Summary
Detta protokoll beskriver stegen för att inducera hjärtinfarkt hos möss samtidigt som perikardiet och dess innehåll bevaras.
Abstract
Detta protokoll har visat att perikardiet och dess innehåll spelar en väsentlig antifibrotisk roll i den ischemiska gnagarmodellen (koronar ligering för att inducera hjärtskada). Majoriteten av prekliniska hjärtinfarktmodeller kräver störning av perikardiell integritet med förlust av den homeostatiska cellulära miljön. Men nyligen har en metodik utvecklats av oss för att inducera hjärtinfarkt, vilket minimerar perikardiell skada och behåller hjärtats bosatta immuncellpopulation. En förbättrad hjärtfunktionell återhämtning hos möss med ett intakt perikardiellt utrymme efter koronar ligering har observerats. Denna metod ger möjlighet att studera inflammatoriska svar i perikardialutrymmet efter hjärtinfarkt. Ytterligare utveckling av märkningsteknikerna kan kombineras med denna modell för att förstå ödet och funktionen hos perikardiella immunceller för att reglera de inflammatoriska mekanismerna som driver ombyggnad i hjärtat, inklusive fibros.
Introduction
Till denna dag erkänns hjärt-kärlsjukdom (CVD) som den ledande dödsorsaken globalt, vilket resulterar i en betydande ekonomisk börda och minskning av patientens livskvalitet1. Kranskärlssjukdom (CAD) är en subtyp av CVD och spelar en viktig roll i utvecklingen av hjärtinfarkt (MI), som är en viktig bidragsgivare till dödligheten. Per definition är MI resultatet av irreversibel skada på myokardvävnaden på grund av långvariga tillstånd av ischemi och hypoxi. Myokardvävnad saknar regenereringskapacitet, så skador är permanenta och resulterar i att hjärtmuskeln ersätts med ett fibrotiskt ärr som initialt kan vara skyddande men i slutändan bidrar till negativ hjärtombyggnad och eventuell hjärtsvikt2.
Även om hanteringen av patienter med CAD har förbättrats dramatiskt under de senaste decennierna, påverkar kronisk hjärtsvikt (CHF) sekundärt till ischemi många patienter över hela världen. För att förebygga och hantera denna epidemi är det nödvändigt att förstå de underliggande mekanismerna mer omfattande och utveckla nya terapeutiska tillvägagångssätt. Dessutom belyser tidigare resultat begränsningarna för systemisk terapi och nödvändigheten av att utveckla exakta alternativ. Med tanke på att undersöka de molekylära följdsjukdomarna av MI hos människor påverkas av förmågan att komma åt infarkterad vävnad, är djurmodeller som rekapitulerar egenskaperna och utvecklingen av human MI och CHF relaterade till CVD oumbärliga.
Eftersom ideala djurmodeller liknar en mänsklig störning för strukturella och funktionella egenskaper, bör sjukdomsetiologi vägleda deras uppfattning. I CAD är det den kroniska aterosklerotiska stenosen i kranskärlen eller akut trombotisk ocklusion. Olika metoder har utvecklats och tillämpats hos olika arter av försöksdjur för att inducera kranskärlsförträngning eller ocklusion. Sådana strategier kan i stort sett klassificeras i två grupper: (1) mekanisk manipulation av en kranskärl för att inducera en MI och (2) påskynda åderförkalkning för att underlätta koronar förträngning som leder till en MI. Den första strategin involverar vanligtvis antingen ligering av en kranskärl eller placering av en stent i artären. Det andra tillvägagångssättet tenderar att förlita sig på att modifiera djurets kost för att inkludera mat med högt fett/ kolesterol. Några av begränsningarna i detta senare tillvägagångssätt inkluderar bristen på kontroll på tidpunkten och platsen för koronar occlusions.
Däremot har den kirurgiska induktionen av MI eller ischemi i en djurmodell flera fördelar, såsom plats, exakt tidpunkt och omfattning av kranskärlshändelsen, vilket leder till mer reproducerbara resultat. Den mest använda metoden är kirurgisk ligering av vänster främre fallande kranskärl (LAD). Sådana modeller rekapitulerar mänskliga svar på akut ischemisk skada, liksom progressionen till CHF3. LAD-kirurgi på små djur som gnagare utvecklades ursprungligen hos större djur och har blivit mer genomförbart med framsteg inom teknik4. Vid upprättandet av sådana modeller har möss gynnats av olika skäl, inklusive deras relativa tillgänglighet, låga kostnader i bostäder och deras kapacitet för genetisk manipulation.
Samtida kirurgiska modeller av ischemisk hjärtsjukdom med LAD-ocklusion kräver att forskaren öppnar perikardiet för att tillfälligt eller permanent ligera artären5. Sådana strategier resulterar i störningar i perikardialutrymmet, vilket spelar en väsentligen mekanisk och smörjande funktion för att säkerställa korrekt hjärtfunktion. En annan nackdel med att öppna perikardiet är att förlora djurets ursprungliga perikardiella vätska med dess olika cellulära och proteinkomponenter 6,7. Som svar utvecklades en metod för att inducera MI samtidigt som perikardiet hölls intakt av oss. Förutom att minimera störningen av denna homeostatiska miljö, möjliggör detta tillvägagångssätt märkning och spårning av specifika celler efter att ha orsakat en MI. Dessutom representerar detta tillvägagångssätt bättre myokardiell ischemisk skada i den mänskliga miljön.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Manliga och kvinnliga C57BL / 6J-möss mellan 8-14 veckors ålder användes för dessa experiment. Detta protokoll har fått etiskt godkännande från djurvårdskommittén vid University of Calgary och följer alla riktlinjer för djurvård.
1. Musförberedelse och kirurgi
- Sterilisera kirurgiska verktyg (via pärlsterilisator eller autoklav).
- Väg musen för prekirurgisk vikt och smärtstillande dos.
- Placera musen i en induktionslåda med 4% isofluran och 800 ml/min syre. Bekräfta bedövningsplanet genom att klämma tårna och observera djuret för brist på reflex.
- Injicera smärtstillande medel subkutant (0,1 mg/kg buprenorfin) (se materialförteckning).
- Placera musen på en uppvärmd operationsdyna under operationen och behåll anestesi med 3% isofluran som levereras via näskonen. Applicera oftalmisk salva för att undvika torra ögon på varje öga.
- Raka håret från bröst- och nackkirurgiska områden.
- Begränsa musens tassar och placera dem på operationsbordet.
- Intubera musen genom att föra in en slät spetsad 23 G-kateter i luftstrupen genom munnen och svalget.
- Ventilera musen efter intubation med 2% isofluran och 100% syre som bärgas med hjälp av en kommersiell ventilator (se materialtabell) inställd på en hastighet av 110 andetag / min, en tidvattenvolym på 250 μL och positivt slututandningstryck (PEEP) på 4 mmHg.
- Rulla musen 30% på höger sida för att placera vänster sida av bröstet för operation.
- Rengör operationsområdet med 3 alternerande skrubbar av 70% etanol och betadin i en cirkulär rörelse (sematerialtabell). Placera sterila kirurgiska draperier runt det kirurgiska området.
- Gör ett 2-3 cm lateralt snitt i bröstets hud för att visualisera pectoralismusklerna på vänster sida. Skär pectoralis major och minor med ett snitt på 1 cm från mittlinjen utåt för att visualisera de interkostala musklerna mellan tredje och fjärde revbenen.
OBS: Försiktighet bör vidtas för att undvika överflödig blödning från pectoralismuskeln genom cauterization av blödande kärl. - Gör ett snitt på 2 cm i vänster interkostal muskel för att införa luft (genom passiv luftrörelse) i bröstkaviteten så att hjärtat och lungorna kan falla bort från det kirurgiska snittet. Expandera vidare öppningen med hjälp av en cautery-enhet (se materialtabell) för att skära interkostal och förhindra blödning
OBS: Ventilatorn bör tillfälligt stoppas under cauteriseringsperioden för att undvika explosiva reaktioner med syre. Försiktighet vidtas för att inte skada perikardialsäcken. - Använd retraktorer, dra tillbaka revbenen för att exponera hjärtat.
- Observera perikardiet och det underliggande hjärtat under ett stereomikroskop.
OBS: Musens perikardium är tillräckligt tunt för att visualisera hjärtats kärl. - Placera försiktigt pincett på ytan av perikardiet för att minska dess rörelse och det underliggande hjärtat.
- Visuellt landmärke den vänstra främre fallande (LAD) kransartären genom att spåra dess uppkomst under vänster bihang.
- Använd mikronåldrivrutinen och styr en lämplig sutur (se materialtabell) genom hjärtsäcken, under LAD, med suturen som dyker upp på andra sidan LAD och perikardiet. Bind suturen för att begränsa blodflödet genom kranskärlen och trimma överskottet av suturen med hjälp av sax (figur 1A).
OBS: Vid begränsning av blodflödet till kranskärlen bör blanchering av den främre delen av vänster kammare vara synlig. Den här proceduren representerar en permanent ligeringsmodell. En övergående ligeringsmetod med olika ischemiperioder skulle emellertid också kunna tillämpas i detta skede. - Under snittstället inom det sterila området, inför en 24 G kateter perkutant i bröstet (ta bort styrnålen efter att ha kommit in i bröstkaviteten). Stäng sedan revbenen följt av muskellager och hud med en lämplig sutur (en avsmalnande nål för muskler, konventionell skärnål för hud).
- När bröstet är stängt, evakuera den återstående luften från bröstkaviteten via 24 G-katetern med hjälp av försiktigt sug med en 3 ml spruta och bröstkompressioner. När luften har tagits bort, dra ut 24 G-katetern.
- Minska isofluran till 1%.
- Stäng av isofluran samtidigt som du behåller ventilationen med syre så att musen kan återhämta sig från anestesi. När djuret visar tecken på att andas självständigt, ta bort 23 G trakealröret från munnen och placera musen i en återhämtningsbur som ska övervakas för återupptagande av normal andning.
- Låt musen återhämta sig i buret med en del av buret placerat på en värmedyna för att ge en extern värmekälla.
- Ge underhållsinjektioner av smärtstillande medel (Buprenorfin 0,1 mg/kg, subkutant) var 12:e timme i 72 timmar efter operationen.
- Övervaka hälsotillståndet hos möss dagligen i 7 dagar, vilket inkluderar utvärdering av snitt och obehag hos djur.
OBS: På grund av invasiviteten i denna procedur (thorakotomi) kan administrering av antibiotika vara nödvändig.
2. Funktionell bedömning av hjärtfunktionen genom ekokardiografi (EKG)
- Inducera och håll musen under narkos med 1,5-2% isofluran och 800 ml/min syre.
- Placera musen i ryggläge på en uppvärmd scenplattform och fäst tassarna på EKG-ledningarna.
- Raka musens bröstkorg.
- Skaffa ekokardiografibilder med hjälp av en 40 MHz linjär givarsond och kontaktgel och analysera med lämplig programvara (se Materialförteckning).
- Stäng av isofluranen och låt musen återhämta sig på värmeplattformen innan du återställer buret till ett aktivt tillstånd.
OBS: Ekokardiografibedömning är icke-invasiv och kan därför utföras longitudinellt under hela experimentet för att bestämma förändringar före och efter koronar ligering.
3. Hjärtvävnadsuppsamling för fibrosfärgning
- Offra mössen med inandning av 100% CO2 och dissekera försiktigt ut hjärtat.
OBS: Med sax och pincett uppnås detta genom att skära igenom de stora kärlen som kommer in (vena cava, lungvenen) och lämnar (lungartären, aorta) hjärtat för att frigöra det från cirkulationssystemet i brösthålan. - Fixa hjärtat i 10% formalin i minst 24 timmar.
- Skär prover med ett rakt rakblad genom höger kammare, interventrikulär septum och vänster ventrikel, så att snittet gick genom mitten av infarktzonen. Prover skickas sedan till kärnanläggningen för paraffinbäddning.
- Skär vävnadssektioner med 5 μm tjocklek med en mikrotom och placera dem på glasskivor för färgning.
- Deparaffinisera med kommersiell xylen och graderade alkoholtvättar (2x 99%, 1x 95%, 1x 70%) med avjoniserat vatten och rehydrera sedan.
- Fläck med 0,1% Sirius röd i pikrinsyra i 2 h vid rumstemperatur.
- Tvätta sektionerna med 0,5% ättiksyra i 3 min och skölj med 70% etanol i 1 min.
- Dehydrera sektionerna med den omvända tvättordningen som beskrivs i 3.4, med ökande och graderade etanolkoncentrationer sedan xylen.
- Montera vävnadssektioner med en monteringslösning (se materialförteckning) för mikroskopisk utvärdering.
4. Flödescytometri av hjärt- och perikardhålsköljning
- Offra mössen med inandning av 100%CO2 för att effekt.
- Placera musen på ryggen och fixera armar och ben på ett kirurgiskt bräde med tejp.
- Öppna försiktigt den vänstra sidan (höger sida från experimentvyn) av brösthålan, börja med att skära membranet till ungefär mittpunkten och skär därefter genom de yttre revbenen mot bröstbenet.
OBS: Undvik att nicka stora blodkärl, särskilt de som löper parallellt med bröstbenet. - Dra tillbaka revbenen med en hemostat för att exponera det underliggande hjärtat och hjärtsäcken.
OBS: Perikardiet är mycket bräckligt, så var noga med att inte fånga det med sax under skärningen. - Använd en PE-10-slang (se materialtabell) kateter som sätts in i perikardialutrymmet nära korsningen mellan vänster förmak och vänster kammare, injicera 100 μL steril saltlösning i perikardhålan.
- Låt saltlösning samlas och samlas från den bakre sidan av hjärtat, var försiktig så att du inte punkterar eller riva perikardiet i processen. Upprepa detta steg två gånger och placera sköljvätska på is medan du bearbetar hjärtat.
- Skär ut hjärtat genom att skära de stora kärlen (aorta, lungartär, ven och vena cava) som kommer in och ut ur hjärtat. Ta bort höger och vänster förmak och väg den ventrikulära hjärtvävnaden.
- Hacka vävnaden i små 1 mm2 bitar med sax och placera i 10 ml digestionsbuffert innehållande 450 U/ml kollagenas I, 125 U/ml kollagenas XI, 60 U/ml DNas I och 60 U/ml hyaluronidas i PBS i 1 timme vid 37 °C på en orbitalskakapparat.
- För hjärtvävnadshomogenater genom en 70 μm cellsil (se materialtabell) och snurra ner vid 60 x g i 5 minuter vid 4 °C för att avlägsna hjärtparenkymala celler.
- Samla supernatanten, passera genom en 40 μm cellsil (se materialtabellen) för en enda cellsuspension och snurra ner vid 400 x g i 5 minuter vid 4 ° C för att pelletera cellerna.
- Utföra fragmentkristalliserbar (Fc) receptorblockering och färgning av cellulära markörer på perikardiella och hjärtceller som tidigare beskrivits8.
- Kör prover på en flödescytometer.
5. Märkning av perikardiell makrofag med hjälp av ICAPS-metoden (Intercostal Approach to the Pleural Space)9
- Sterilisera kirurgiska verktyg (via pärlsterilisator eller autoklav) och spraya 70% etanol innan du börjar.
- Inducera och håll musen under narkos med 1,5-2% isofluran och 800 ml/min syre. Bekräfta bedövningsplanet genom att klämma tårna och observera djuret för brist på reflex.
- Injicera smärtstillande medel subkutant (Buprenorfin 0,1 mg/kg).
- Placera musen på en uppvärmd operationsplatta under operationen.
- Raka rätt anterolateralt bröstområde.
- Rengör det kirurgiska området med etanol och betadin.
- Gör ett 3 cm långt snitt i huden, och med pincett exponera ribbburet.
- Ladda 5 μL fluorescerande pärlor (kommersiellt tillgängliga fluorescerande mikrosfärer, 1 μm, se materialförteckning) och 45 μl saltlösning i en PE-10 slangsprutkateter med fasad spets.
- Led katetern in i det interkostala utrymmet som tidigare beskrivits9, injicera långsamt pärllösningen och ta bort katetern i en rörelse.
- Stäng huden med häftklamrar.
OBS: Häftklamrar används i stället för suturer för att minimera potentiell återöppning av snittet. - Stäng av isofluranen, placera musen i återhämtningsburet och övervaka komplikationer under de första 24 timmarna.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Denna modifierade koronar ligeringsmodell har optimerats för att uppnå reproducerbarhet och djuröverlevnad. På grund av den betydande skada som induceras i hjärtat är emellertid viss förväntad intraoperativ och postoperativ dödlighet associerad med proceduren. Standarddödligheten är vanligtvis högre hos män (~ 25-35%) än hos kvinnor (~ 10-15%).
Framgångsrik induktion av en MI med den modifierade koronar ligeringen bör framgå av förändringar i hjärtats funktionella parametrar och strukturella egenskaper. För funktion kommer minskningar av parametrar såsom ejektionsfraktion för vänster kammare (LV) som bedöms genom ekokardiografi att märkas inom 3-4 veckor efter MI (figur 1A). Dessa funktionella förändringar bör åtföljas av signifikant fibros i LV: s fria vägg enligt bedömning genom histologisk färgning, såsom picrosirius röd (PR) (figur 1B). För denna analys bör användningen av längsgående tvärsnitt genom infarkterad möjliggöra representation av det infarkterade området, periinfarkt och avlägsna zoner i hjärtat.
Att upprätthålla ett intakt perikardium under hela proceduren ger möjlighet att studera det samtidiga inflammatoriska svaret i perikardhålan. Det gör det också möjligt att bestämma hur immunceller i detta fack kan bidra till pågående ombyggnadsprocesser. Att kombinera den fluorescerande pärlmärkningsmetoden med flödescytometrianalys ger ett tillvägagångssätt för att spåra med hög selektivitet bosatt Gata6 + perikardiella makrofager (GPCM). Denna procedur innefattar injektion av pärlor direkt i pleuralutrymmet. Dessa tas också upp av bosatta Gata6-makrofager i både pleura- och perikardiella håligheter (figur 2A) på grund av kommunikation mellan dessa två håligheter10. Viktigt är att liten eller ingen märkning ska upptäckas i hjärtat eller blodet (figur 2A). När de väl är märkta kan omlokaliseringen av cellerna efter inflammatoriska utmaningar som MI spåras med flödescytometri (figur 2B) och / eller avbildning. För att undvika eventuella inflammatoriska effekter från ICAPS-proceduren bör denna märkning utföras en vecka före efterföljande ingrepp.
Figur 1: Intakt perikardiell koronar ligeringsmodell inducerar funktionella och strukturella förändringar i hjärtat. (A) Schematisk tidslinje och kvantifiering av utstötningsfraktionen vid baslinjen eller 4 veckor efter koronar ligering för djur med stört eller intakt perikardium. Data representeras som medelvärde ± SD. ***= p < 0,001, *= p < 0,05 vs baslinje, enkelriktad ANOVA. Anpassad från Deniset JF, et al., med tillstånd från Elsevier8. (B) Representativa bilder och kvantifiering av picrosirius röd fibrosfärgning i musens hjärttvärsnitt vid 4 veckor efter infarkt med de störda eller intakta perikardiella koronarligeringsmodellerna. Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Figur 2: Märkning och spårning av makrofager i perikardiell hålighet efter MI . (A) Representativa flödescytometridiagram av fluorescerande pärla som innehåller myeloida celler från pleurhålan, perikardhålan, hjärtvävnaden och blodet vid baslinjen eller 7 dagar efter lokal injektion av fluorescerande pärlor med ICAPS-metoden. Bottenpaneler- Karakterisering av pärlor och celler i perikardhålan som övervägande Gata6 + perikardiella makrofager (GPCM). (B) Flödescytometrianalys och kvantifiering av fluorescerande pärlmärkta perikardiella myeloida celler i perikardhålan och hjärtat med eller utan MI. *= p < 0,05, ** = p < 0,01. Anpassad från Deniset JF, et al., med tillstånd från Elsevier8. Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Att inducera en MI i ett slutet perikardium hos gnagare är unikt och kan ha potentiellt betydande tillämpningar. Förfarandet är starkt beroende av kirurgens förtrogenhet med gnagarmodellen och gnagarens hjärtanatomi. Framgång är också beroende av den vård som ges under tre kritiska steg: interkostalt muskelsnitt och revbensindragning (steg 1.11-1.13), skapande av infarkt (steg 1.17 ) och djuråterhämtning (steg 1.22-1.24).
Torakotomin måste göras flitigt för att undvika punktering eller lacerating av perikardiet. Det mest avgörande steget i detta protokoll är suturering av LAD för att framkalla ett infarkt. Som är fallet med alla LAD-ligeringsmodeller är lämplig placering av ligeringssuturen på LAD kritisk: proximal ligering kan resultera i en dödlig MI, medan distal ligering kanske inte orsakar en funktionellt relevant MI. Att märka LAD i hjärtats ungefärliga centrum undviker dessa problem. Eftersom LAD-ligering utförs med hjärtat som slår, kan försiktigt stabilisering av hjärtat med pincett hjälpa till att minimera rörelsen, så att LAD kan sutureras utan att skada den. Små kärl laceration på epikardiet kan inträffa under denna procedur. Mindre blödningar kommer att lösa sig under 2-3 dagar och kommer inte att förorena perikardvätskan. Gnagarens perikardium, särskilt hos möss, är mycket tunt och kan lätt rivas om kirurgen inte är försiktig. Slutligen måste aktören vara mycket uppmärksam på djuret i fasen efter ingreppet (dvs. återhämtningsfasen). Tidpunkten för att stoppa isofluran och ta bort endotrakealröret måste göras metodiskt för att säkerställa att gnagaren kan självventilera. Musen bör också övervakas efter återhämtning för att säkerställa att inga postoperativa komplikationer kräver omedelbar intervention innan den sätts i djurhållningsanläggningar. Exempel på dessa komplikationer inkluderar hemotorax, pneumotorax och oförmågan att återfå medvetandet efter anestesi.
De flesta nuvarande musmodeller av MI kräver att perikardiet öppnas för att ligera LAD, vilket resulterar i ett icke-intakt perikardium. Den nuvarande modellen är unik eftersom den bevarar den homeostatiska aspekten av perikardialutrymmet under infarkt, vilket ger en mer kliniskt relevant representation av en MI. Att upprätthålla perikardialutrymmet resulterar i förbättrade funktionella egenskaper hos mushjärtat jämfört med procedurer som delar perikardiet. Bevarande av den ursprungliga perikardiella vätskan ger också betydande fördelar för forskningsmöjligheter såväl som infarktläkning. Intraperikardiellt tryck är signifikant11,12, medan perikardiell vätska innehåller proteiner som främjar icke-fibrotiska läkningsvägar 13. Ny forskning har visat att makrofager som finns i perikardvätskan också spelar en viktig roll vid reparation och läkning av hjärtvävnad8. Det aktuella protokollet tillhandahåller en specifik märkningsmetod för att spåra ödet för dessa makrofager efter MI. Andra celler i perikardialutrymmet kan märkas på liknande sätt för att bedöma deras roll i hjärtombyggnad. Djurmodeller som upprätthåller perikardiet kan bättre bevara dessa viktiga vägar, vilket gör dem till en mer exakt representation av patienternas patofysiologi och läkningsprocesser.
Denna modell gör det möjligt för användaren att studera och manipulera hela perikardialutrymmet, vilket förstärker forskning som utforskar de komplexa helande och inflammatoriska vägarna som förmedlas av perikardiella celler. Denna modell ger också en förbättrad gnagarinfarktmodell för forskning som inte är inriktad på perikardialutrymmet. De bevarade perikardiella skadevägarna gör det möjligt för infarkter att ha mer mänsklig relevans. De betydande begränsningarna för denna modell låg i användarförmågan på grund av dess tekniska natur. Om kirurgen inte är skicklig i vävnadshantering och kirurgiska tekniker kan fel leda till ett trasigt perikardium eller dödlighet. Slutligen, för att utnyttja fördelarna med detta protokoll, bör användarna kunna använda etablerade och avancerade bildmetoder, såsom ekokardiografi och mikroskopi.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Författarna har inga konflikter att avslöja.
Acknowledgments
Ingen.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Steri-350 Bead Sterilizer | Inotech | NC9449759 | |
| 10% Formalin | Millipore Sigma | HT501128-4L | |
| 40 µm Cell strainer | VWR | CA21008-949 | Falcon, 352340 |
| 70 µm Cell strainer | VWR | CA21008-952 | Falcon, 352350 |
| ACK Lysis Buffer | Thermo Fisher | A1049201 | |
| BD Insyte-W Catheter Needle 24 G X 3/4" | CDMV Inc | 108778 | |
| Betadine (10% povidone-iodine topical solution) | CDMV Inc | 104826 | |
| Blunt Forceps | Fine Science Tools | FST 11000-12 | |
| BNP Ophthalmic Ointment | CDMV Inc | 17909 | |
| Castroviejo Needle Driver | Fine Science Tools | FST 12061-01 | |
| Centrifuge 5810R | Eppendorf | 22625101 | |
| Collagenase I | Millipore Sigma | SCR103 | |
| Collagenase XI | Millipore Sigma | C7657 | |
| Covidien 5-0 Polysorb Suture - CV-11 taper needle | Medtronic Canada | GL-890 | |
| Covidien 5-0 Polysorb Suture - PC-13 cutting needle | Medtronic Canada | SL-1659 | |
| Curved Blunt Forceps | Fine Science Tools | FST 11009-13 | |
| Dako Mounting Medium | Agilen | CS70330-2 | |
| DNase I | Millipore Sigma | 11284932001 | |
| Ethanol, 100% | Millipore Sigma | MFCD00003568 | |
| Ethicon 8-0 Ethilon Suture - BV-130-4 taper needle | Johnson & Johnson Inc. | 2815G | |
| Fiber-Optic Light | Nikon | 2208502 | |
| Fine Forceps | Fine Science Tools | FST 11150-10 | |
| Fluoresbrite® YG Carboxylate Microspheres 1.00 µm | Polysciences, Inc. | 15702 | |
| Geiger Thermal Cautery Unit | World Precision Instruments | 501293 | Model 150-ST |
| Hyaluronidase | Millipore Sigma | H4272 | |
| Isofluorane Vaporizer | Harvard Apparatus | 75-0951 | |
| Isoflurane USP, 250 mL | CDMV Inc | 108737 | |
| Magnetic Fixator Retraction System | Fine Science Tools | 18200-20 | |
| MX550D- 40 MHz probe | Fujifilm- Visual Sonics | ||
| Needle Driver | Fine Science Tools | FST 12002-12 | |
| PE-10 Tubing | Braintree Scienctific, Inc. | PE10 50 FT | |
| Scissors | Fine Science Tools | FST 14184-09 | |
| SMZ-1B Stereo Microscope | Nikon | SMZ1-PS | |
| VentElite Small Animal Ventilator | Harvard Apparatus | 55-7040 | |
| Vetergesic (10 mL, 0.3mg/mL buprenorphine)) | CDMV Inc | 124918 | controlled drug |
| Vevo 2100 Software | Fujifilm-Visual Sonics |
References
- Virani, S. S., et al. Heart disease and stroke statistics-2020 update: A report from the American Heart Association. Circulation. 141, 139 (2020).
- Iismaa, S. E., et al. Comparative regenerative mechanisms across different mammalian tissues. NPJ Regenerative Medicine. 3 (6), eCollection 2018 (2018).
- Bayat, H., et al. Progressive heart failure after myocardial infarction in mice. Basic Research in Cardiology. 97 (3), 206-213 (2002).
- Virag, J. A., Lust, R. M. Coronary artery ligation and intramyocardial injection in a murine model of infarction. Journal of Visualized Experiments. 52, 2581 (2011).
- De Villiers, C., Riley, P. R. Mouse models of myocardial infarction: comparing permanent ligation and ischaemia-reperfusion. Disease Models & Mechanisms. 13 (11), (2020).
- Borlaug, B. A., Reddy, Y. N. V. The role of the pericardium in heart failure: Implications for pathophysiology and treatment. JACC Heart Failure. 7 (7), 574-585 (2019).
- Pfaller, M. R., et al. The importance of the pericardium for cardiac biomechanics: from physiology to computational modeling. Biomechanics and Modeling in Mechanobiology. 18 (2), 503-529 (2019).
- Deniset, J. F., et al. Gata6(+) Pericardial Cavity Macrophages Relocate to the Injured Heart and Prevent Cardiac Fibrosis. Immunity. 51 (1), 131-140 (2019).
- Weber, G. F. Immune targeting of the pleural space by intercostal approach. BMC Pulmonary Medicine. 15, 14 (2015).
- Nakatani, T., Shinohara, H., Fukuo, Y., Morisawa, S., Matsuda, T. Pericardium of rodents: pores connect the pericardial and pleural cavities. The Anatomical Record. 220, 132-137 (1988).
- Tyberg, J. V., et al. The relationship between pericardial pressure and right atrial pressure: an intraoperative study. Circulation. 73, 428-432 (1986).
- Hamilton, D. R., Sas, R., Semlacher, R. A., Kieser Prieur, T. M., Tyberg, J. V. The relationship between left and right pericardial pressures in humans: an intraoperative study. The Canadian Journal of Cardiology. 27, 346-350 (2011).
- Park, D. S. J., et al. Human pericardial proteoglycan 4 (lubricin): Implications for postcardiotomy intrathoracic adhesion formation. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 156 (4), 1598-1608 (2018).
