraktomien må gjøres flittig for å unngå punktering eller lacerating perikardiet. Det mest avgjørende trinnet i denne protokollen er suturering av LAD for å indusere et infarkt. Som tilfellet er med alle LAD-ligeringsmodeller, er passende plassering av ligasjonssuturen på LAD kritisk: proksimal ligering kan resultere i en dødelig MI, mens distal ligering kanskje ikke forårsaker en funksjonelt relevant MI. Landmarking LAD i omtrentlig sentrum av hjertet unngår disse problemene. Som LAD-ligering utføres med hjertet som slår, kan forsiktig stabilisering av hjertet med tang bidra til å minimere bevegelse, slik at LAD kan sutureres uten å skade det. Små fartøy laceration på epikardiet kan oppstå under denne prosedyren. Mindre blødninger vil løse over 2-3 dager og vil ikke forurense perikardvæsken. Gnagerens perikardium, spesielt hos mus, er veldig tynn og kan lett rives hvis kirurgen ikke utviser forsiktighet. Til slutt må operatøren følge nøye med på dyret i fasen etter prosedyren (dvs. gjenoppretting). Tidspunktet for å stoppe isofluran og fjerne endotrakealtuben må gjøres metodisk for å sikre at gnageren kan ventilere seg selv. Musen bør også overvåkes etter utvinning for å sikre at ingen postoperative komplikasjoner nødvendiggjør umiddelbar intervensjon før de settes inn i dyrehjem. Eksempler på disse komplikasjonene inkluderer hemothorax, pneumothorax og manglende evne til å gjenvinne bevisstheten etter anestesi.
De fleste nåværende musemodeller av MI krever åpning av perikardiet for å ligere LAD, noe som resulterer i et ikke-intakt perikardium. Den nåværende modellen er unik da den bevarer det homeostatiske aspektet av perikardialrommet under infarkt, og gir dermed en mer klinisk relevant representasjon av en MI. Vedlikehold av perikardialrommet resulterer i forbedrede funksjonelle egenskaper av musehjertet sammenlignet med prosedyrer som deler perikardiet. Bevaring av den opprinnelige perikardvæsken gir også betydelige fordeler for forskningsmuligheter samt infarkthelbredelse. Intraperikardtrykk er signifikant11,12, mens perikardvæske inneholder proteiner som fremmer ikke-fibrotiske helbredelsesveier 13. Nylig forskning har vist at makrofager som bor i perikardvæsken også spiller en viktig rolle i hjertevevsreparasjonog helbredelse. Den nåværende protokollen gir en spesifikk merkingsmetode for å spore skjebnen til disse makrofagene etter MI. Andre celler i perikardialrommet kan på samme måte merkes for å vurdere deres rolle i hjerteombygging. Dyremodeller som opprettholder perikardiet, kan bedre bevare disse viktige veiene, noe som gjør dem til en mer nøyaktig representasjon av pasientens patofysiologi og helbredelsesprosessene.
Denne modellen lar brukeren studere og manipulere hele perikardialrommet, potensere forskning som utforsker de komplekse helbredende og inflammatoriske veiene mediert av perikardceller. Denne modellen gir også en forbedret gnagerinfarktmodell for forskning som ikke er fokusert på perikardrommet. De bevarte perikardskadeveiene gjør det mulig for infarkter å ha mer menneskelig relevans. De betydelige begrensningene i denne modellen lå i brukerens dyktighet på grunn av dens tekniske natur. Hvis kirurgen ikke er dyktig i vevshåndtering og kirurgiske teknikker, kan feil føre til et revet perikard eller dødelighet. Til slutt, for å utnytte fordelene med denne protokollen, bør brukerne kunne bruke etablerte og avanserte bildebehandlingsmodaliteter, for eksempel ekkokardiografi og mikroskopi.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Forfatterne har ingen konflikter å avsløre.
Acknowledgments
Ingen.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Steri-350 Bead Sterilizer | Inotech | NC9449759 | |
| 10% Formalin | Millipore Sigma | HT501128-4L | |
| 40 µm Cell strainer | VWR | CA21008-949 | Falcon, 352340 |
| 70 µm Cell strainer | VWR | CA21008-952 | Falcon, 352350 |
| ACK Lysis Buffer | Thermo Fisher | A1049201 | |
| BD Insyte-W Catheter Needle 24 G X 3/4" | CDMV Inc | 108778 | |
| Betadine (10% povidone-iodine topical solution) | CDMV Inc | 104826 | |
| Blunt Forceps | Fine Science Tools | FST 11000-12 | |
| BNP Ophthalmic Ointment | CDMV Inc | 17909 | |
| Castroviejo Needle Driver | Fine Science Tools | FST 12061-01 | |
| Centrifuge 5810R | Eppendorf | 22625101 | |
| Collagenase I | Millipore Sigma | SCR103 | |
| Collagenase XI | Millipore Sigma | C7657 | |
| Covidien 5-0 Polysorb Suture - CV-11 taper needle | Medtronic Canada | GL-890 | |
| Covidien 5-0 Polysorb Suture - PC-13 cutting needle | Medtronic Canada | SL-1659 | |
| Curved Blunt Forceps | Fine Science Tools | FST 11009-13 | |
| Dako Mounting Medium | Agilen | CS70330-2 | |
| DNase I | Millipore Sigma | 11284932001 | |
| Ethanol, 100% | Millipore Sigma | MFCD00003568 | |
| Ethicon 8-0 Ethilon Suture - BV-130-4 taper needle | Johnson & Johnson Inc. | 2815G | |
| Fiber-Optic Light | Nikon | 2208502 | |
| Fine Forceps | Fine Science Tools | FST 11150-10 | |
| Fluoresbrite® YG Carboxylate Microspheres 1.00 µm | Polysciences, Inc. | 15702 | |
| Geiger Thermal Cautery Unit | World Precision Instruments | 501293 | Model 150-ST |
| Hyaluronidase | Millipore Sigma | H4272 | |
| Isofluorane Vaporizer | Harvard Apparatus | 75-0951 | |
| Isoflurane USP, 250 mL | CDMV Inc | 108737 | |
| Magnetic Fixator Retraction System | Fine Science Tools | 18200-20 | |
| MX550D- 40 MHz probe | Fujifilm- Visual Sonics | ||
| Needle Driver | Fine Science Tools | FST 12002-12 | |
| PE-10 Tubing | Braintree Scienctific, Inc. | PE10 50 FT | |
| Scissors | Fine Science Tools | FST 14184-09 | |
| SMZ-1B Stereo Microscope | Nikon | SMZ1-PS | |
| VentElite Small Animal Ventilator | Harvard Apparatus | 55-7040 | |
| Vetergesic (10 mL, 0.3mg/mL buprenorphine)) | CDMV Inc | 124918 | controlled drug |
| Vevo 2100 Software | Fujifilm-Visual Sonics |
References
- Virani, S. S., et al. Heart disease and stroke statistics-2020 update: A report from the American Heart Association. Circulation. 141, 139 (2020).
- Iismaa, S. E., et al. Comparative regenerative mechanisms across different mammalian tissues. NPJ Regenerative Medicine. 3 (6), eCollection 2018 (2018).
- Bayat, H., et al. Progressive heart failure after myocardial infarction in mice. Basic Research in Cardiology. 97 (3), 206-213 (2002).
- Virag, J. A., Lust, R. M. Coronary artery ligation and intramyocardial injection in a murine model of infarction. Journal of Visualized Experiments. 52, 2581 (2011).
- De Villiers, C., Riley, P. R. Mouse models of myocardial infarction: comparing permanent ligation and ischaemia-reperfusion. Disease Models & Mechanisms. 13 (11), (2020).
- Borlaug, B. A., Reddy, Y. N. V. The role of the pericardium in heart failure: Implications for pathophysiology and treatment. JACC Heart Failure. 7 (7), 574-585 (2019).
- Pfaller, M. R., et al. The importance of the pericardium for cardiac biomechanics: from physiology to computational modeling. Biomechanics and Modeling in Mechanobiology. 18 (2), 503-529 (2019).
- Deniset, J. F., et al. Gata6(+) Pericardial Cavity Macrophages Relocate to the Injured Heart and Prevent Cardiac Fibrosis. Immunity. 51 (1), 131-140 (2019).
- Weber, G. F. Immune targeting of the pleural space by intercostal approach. BMC Pulmonary Medicine. 15, 14 (2015).
- Nakatani, T., Shinohara, H., Fukuo, Y., Morisawa, S., Matsuda, T. Pericardium of rodents: pores connect the pericardial and pleural cavities. The Anatomical Record. 220, 132-137 (1988).
- Tyberg, J. V., et al. The relationship between pericardial pressure and right atrial pressure: an intraoperative study. Circulation. 73, 428-432 (1986).
- Hamilton, D. R., Sas, R., Semlacher, R. A., Kieser Prieur, T. M., Tyberg, J. V. The relationship between left and right pericardial pressures in humans: an intraoperative study. The Canadian Journal of Cardiology. 27, 346-350 (2011).
- Park, D. S. J., et al. Human pericardial proteoglycan 4 (lubricin): Implications for postcardiotomy intrathoracic adhesion formation. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 156 (4), 1598-1608 (2018).
