Summary
Denne protokol skitserer trinene til inducering af myokardieinfarkt hos mus, samtidig med at perikardiet og dets indhold bevares.
Abstract
Denne protokol har vist, at perikardiet og dets indhold spiller en væsentlig antifibrotisk rolle i den iskæmiske gnavermodel (koronar ligering for at fremkalde myokardieskade). De fleste prækliniske modeller af myokardieinfarkt kræver forstyrrelse af perikardial integritet med tab af det homeostatiske cellulære miljø. Men for nylig er der udviklet en metode af os til at fremkalde myokardieinfarkt, hvilket minimerer perikardieskader og bevarer hjertets bosiddende immuncellepopulation. En forbedret hjertefunktionel genopretning hos mus med et intakt perikardierum efter koronar ligering er blevet observeret. Denne metode giver mulighed for at studere inflammatoriske reaktioner i perikardierummet efter myokardieinfarkt. Yderligere udvikling af mærkningsteknikkerne kan kombineres med denne model for at forstå skæbnen og funktionen af perikardiale immunceller til regulering af de inflammatoriske mekanismer, der driver ombygning i hjertet, herunder fibrose.
Introduction
Den dag i dag anerkendes hjerte-kar-sygdomme (CVD) som den største dødsårsag globalt, hvilket resulterer i en betydelig økonomisk byrde og reduktion i patientens livskvalitet1. Koronararteriesygdom (CAD) er en undertype af CVD og spiller en væsentlig rolle i udviklingen af myokardieinfarkt (MI), som er en hovedbidragyder til dødeligheden. Per definition skyldes MI irreversibel skade på myokardievævet på grund af langvarige tilstande af iskæmi og hypoxi. Myokardievæv mangler regenereringskapacitet, så skader er permanente og resulterer i udskiftning af hjertemusklen med et fibrotisk ar, der oprindeligt kan være beskyttende, men i sidste ende bidrager til negativ hjerteombygning og eventuel hjertesvigt2.
Selvom behandlingen af patienter med CAD er dramatisk forbedret i løbet af de sidste par årtier, påvirker kronisk hjertesvigt (CHF) sekundært til iskæmi mange patienter over hele verden. For at forebygge og håndtere denne epidemi er det nødvendigt at forstå de underliggende mekanismer mere omfattende og udvikle nye terapeutiske tilgange. Desuden fremhæver tidligere resultater begrænsningerne ved systemisk terapi og nødvendigheden af at udvikle præcise alternativer. Da undersøgelse af de molekylære følgevirkninger af MI hos mennesker påvirkes af evnen til at få adgang til infarktvæv, er dyremodeller, der rekapitulerer karakteristika og udvikling af humant MI og CHF relateret til CVD, uundværlige.
Da ideelle dyremodeller ligner en menneskelig lidelse for strukturelle og funktionelle egenskaber, bør sygdomsætiologi styre deres opfattelse. I CAD er det den kroniske aterosklerotiske stenose af koronararterier eller akut trombotisk okklusion. Forskellige metoder er blevet udviklet og anvendt i forskellige arter af forsøgsdyr til at inducere koronararterieindsnævring eller okklusion. Sådanne strategier kan bredt klassificeres i to grupper: (1) mekanisk manipulation af en koronararterie for at inducere et MI og (2) fremskynde aterosklerose for at lette koronar indsnævring, der fører til et MI. Den første strategi involverer normalt enten ligering af en koronararterie eller placering af en stent i arterien. Den anden tilgang har tendens til at stole på at ændre dyrets kost til at omfatte højt fedtindhold / kolesterol mad. Nogle af begrænsningerne ved sidstnævnte tilgang omfatter manglen på kontrol på tidspunktet og stedet for koronar okklusioner.
I modsætning hertil har den kirurgiske induktion af MI eller iskæmi i en dyremodel flere fordele, såsom placering, præcis timing og omfang af koronar begivenhed, hvilket fører til mere reproducerbare resultater. Den mest anvendte metode er kirurgisk ligering af venstre forreste nedadgående koronararterie (LAD). Sådanne modeller rekapitulerer menneskelige reaktioner på akut iskæmisk skade såvel som progressionen til CHF3. Oprindeligt udviklet til større dyr, LAD kirurgi på små dyr som gnavere er blevet mere gennemførlig med fremskridt inden for teknologi4. Ved etablering af sådanne modeller er mus blevet begunstiget af forskellige årsager, herunder deres relative tilgængelighed, lave omkostninger i boliger og deres kapacitet til genetisk manipulation.
Moderne kirurgiske modeller af iskæmisk hjertesygdom ved hjælp af LAD-okklusion kræver, at forskeren åbner perikardiet for midlertidigt eller permanent at ligere arterien5. Sådanne strategier resulterer i forstyrrelse af perikardierummet, som spiller en i det væsentlige mekanisk og smørende funktion for at sikre korrekt hjertefunktion. En anden ulempe ved at åbne perikardiet er at miste dyrets oprindelige perikardievæske med dets forskellige cellulære og proteinkomponenter 6,7. Som svar blev en metode til at inducere MI, mens vi holdt perikardiet intakt, udviklet af os. Ud over at minimere forstyrrelsen af dette homeostatiske miljø giver denne tilgang mulighed for mærkning og sporing af specifikke celler efter at have forårsaget et MI. Desuden repræsenterer denne tilgang bedre myokardieiskæmisk skade i den menneskelige indstilling.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
C57BL/6J-han- og hunmus mellem 8-14 uger blev anvendt til disse forsøg. Denne protokol har modtaget etisk godkendelse fra Animal Care Committee ved University of Calgary og følger alle retningslinjer for dyrepleje.
1. Klargøring og kirurgi med mus
- Steriliser kirurgiske værktøjer (via perlesterilisator eller autoklave).
- Vej musen for prækirurgisk vægt og smertestillende dosis.
- Anbring musen i en induktionsboks med 4% isofluran og 800 ml/min ilt. Bekræft bedøvelsesplanet ved at klemme tæerne og observere dyret for manglende refleks.
- Analgetisk medicin injiceres subkutant (0,1 mg/kg buprenorphin) (se materialetabel).
- Placer musen på en opvarmet kirurgisk pude under operationen og vedligehold anæstesi med 3% isofluran leveret via næsekegle. Påfør oftalmisk salve for at undgå tørre øjne på hvert øje.
- Barber håret fra brystet og halsen kirurgiske områder.
- Begræns musens poter og læg dem på operationsbordet.
- Intubere musen ved at indsætte et glat tippet 23 G kateter i luftrøret gennem munden og svælget.
- Efter intubation ventileres musen med 2 % isofluran og 100 % oxygen som bæregas ved hjælp af en kommerciel ventilator (se materialetabellen) indstillet til en hastighed på 110 udåndingsluft/min, et tidevandsvolumen på 250 μL og et positivt slutekspiratorisk tryk (PEEP) på 4 mmHg.
- Rul musen 30% på højre side for at placere venstre side af brystet til operation.
- Rengør det kirurgiske område med 3 skiftevis scrubs af 70% ethanol og betadin i en cirkulær bevægelse (sematerialetabel). Placer sterile kirurgiske gardiner omkring det kirurgiske område.
- Lav et 2-3 cm lateralt snit i brystets hud for at visualisere pectoralis musklerne på venstre side. Skær pectoralis major og minor ved hjælp af et 1 cm snit fra midterlinjen udad for at visualisere de interkostale muskler mellem tredje og fjerde ribben.
BEMÆRK: Der skal udvises forsigtighed for at undgå overskydende blødning fra pectoralismusklen gennem cauterization af blødende kar. - Lav et snit på 2 cm i venstre interkostale muskel for at indføre luft (ved passiv luftbevægelse) i brysthulen for at tillade hjertet og lungerne at falde væk fra det kirurgiske snit. Udvid åbningen yderligere ved hjælp af en cautery enhed (se tabel over materialer) for at skære intercostal og forhindre blødning
BEMÆRK: Ventilatoren skal stoppes midlertidigt i cauteriseringsperioden for at undgå eksplosive reaktioner med ilt. Pas på ikke at beskadige perikardiesækken. - Brug retraktorer til at trække ribbenene tilbage for at udsætte hjertet.
- Overhold perikardiet og det underliggende hjerte under et stereomikroskop.
BEMÆRK: Musens perikardium er tyndt nok til at visualisere hjertets vaskulatur. - Placer forsigtigt tang på overfladen af hjertesækken for at reducere dens bevægelse og det underliggende hjerte.
- Visuelt landemærke den venstre forreste nedadgående (LAD) koronararterie ved at spore dens fremkomst under venstre vedhæng.
- Brug mikronåledriveren til at lede en passende sutur (se materialetabel) gennem perikardiet under LAD, med suturen på den anden side af LAD og hjertesækken. Bind suturen for at begrænse blodgennemstrømningen gennem koronararterien og trim overskydende sutur ved hjælp af en saks (figur 1A).
BEMÆRK: Ved begrænsning af blodgennemstrømningen til koronararterien skal blanchering af den forreste del af venstre ventrikel være synlig. Denne procedure repræsenterer en permanent ligeringsmodel. Imidlertid kan en forbigående ligeringsmetode med forskellige iskæmiperioder også anvendes på dette stadium. - Under snitstedet i det sterile område føres et 24 G-kateter perkutant ind i brystet (fjern styrekanylen, når du er kommet ind i brysthulen). Luk derefter ribbenene efterfulgt af muskellag og hud ved hjælp af en passende sutur (en konisk nål til muskler, konventionel skærenål til hud).
- Når brystet er lukket, evakueres den resterende luft fra brysthulen via 24 G-kateteret ved hjælp af let sugning med en 3 ml sprøjte og brystkompressioner. Når luften er fjernet, trækkes 24 G-kateteret ud.
- Isofluran reduceres til 1 %.
- Sluk for isofluranen, mens du opretholder ventilation med ilt, så musen kan komme sig efter anæstesi. Når dyret viser tegn på at trække vejret uafhængigt, fjernes 23 G trakealrøret fra munden, og musen anbringes i et restitutionsbur, der skal overvåges for genoptagelse af normal vejrtrækning.
- Lad musen komme sig i buret med en del af buret placeret på en varmepude for at give en ekstern varmekilde.
- Sørg for vedligeholdelsesinjektioner af smertestillende middel (Buprenorphin 0,1 mg/kg, subkutant) hver 12. time i 72 timer efter operationen.
- Overvåg sundhedsstatus for mus dagligt i 7 dage, hvilket omfatter evaluering af snit og ubehag hos dyr.
BEMÆRK: På grund af invasiviteten af denne procedure (thoracotomi) kan administration af antibiotika være nødvendig.
2. Funktionel vurdering af hjertefunktion ved ekkokardiografi (EKG)
- Inducer og vedligehold musen under fuld bedøvelse med 1,5-2% isofluran og 800 ml/min ilt.
- Placer musen i liggende stilling på en opvarmet sceneplatform, og fastgør poterne til EKG-ledningerne.
- Barber musens bryst.
- Få ekkokardiografibilleder ved hjælp af en 40 MHz lineær transducersonde og kontaktgel, og analysér med den relevante software (se materialetabel).
- Sluk for isofluranen, og lad musen komme sig på varmeplatformen, før buret sættes tilbage i aktiv tilstand.
BEMÆRK: Vurdering af ekkokardiografi er ikke-invasiv og kan således udføres i længderetningen gennem hele eksperimentet for at bestemme ændringer før og efter koronar ligering.
3. Hjertevævsopsamling til fibrosefarvning
- Ofre musene med indånding af 100% CO2 og dissekere forsigtigt hjertet.
BEMÆRK: Ved hjælp af saks og tang opnås dette ved at skære gennem de store kar, der kommer ind i (vena cava, lungevene) og forlader (lungearterie, aorta) hjertet for at frigøre det fra kredsløbssystemet i brysthulen. - Fastgør hjertet i 10% formalin i mindst 24 timer.
- Skær prøver ved hjælp af et lige barberblad gennem højre ventrikel, interventrikulær septum og venstre ventrikel, hvilket sikrer, at snittet gik gennem midten af infarktzonen. Prøver sendes derefter til kerneanlægget til paraffinindlejring.
- Skær vævssektioner med en tykkelse på 5 μm med et mikrotomt og læg dem på glasglas til farvning.
- Afparaffiniser ved hjælp af kommerciel xylen og klassificerede alkoholvaske (2x 99%, 1x 95%, 1x 70%) med deioniseret vand, og rehydrer derefter.
- Plet med 0,1% Sirius rød i picrinsyre i 2 timer ved stuetemperatur.
- Vask sektioner med 0,5% eddikesyre i 3 min og skyl med 70% ethanol i 1 min.
- Sektionerne dehydreres med omvendt vaskerækkefølge som beskrevet i punkt 3.4 med stigende og graduerede ethanolkoncentrationer og derefter xylen.
- Monter vævssektioner med en monteringsopløsning (se materialetabel) til mikroskopisk evaluering.
4. Flowcytometri af hjerte og perikardiehulrum skylning
- Ofre musene med indånding af 100% CO2 for at effektuere.
- Placer musen på ryggen og fastgør arme og ben til et kirurgisk bord ved hjælp af tape.
- Åbn forsigtigt venstre side (højre side fra eksperimentets visning) af brysthulen, begyndende med at skære membranen til omkring midtpunktet og derefter skære gennem de udvendige ribben mod brystbenet.
BEMÆRK: Undgå at hakke store blodkar, især dem, der løber parallelt med brystbenet. - Træk ribbenene tilbage ved hjælp af en hemostat for at udsætte det underliggende hjerte og hjertesækken.
BEMÆRK: Perikardiet er meget skrøbeligt, så sørg for ikke at fange det med en saks under skæringen. - Brug et PE-10-rør (se materialetabel) kateter indsat i perikardierummet nær krydset mellem venstre atrium og venstre ventrikel, injicer 100 μL sterilt saltvand i perikardiehulen.
- Lad saltvand samle sig og samle sig fra den bageste side af hjertet, pas på ikke at punktere eller rive perikardiet i processen. Gentag dette trin to gange og læg skyllevæske på is, mens du behandler hjertet.
- Punktafgifter hjertet ved at skære de store skibe (aorta, lungearterie, vene og vena cava) ind og ud af hjertet. Fjern højre og venstre atria og vej ventrikulært hjertevæv.
- Vævet hældes i små 1 mm2 stykker med en saks og anbringes i 10 ml fordøjelsesbuffer indeholdende 450 E/ml collagenase I, 125 E/ml collagenase XI, 60 E/ml DNase I og 60 E/ml hyaluronidase i PBS i 1 time ved 37 °C på en orbitalryster.
- Før hjertevævshomogenater gennem en 70 μm cellesi (se materialetabel) og drej ned ved 60 x g i 5 minutter ved 4 °C for at fjerne hjerteparenkymale celler.
- Supernatanten opsamles, passerer gennem en 40 μm cellesi (se materialetabel) til en enkelt cellesuspension, og centrifugeres ned ved 400 x g i 5 minutter ved 4 °C for at pelletere cellerne.
- Udfør fragmentkrystalliserbar (Fc) receptorblokering og farvning af cellulære markører på perikardie- og hjerteceller som tidligere beskrevet8.
- Kør prøver på et flowcytometer.
5. Mærkning af perikardial makrofag ved hjælp af ICAPS-metoden (Intercostal Approach to the Pleural Space)9
- Steriliser kirurgiske værktøjer (via perlesterilisator eller autoklave) og spray 70% ethanol inden påbegyndelse.
- Inducer og vedligehold musen under fuld bedøvelse med 1,5-2% isofluran og 800 ml/min ilt. Bekræft bedøvelsesplanet ved at klemme tæerne og observere dyret for manglende refleks.
- Analgetisk medicin injiceres subkutant (Buprenorphin 0,1 mg/kg).
- Placer musen på en opvarmet kirurgisk pude under operationen.
- Barber det højre anterolaterale thoraxområde.
- Rengør det kirurgiske område med ethanol og betadin.
- Lav et 3 cm langt snit i huden, og med tang udsæt ribbenburet.
- Læg 5 μL fluorescerende perler (kommercielt tilgængelige fluorescerende mikrosfærer, 1 μm, se materialetabel) og 45 μL saltvand i et PE-10 slangesprøjtekateter med en skrå spids.
- Før kateteret ind i det interkostale rum som tidligere beskrevet9, injicer langsomt perleopløsningen og fjern kateteret i én bevægelse.
- Luk huden ved hjælp af hæfteklammer.
BEMÆRK: Hæfteklammer bruges i stedet for suturer for at minimere potentiel genåbning af snittet. - Sluk for isofluranen, placer musen i restitutionsburet og overvåg for komplikationer i løbet af de første 24 timer.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Denne modificerede koronar ligeringsmodel er optimeret til at opnå reproducerbarhed og dyreoverlevelse. På grund af den betydelige skade, der induceres i hjertet, er nogle forventede intraoperative og postoperative dødelighed imidlertid forbundet med proceduren. Standarddødeligheden er typisk højere hos mænd (~25-35%) end hos kvinder (~ 10-15%).
Vellykket induktion af et MI med den modificerede koronar ligering bør være tydelig ved ændringer i hjertets funktionelle parametre og strukturelle egenskaber. For funktion vil fald i parametre såsom venstre ventrikel (LV) uddrivningsfraktion som vurderet ved ekkokardiografi være mærkbare inden for 3-4 uger efter MI (figur 1A). Disse funktionelle ændringer bør ledsages af signifikant fibrose af LV'ets frie væg vurderet ved histologisk farvning såsom picrosirius rød (PR) (figur 1B). Til denne analyse bør brugen af langsgående tværsnit gennem infarkt tillade repræsentation af det infarkterede område, peri-infarkt og fjerntliggende zoner i hjertet.
Opretholdelse af et intakt perikardium gennem hele proceduren giver mulighed for at studere det samtidige inflammatoriske respons i perikardiehulen. Det giver også mulighed for at bestemme, hvordan immunceller i dette rum kan bidrage til igangværende remodeling processer. Kombination af den fluorescerende perlemærkningsmetode med flowcytometrianalyse giver en tilgang til sporing med høj selektivitet bosiddende Gata6+ perikardiale makrofager (GPCM'er). Denne procedure indebærer indsprøjtning af perler direkte i pleurrummet. Disse optages ligeledes af residente Gata6-makrofager i både pleura- og perikardiehulrummene (figur 2A) på grund af kommunikation mellem disse to hulrum10. Det er vigtigt, at der opdages lidt eller ingen mærkning i hjertet eller blodet (figur 2A). Når de er mærket, kan flytningen af cellerne efter inflammatoriske udfordringer såsom MI spores ved flowcytometri (figur 2B) og / eller billeddannelse. For at undgå potentielle inflammatoriske virkninger fra ICAPS-proceduren skal denne mærkning udføres en uge før efterfølgende indgreb.
Figur 1: Intakt perikardial koronar ligeringsmodel inducerer funktionelle og strukturelle ændringer i hjertet. A) Skematisk tidslinje og kvantificering af LV-uddrivningsfraktioner ved baseline eller 4 uger efter koronar ligering for dyr med forstyrret eller intakt perikardium. Data er repræsenteret som middelværdi ± SD. ***= p < 0,001, *= p < 0,05 vs. baseline, envejs ANOVA. Tilpasset fra Deniset JF, et al., med tilladelse fra Elsevier8. (B) Repræsentative billeder og kvantificering af picrosirius rød fibrosefarvning i musehjertetværsnit 4 uger efter infarkt med de forstyrrede eller intakte perikardiale koronar ligeringsmodeller. Klik her for at se en større version af denne figur.
Figur 2: Mærkning og sporing af perikardiehulrumsmakrofager efter MI . (A) Repræsentative flowcytometriplots af fluorescerende perler indeholdende myeloide celler fra pleurhulen, perikardiehulen, hjertevæv og blod ved baseline eller 7 dage efter lokal injektion af fluorescerende perler ved hjælp af ICAPS-metoden. Bundpaneler - Karakterisering af perler og celler i perikardiehulen som overvejende Gata6+ perikardiale makrofager (GPCM'er). (B) Flowcytometrianalyse og kvantificering af fluorescerende perle mærket perikardiale myeloide celler i perikardiehulrum og hjerte med eller uden MI. *= p < 0,05, ** = p < 0,01. Tilpasset fra Deniset JF, et al., med tilladelse fra Elsevier8. Klik her for at se en større version af denne figur.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Inducering af et MI i et lukket perikardium hos gnavere er unikt og kan have potentielt betydelige anvendelser. Proceduren er stærkt afhængig af kirurgens fortrolighed med gnavermodellen og gnaverens hjerteanatomi. Succes afhænger også af den pleje, der gives i tre kritiske trin: interkostalt muskelsnit og ribbentilbagetrækning (trin 1.11-1.13), oprettelse af infarkt (trin 1.17 ) og dyregenopretning (trin 1.22-1.24).
Thoracotomi skal udføres flittigt for at undgå punktering eller lacerating perikardiet. Det mest afgørende trin i denne protokol er suturering af LAD for at fremkalde et infarkt. Som det er tilfældet med alle LAD-ligeringsmodeller, er passende placering af ligationssuturen på LAD kritisk: proksimal ligering kan resultere i et dødeligt MI, mens distal ligation muligvis ikke forårsager et funktionelt relevant MI. Markering af LAD i det omtrentlige centrum af hjertet undgår disse problemer. Da LAD ligation udføres med hjertet slående, kan forsigtigt stabilisering af hjertet med tang hjælpe med at minimere bevægelse, så LAD kan sutureres uden at beskadige det. Lille karlaceration på epikardiet kan forekomme under denne procedure. Mindre blødninger forsvinder i løbet af 2-3 dage og forurener ikke perikardievæsken. Gnaver perikardiet, især hos mus, er meget tyndt og kan let rives, hvis kirurgen ikke udviser forsigtighed. Endelig skal operatøren være meget opmærksom på dyret i fasen efter proceduren (dvs. genopretning). Tidspunktet for stop af isofluran og fjernelse af endotrakealrøret skal udføres metodisk for at sikre, at gnaveren kan selvventilere. Musen bør også overvåges efter bedring for at sikre, at ingen postoperative komplikationer kræver øjeblikkelig indgriben, før den anbringes i staldfaciliteter. Eksempler på disse komplikationer omfatter hæmothorax, pneumothorax og manglende evne til at genvinde bevidstheden efter anæstesi.
De fleste nuværende musemodeller af MI kræver åbning af perikardiet for at ligere LAD, hvilket resulterer i et ikke-intakt perikardium. Den nuværende model er unik, da den bevarer det homeostatiske aspekt af perikardierummet under infarkt, hvilket giver en mere klinisk relevant repræsentation af et MI. Vedligeholdelse af perikardierummet resulterer i forbedrede funktionelle egenskaber ved musehjertet sammenlignet med procedurer, der deler perikardiet. Bevarelse af den indfødte perikardievæske giver også betydelige fordele for forskningsmuligheder samt infarkt heling. Intra-perikardielt tryk er signifikant11,12, mens perikardievæske indeholder proteiner, der fremmer ikke-fibrotiske helingsveje 13. Nyere forskning har afsløret, at makrofager, der befinder sig i perikardievæsken, også spiller en væsentlig rolle i reparation og helbredelse af hjertevæv8. Den nuværende protokol giver en specifik mærkningsmetode til at spore skæbnen for disse makrofager efter MI. Andre celler i perikardierummet kan ligeledes mærkes for at vurdere deres rolle i hjertemodellering. Dyremodeller, der opretholder hjertesækken, kan bedre bevare disse afgørende veje, hvilket gør dem til en mere nøjagtig repræsentation af patienternes patofysiologi og helingsprocesserne.
Denne model giver brugeren mulighed for at studere og manipulere hele perikardierummet og forstærke forskning, der udforsker de komplekse helbredende og inflammatoriske veje medieret af perikardieceller. Denne model giver også en forbedret gnaverinfarktmodel til forskning, der ikke er fokuseret på perikardierummet. De bevarede perikardiale skadeveje gør det muligt for infarkter at have mere menneskelig relevans. De væsentlige begrænsninger ved denne model lå i brugerfærdigheder på grund af dens tekniske karakter. Hvis kirurgen ikke er dygtig til vævshåndtering og kirurgiske teknikker, kan fejl resultere i et revet hjertesækken eller dødelighed. Endelig bør brugerne for at udnytte fordelene ved denne protokol være i stand til at anvende etablerede og avancerede billedbehandlingsmetoder, såsom ekkokardiografi og mikroskopi.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Forfatterne har ingen konflikter at afsløre.
Acknowledgments
Ingen.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Steri-350 Bead Sterilizer | Inotech | NC9449759 | |
| 10% Formalin | Millipore Sigma | HT501128-4L | |
| 40 µm Cell strainer | VWR | CA21008-949 | Falcon, 352340 |
| 70 µm Cell strainer | VWR | CA21008-952 | Falcon, 352350 |
| ACK Lysis Buffer | Thermo Fisher | A1049201 | |
| BD Insyte-W Catheter Needle 24 G X 3/4" | CDMV Inc | 108778 | |
| Betadine (10% povidone-iodine topical solution) | CDMV Inc | 104826 | |
| Blunt Forceps | Fine Science Tools | FST 11000-12 | |
| BNP Ophthalmic Ointment | CDMV Inc | 17909 | |
| Castroviejo Needle Driver | Fine Science Tools | FST 12061-01 | |
| Centrifuge 5810R | Eppendorf | 22625101 | |
| Collagenase I | Millipore Sigma | SCR103 | |
| Collagenase XI | Millipore Sigma | C7657 | |
| Covidien 5-0 Polysorb Suture - CV-11 taper needle | Medtronic Canada | GL-890 | |
| Covidien 5-0 Polysorb Suture - PC-13 cutting needle | Medtronic Canada | SL-1659 | |
| Curved Blunt Forceps | Fine Science Tools | FST 11009-13 | |
| Dako Mounting Medium | Agilen | CS70330-2 | |
| DNase I | Millipore Sigma | 11284932001 | |
| Ethanol, 100% | Millipore Sigma | MFCD00003568 | |
| Ethicon 8-0 Ethilon Suture - BV-130-4 taper needle | Johnson & Johnson Inc. | 2815G | |
| Fiber-Optic Light | Nikon | 2208502 | |
| Fine Forceps | Fine Science Tools | FST 11150-10 | |
| Fluoresbrite® YG Carboxylate Microspheres 1.00 µm | Polysciences, Inc. | 15702 | |
| Geiger Thermal Cautery Unit | World Precision Instruments | 501293 | Model 150-ST |
| Hyaluronidase | Millipore Sigma | H4272 | |
| Isofluorane Vaporizer | Harvard Apparatus | 75-0951 | |
| Isoflurane USP, 250 mL | CDMV Inc | 108737 | |
| Magnetic Fixator Retraction System | Fine Science Tools | 18200-20 | |
| MX550D- 40 MHz probe | Fujifilm- Visual Sonics | ||
| Needle Driver | Fine Science Tools | FST 12002-12 | |
| PE-10 Tubing | Braintree Scienctific, Inc. | PE10 50 FT | |
| Scissors | Fine Science Tools | FST 14184-09 | |
| SMZ-1B Stereo Microscope | Nikon | SMZ1-PS | |
| VentElite Small Animal Ventilator | Harvard Apparatus | 55-7040 | |
| Vetergesic (10 mL, 0.3mg/mL buprenorphine)) | CDMV Inc | 124918 | controlled drug |
| Vevo 2100 Software | Fujifilm-Visual Sonics |
References
- Virani, S. S., et al. Heart disease and stroke statistics-2020 update: A report from the American Heart Association. Circulation. 141, 139 (2020).
- Iismaa, S. E., et al. Comparative regenerative mechanisms across different mammalian tissues. NPJ Regenerative Medicine. 3 (6), eCollection 2018 (2018).
- Bayat, H., et al. Progressive heart failure after myocardial infarction in mice. Basic Research in Cardiology. 97 (3), 206-213 (2002).
- Virag, J. A., Lust, R. M. Coronary artery ligation and intramyocardial injection in a murine model of infarction. Journal of Visualized Experiments. 52, 2581 (2011).
- De Villiers, C., Riley, P. R. Mouse models of myocardial infarction: comparing permanent ligation and ischaemia-reperfusion. Disease Models & Mechanisms. 13 (11), (2020).
- Borlaug, B. A., Reddy, Y. N. V. The role of the pericardium in heart failure: Implications for pathophysiology and treatment. JACC Heart Failure. 7 (7), 574-585 (2019).
- Pfaller, M. R., et al. The importance of the pericardium for cardiac biomechanics: from physiology to computational modeling. Biomechanics and Modeling in Mechanobiology. 18 (2), 503-529 (2019).
- Deniset, J. F., et al. Gata6(+) Pericardial Cavity Macrophages Relocate to the Injured Heart and Prevent Cardiac Fibrosis. Immunity. 51 (1), 131-140 (2019).
- Weber, G. F. Immune targeting of the pleural space by intercostal approach. BMC Pulmonary Medicine. 15, 14 (2015).
- Nakatani, T., Shinohara, H., Fukuo, Y., Morisawa, S., Matsuda, T. Pericardium of rodents: pores connect the pericardial and pleural cavities. The Anatomical Record. 220, 132-137 (1988).
- Tyberg, J. V., et al. The relationship between pericardial pressure and right atrial pressure: an intraoperative study. Circulation. 73, 428-432 (1986).
- Hamilton, D. R., Sas, R., Semlacher, R. A., Kieser Prieur, T. M., Tyberg, J. V. The relationship between left and right pericardial pressures in humans: an intraoperative study. The Canadian Journal of Cardiology. 27, 346-350 (2011).
- Park, D. S. J., et al. Human pericardial proteoglycan 4 (lubricin): Implications for postcardiotomy intrathoracic adhesion formation. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 156 (4), 1598-1608 (2018).
