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Perfusione polmonare ex situ di ventilazione a pressione negativa normothermica: valutazione della funzione polmonare e del metabolismo

Published: February 14, 2022 doi: 10.3791/62982
Automatic Translation
1,2, 3, 1,2, 4, 4, 4, 4, 5, 5, 1,2,6,7, 1,2,6,7
1Division of Cardiac Surgery, Department of Surgery, Faculty of Medicine, University of Alberta, 2Mazankowski Alberta Heart Institute, 3Faculty of Medicine and Dentistry, University of Alberta, 4Department of Surgery, Faculty of Medicine, University of Alberta, 5Ray Rajotte Surgical-Medical Research Institute (SMRI), University of Alberta, 6Alberta Transplant Institute, 7Canadian Donation and Transplantation Research Program

Summary

Questo documento descrive un modello suino di perfusione polmonare ex situ di ventilazione a pressione negativa, incluso l'approvvigionamento, l'attacco e la gestione sulla piattaforma personalizzata. L'attenzione è rivolta alle tecniche anestetiche e chirurgiche, nonché alla risoluzione dei problemi.

Abstract

Il trapianto di polmone (LTx) rimane lo standard di cura per la malattia polmonare allo stadio terminale. La carenza di organi donatori idonei e le preoccupazioni sulla qualità degli organi dei donatori, esacerbate dall'eccessiva distanza geografica di trasporto e dai rigorosi criteri di accettazione degli organi dei donatori, pongono limiti agli attuali sforzi di LTx. La perfusione polmonare ex situ (ESLP) è una tecnologia innovativa che si è dimostrata promettente nell'attenuare queste limitazioni. La ventilazione fisiologica e la perfusione dei polmoni al di fuori dell'ambiente infiammatorio del corpo donatore offrono all'ESLP diversi vantaggi rispetto alla tradizionale conservazione statica a freddo (CSP). Ci sono prove che la ventilazione a pressione negativa (NPV) ESLP è superiore alla ventilazione a pressione positiva (PPV) ESLP, con PPV che induce lesioni polmonari indotte da ventilatori più significative, produzione di citochine pro-infiammatorie, edema polmonare e formazione di bolle. Il vantaggio NPV è forse dovuto alla distribuzione omogenea della pressione intratoracica su tutta la superficie polmonare. La sicurezza clinica e la fattibilità di un dispositivo NPV-ESLP personalizzato sono state dimostrate in un recente studio clinico che ha coinvolto polmoni umani con donatori di criteri di estensione (ECD). Qui, l'uso di questo dispositivo personalizzato è descritto in un modello suino giovanile di NPV-ESLP normotermico della durata di 12 ore, prestando particolare attenzione alle tecniche di gestione. Viene specificata la preparazione pre-chirurgica, compresa l'inizializzazione del software ESLP, il priming e la de-airing del circuito ESLP e l'aggiunta di agenti antitrombotici, antimicrobici e antinfiammatori. Vengono descritte le tecniche intraoperatorie di inserimento della linea centrale, biopsia polmonare, dissanguamento, raccolta di sangue, cardiectomia e pneumonectomia. Inoltre, particolare attenzione è rivolta alle considerazioni anestetiche, con l'induzione dell'anestesia, il mantenimento e le modifiche dinamiche delineate. Il protocollo specifica inoltre l'inizializzazione, la manutenzione e la terminazione della perfusione e della ventilazione del dispositivo personalizzato. Le tecniche di gestione dinamica degli organi, comprese le alterazioni della ventilazione e dei parametri metabolici per ottimizzare la funzione degli organi, sono descritte in modo approfondito. Infine, la valutazione fisiologica e metabolica della funzione polmonare è caratterizzata e rappresentata nei risultati rappresentativi.

Introduction

Il trapianto di polmone (LTx) rimane lo standard di cura per la malattia polmonare allo stadio terminale1; tuttavia, LTx ha limitazioni significative tra cui un utilizzo inadeguato degli organi del donatore2 e una mortalità in lista d'attesa del 40%3, che è superiore a qualsiasi altro trapianto di organi solidi 4,5. I tassi di utilizzo degli organi dei donatori sono bassi (20-30%) a causa di problemi di qualità degli organi. L'eccessiva distanza geografica di trasporto, aggravata da rigorosi criteri di accettazione degli organi donatori, aggrava questi problemi di qualità. LTx segue anche altri trapianti di organi solidi in termini di innesto a lungo termine e risultati del paziente2. La disfunzione primaria del trapianto (PGD), più spesso causata da danno da riperfusione ischemica (IRI), rappresenta la principale causa di mortalità e morbilità a 30 giorni post-LTx e aumenta il rischio di disfunzione cronica del trapianto 6,7. Gli sforzi per ridurre l'IRI e prolungare i tempi di trasporto sicuri sono fondamentali per migliorare i risultati dei pazienti.

La perfusione polmonare ex situ (ESLP) è una tecnologia innovativa che si è dimostrata promettente nell'attenuare queste limitazioni. L'ESLP facilita la conservazione, la valutazione e il ricondizionamento dei polmoni del donatore prima del trapianto. Ha mostrato risultati soddisfacenti a breve e lungo termine dopo il trapianto di polmoni donatori a criteri estesi (ECD), contribuendo ad aumentare il numero di polmoni donatori idonei per LTx, con tassi di utilizzo degli organi in aumento del 20% in alcuni centri 8,9,10. Rispetto all'attuale standard clinico per LTx, la conservazione statica a freddo (CSP), la ESLP offre diversi vantaggi: il tempo di conservazione degli organi non è limitato a 6 ore, la valutazione della funzione dell'organo è possibile prima dell'impianto e, grazie alla perfusione continua d'organo, è possibile apportare modifiche al perfusato che ottimizza la funzione d'organo11.

La stragrande maggioranza degli attuali dispositivi ESLP progettati per l'uso umano utilizza la ventilazione a pressione positiva (PPV); tuttavia, la letteratura recente ha indicato che questa strategia di ventilazione è inferiore alla ventilazione a pressione negativa (NPV) ESLP, con PPV che induce lesioni polmonari indotte da ventilazione più significative12,13,14,15. Sia nei polmoni umani che suini, NPV-ESLP mostra una funzione d'organo superiore rispetto alla perfusione polmonare ex situ a pressione positiva (PPV-ESLP) in vari domini fisiologici, tra cui la produzione di citochine pro-infiammatorie, l'edema polmonare e la formazione di bolle15. La distribuzione omogenea della pressione intratoracica su tutta la superficie polmonare in NPV-ESLP è stata suggerita come un fattore significativo alla base di questo vantaggio15,16. Oltre ai suoi benefici pre-clinici, la sicurezza clinica e la fattibilità di NPV-ESLP sono state dimostrate in un recente studio clinico17. Utilizzando un nuovo dispositivo NPV-ESLP, dodici polmoni umani donatori con criteri estesi sono stati conservati, valutati e successivamente trapiantati con successo con una sopravvivenza al 100% di 30 giorni e 1 anno.

L'obiettivo del presente manoscritto è quello di dimostrare un protocollo di lavoro del dispositivo NPV-ESLP del nostro laboratorio utilizzando polmoni suini giovanili in condizioni normotermiche per 12 ore di durata. Il prelievo chirurgico è trattato in dettaglio e vengono descritti anche l'avvio, la gestione e la cessazione della nostra piattaforma software personalizzata. Viene inoltre spiegata la strategia per la raccolta dei tessuti e la gestione dei campioni.

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Protocol

Le procedure eseguite in questo manoscritto sono conformi alle linee guida del Canadian Council on Animal Care e alla guida per la cura e l'uso degli animali da laboratorio. Il comitato istituzionale per la cura degli animali dell'Università di Alberta ha approvato i protocolli. Sono stati utilizzati esclusivamente maiali femmine dello Yorkshire giovani tra i 35 e i 50 kg. Tutte le persone coinvolte nelle procedure ESLP richiedevano un'adeguata formazione in materia di biosicurezza. Una panoramica schematica dell'intero esperimento NPV-ESLP è rappresentata nella Figura 1.

1. Preparazioni pre-chirurgiche

  1. Posizionare la camera dell'organo sul carrello ESLP e montare la membrana di supporto in silicio (vedere la tabella dei materiali) sui ganci della camera per la sospensione.
  2. Montare il tubo ESLP, il deossigenatore, il filtro arterioso e la pompa centrifuga.
  3. Collegare le tubazioni dell'acqua dello scambiatore di calore al deossigenatore e al tubo del gas di spazzamento.
  4. Inserire la sonda del sensore di temperatura (vedere Tabella dei materiali) nel deossigenatore.
  5. Fissare il trasduttore di flusso dell'arteria polmonare (PA) (vedere la tabella dei materiali) sul tubo PA.
    NOTA: Il trasduttore di flusso utilizza gli ultrasuoni per misurare il flusso e ritrasmetterlo alla pompa centrifuga.
  6. Utilizzare un rubinetto di arresto a tre vie per fissare il trasduttore di pressione PA alla cannula PA.
  7. Fissare saldamente tutte le connessioni dei tubi per evitare perdite e chiudere tutti i rubinetti e le serrature Luer prima di aggiungere il perfusato.
  8. Innesca il circuito con 1000 ml di perfusato di ingrediente ospedaliero comune modificato (CHIP).
    NOTA: CHIP è un perfusato a basso costo su misura con una misura oncotica di 35 mmHg, paragonabile alle soluzioni proprietarie di perfusato18.
  9. Avviare il software dopo che il circuito è stato innescato per facilitare la de-aerazione della pompa e delle linee.
    Nota : questi passaggi sono associati alla Figura 2 e alla Figura 3.

2. Inizializzazione, regolazioni e circuito di de-airing del software ESLP

  1. Fare clic sul collegamento del programma sul monitor per avviare il programma ESLP. Selezionare Scansione, Carrello 3, Connetti, quindi Programma NPV seguito da Avvia software.
  2. Nella pagina principale, una volta innescato il circuito, aumentare i giri di flusso a 900 per spingere l'aria fuori dal circuito e dimostrare il flusso di perfusato attraverso la cannula PA con un flusso costante di fluido.
  3. Aggiungere 3,375 g di piperacillina-tazobactam, 10.000 unità di eparina (10.000 U/1,5L perfusato = 6,66 U/L) e 500 mg di metilprednisone al circuito.
  4. Prelevare un campione di gas del sangue arterioso (ABG) del perfusato a scopo di riferimento.
  5. Nella pagina principale , ruotare CPAP fino a 20 cm H2O (max) e accenderlo per controllare la funzione. Spegnere una volta confermata l'operazione.
  6. Nella pagina principale , ruotare EIP a -5 cm H20 e accenderlo per controllare la funzione. Disattiva una volta confermato il processo.
  7. Nella pagina Impostazioni , accendere il riscaldatore (fare clic su Avvia riscaldatore) e confermare la funzione. Modificare il set point della temperatura sui monitor e confermare una variazione congruente sul monitor del riscaldatore sul carrello. Spegnere una volta assicurata l'operazione.
    NOTA: L'apparecchio ESLP qui utilizzato è dotato di un programma software personalizzato (Figura 4). Il programma consente il controllo della velocità della pompa e dei parametri di ventilazione per raggiungere e mantenere il flusso PA desiderato, la pressione positiva continua delle vie aeree (CPAP), la pressione espiratoria (EEP), la pressione inspiratoria finale (EIP), il rapporto respiratorio (RR) e il rapporto inspiratorio: espiratorio (I:E). Il software calcola i parametri funzionali e i loop pressione-volume. La tabella 1 elenca tutti i parametri di monitoraggio forniti dal software.

3. Preparativi per l'anestesia

  1. Somministrare ketamina (20 mg/kg) e atropina (0,05 mg/kg) (iniezioni intramuscolari) in sala operatoria come premedicazione per il suino donatore.
  2. Posizionare il maiale supino su un tavolo operatorio riscaldato. Mantenere la normotermia e procedere con l'induzione della maschera.
  3. Titolare il flusso di ossigeno in base al peso dell'animale, tipicamente 20-40 ml/kg.
  4. Somministrare inizialmente isoflurano al 4-5%. Quindi ridurre al 3% dopo 1-2 minuti.
  5. Valutare la profondità dell'anestesia ogni 5 minuti. Assicurarsi che il maiale non abbia riflessi di astinenza in risposta a uno stimolo nocivo.
  6. Una volta confermata la corretta profondità dell'anestesia, intubare il maiale.
  7. Puntare a una saturazione di ossigeno superiore al 90% posizionando una sonda pulsossimetrica sulla lingua (preferita) o sull'orecchio.
  8. Regolare il flusso di ossigeno (20-40 ml/kg) e il gas inalante (1-3%) per mantenere il livello di anestesia.
  9. Mantenere le impostazioni del ventilatore a un televisore 6-10 mL/kg, frequenza respiratoria di 12-30 respiri / min, PEEP 5 cm H 2 O,pressione di picco 20 cm H2O.
  10. Rasare e lavare con iodio per preparare il sito di incisione.

4. Biopsia polmonare, dissanguamento e raccolta del sangue

  1. Inserire una linea centrale per la somministrazione di liquidi ed eparina.
    1. Fare un'incisione della linea mediana di 5-8 cm con elettrocauterizzazione centrata sulla trachea e che si estende cranialmente dalla tacca sternale.
    2. Usando il cauterizzazione, dividere la pelle e il grasso sottocutaneo.
    3. Per identificare il fascio intravascolare carotideo sinistro o destro laterale alla trachea, dividere il piano della linea mediana tra i muscoli della cinghia e separare gli strati del tessuto connettivo.
    4. Utilizzando cravatte di seta 2-0 come anelli di vaso, ottenere il controllo distale e prossimale della vena giugulare.
    5. Per controllare il flusso sanguigno, legare la cravatta cranica che circonda e ritrarre verso l'alto sulla cravatta prossimale.
    6. Per accogliere una linea centrale di 7 Fr, praticare una piccola incisione nella vena usando le forbici Metzenbaum (~1/3 della circonferenza della nave).
    7. Rilasciare la tensione sul vaso prossimale contemporaneamente cannulare la vena. Legare la seta per fissare la cannula nella vena ad una profondità di 10 cm.
    8. Collegare a una linea IV di soluzione salina normale allo 0,9% dopo aver lavato la linea con eparina (1 unità / ml). Se il maiale è impoverito per via intravascolare dalla disidratazione, somministrare il liquido. Hep-lock tutte le porte inutilizzate.
  2. Eseguire una sternotomia mediana
    1. Identificare la tacca sternale e i processi xifoidi come punti di riferimento incisionali.
    2. Utilizzare l'elettrocauterizzazione per eseguire un'incisione della linea mediana che si estende su tutto lo sterno (circa 40-50 cm) e collega l'incisione precedente alla tacca sternale allo xifoide.
    3. Dividere il tessuto sottocutaneo e la fascia tra le fibre del muscolo pettorale maggiore. Cauterizzare eventuali vasi sanguinanti per mantenere l'emostasi.
    4. Utilizzare l'elettrocauterizzazione per contrassegnare la linea mediana lungo l'osso sternale. Usa pesanti forbici per tagliare lo xifoide e usa un dito per sezionare senza mezzi termini il pericardio dal tavolo posteriore dello sterno per creare uno spazio palpabile per ospitare la sega sternale.
    5. Applicare due fermagli per asciugamano sui lati opposti dello sterno a livello delle 4 costole laterali alla giunzione costocondrale. Acquista il tessuto sovrastante e lo strato di fascia all'interno delle clip per asciugamano e solleva lo sterno verticalmente lontano dal cuore durante la sternotomia.
    6. Eseguire la sternotomia con una sega elettrica o pneumatica, denti in alto, partendo dallo xifoide verso la tacca sternale. Per evitare lesioni alle strutture sottostanti (ad es. pericardio e vena brachiocefalica e arteria innominata), procedere gradualmente con la sega e ritrarre verticalmente utilizzando clip per asciugamani.
      NOTA: Lo sterno si immerge in profondità posteriormente alla tacca sternale e la sega deve essere diretta posteriormente per completare la sternotomia a quel livello.
    7. Utilizzare cauterizzazione per ottenere l'emostasi dello sterno sanguinante.
      NOTA: La cera ossea può anche essere impiegata per questo scopo.
    8. Erogare 1.000 U/kg di eparina per via endovenosa. Prelevare un campione di sangue in vivo 5 minuti dopo la somministrazione di eparina.
    9. Usa un dito per sezionare senza mezzi termini la pleura dallo sterno interno per creare spazio per il divaricatore sternale.
    10. Inserire un divaricatore sternale con una maniglia verso l'addome e ritrarre gradualmente per esporre completamente il mediastino.
  3. Rimuovere il timo dal pericardio usando una combinazione di dissezione smussata con un dito ed elettrocauterizzazione.
    NOTA: è meglio rimuovere il timo come un unico pezzo grande piuttosto che piccoli pezzi.
  4. Fai una biopsia del lobo polmonare superiore destro per l'analisi dei tessuti: apri la pleura destra per esporre il lobo superiore destro. Circondare una porzione di 1 cm3 con 0-seta, legare e asportare questa porzione del polmone usando le forbici Metzenbaum.
    1. Dividere la biopsia in tre porzioni di uguali dimensioni e posizionare una di ciascuna in gel di temperatura di taglio ottimale (OCT), formalina e azoto liquido (congelamento a scatto).
    2. Conservare i campioni di PTOM e congelati a scatto in un congelatore a -80 °C e conservare i campioni di formalina in frigorifero a 4 °C utilizzando un contenitore adeguatamente sigillato.
      NOTA: I campioni di biopsia sono colorati con colorazione dell'ematossilina-eosina per esaminare l'istopatologia del danno polmonare, tra cui edema interstiziale, infiammazione alveolare e interstiziale, infiltrati neutrofili interstiziali e perivascolari ed emorragia15.
  5. Apri il pericardio. Tenda il pericardio usando una pinza e fai un'incisione nella linea mediana del pericardio con le forbici Metzenbaum.
    1. Continuare questa incisione cranialmente alla radice aortica, quindi lateralmente per esporre la vena cava superiore (SVC). Completare la pericardiotomia caudalmente e T-off l'incisione sinistra e destra a livello dell'apice cardiaco.
  6. Eutanasia del maiale per dissanguamento. Incidere l'SVC e inserire un'aspirazione con punta Poole (vedi Tabella dei materiali) nel lume, facendo avanzare la punta di aspirazione verso la vena cava inferiore (IVC).
    NOTA: Viene praticata un'incisione nella parete anteriore dell'atrio sinistro (LA) per accelerare il dissanguamento.
    1. Sollevare l'apice del cuore e incidere il LA 1 cm sotto il seno coronarico usando le forbici Metzenbaum. Al dissanguamento, passare dal 100% O2 all'aria ambiente.
  7. Raccogliere sangue intero: l'aspirazione della punta di Poole è collegata a un dispositivo di risparmio cellulare per raccogliere 1200 ml di sangue intero, che viene ruotato per produrre 500 ml di globuli rossi imballati (pRBC).
    NOTA: Impostazione del protocollo Cell Saver: Flusso di riempimento: 300 mL/min, Flusso di lavaggio: 100 mL/min, Flusso vuoto: 150 mL/min, Flusso di ritorno: 150 mL/min, Volume di lavaggio: 300 mL, Flusso di concentrazione: 200 mL/min. Ci vorranno ~ 5 minuti.

5. Cardiectomia

  1. Eseguire la cardiectomia: sollevare l'apice cardiaco cranialmente e continuare la precedente incisione LA lateralmente per transettare il seno coronarico dove la vena emi-zigote sinistra si unisce ad esso.
  2. Dividere il LA tagliando medialmente attraverso la superficie anteriore della biforcazione PA.
  3. Transetto l'IVC 1 cm sopra il diaframma. Collegare questa incisione al LA tagliando medialmente.
  4. Completa la divisione del LA tagliando lungo la parte superiore dell'arteria polmonare destra in direzione della biforcazione PA.
    NOTA: Questo passaggio esclude la vena polmonare superiore destra dalla LA posteriore.
  5. Sollevare l'IVC cranialmente e dividere la vena polmonare superiore destra. Dividere le riflessioni pericardiche che si fondono tra la PA principale e l'atrio destro (RA)/SVC.
  6. Metti giù il cuore e transetta lo SVC. Dividere posteriormente l'SVC dallo strato di tessuto connettivo e transettare la vena azygous.
  7. Sollevare il cuore cranialmente, dividere il PA a livello della valvola polmonare. Sezionare parzialmente l'Aorta dal PA usando le forbici Metzenbaum, quindi transettare l'Aorta ascendente.
    NOTA: Questo completa la cardiectomia.

6. Pneumonectomia

  1. Eseguire la pneumonectomia: verificare che il volume corrente espiratorio (TVe) sia di circa 10 ml/kg. Passa a 2:1 inspiratorio: rapporto espiratorio per raggiungere questo obiettivo. Se il televisore rimane < 6 ml / kg, aumentare le pressioni di picco e / o PEEP per raggiungere l'obiettivo di 8-10 ml / kg per il massimo reclutamento alveolare.
  2. Apri la pleura sul lato sinistro del maiale. Fai un'incisione orizzontale lungo la tavola posteriore dello sterno usando le forbici Metzenbaum. Fai due incisioni verticali lungo la pleura fino al nervo frenico ai bordi superiori e inferiori del mediastino.
    1. Asportare la pleura tagliando lungo il nervo frenico. Ripeti questo passaggio sul lato destro. Aprire e rimuovere la pleura diaframmatica in modo simile, usando la cuffia posteriore LA come bordo inferiore, in modo simile al nervo frenico.
  3. Dividere gli attacchi pleurici dal diaframma verso il lobo polmonare inferiore sinistro. Utilizzare un divaricatore Deaver (vedere la tabella dei materiali) per tenere il diaframma verso l'alto. Dividere il legamento polmonare inferiore a sinistra e proseguire verso l'ilo.
  4. Tentare una "tecnica no-touch" per quanto riguarda il tessuto polmonare stesso.
    NOTA: Cioè, tentare una manipolazione manuale minima del polmone per prevenire traumi.
  5. Sul lato destro, dividere gli attacchi IVC e pleurici dal diaframma. Ritrarre il diaframma verso l'alto usando il divaricatore Deaver. Dividere il legamento polmonare inferiore sul lato destro e continuare verso l'ilo.
  6. Dividere la vena innominata e i vasi ad arco per esporre la trachea.
  7. Sezionare senza mezzi termini il tessuto che circonda la trachea. Con volumi correnti espiratori (TVe) a circa 10 ml/kg, bloccare la trachea utilizzando un morsetto per tubi alla massima inspirazione.
  8. Transetto la trachea e sollevare la parte bloccata verso l'alto per i passaggi rimanenti per fornire trazione chirurgica.
  9. Sezionare la trachea posteriore dall'esofago usando la dissezione smussata con pesanti forbici Metzenbaum e una mano libera. Dividere eventuali attaccamenti pleurici rimanenti, transettare l'aorta sopra e sotto il bronco sinistro e rimuovere i polmoni dal torace con un segmento di aorta discendente.
  10. Pesare i polmoni con il morsetto e conservarli rapidamente in un refrigeratore pieno di ghiaccio. L'aumento di peso durante la corsa ESLP è un indicatore della formazione di edema.
    NOTA: Questo completa la pneumonectomia.

7. Posizionamento dei polmoni sull'apparecchio ESLP

  1. Aggiungere 500 mL di pRBC al circuito di perfusione (precedentemente innescato con 1L di CHIP, passo 1.8) per raggiungere un volume finale di 1,5 L di perfuffato.
    NOTA: La concentrazione di emoglobina è mirata a circa 50 g / L o un ematocrito del 15%.
  2. Scatta fotografie dei polmoni per i record di dati.
  3. Biopsia del lobo polmonare medio destro. Circondare una porzione di 1 cm3 con 0-seta, legare e asportare questa porzione del polmone usando le forbici per l'analisi dei tessuti come descritto in precedenza (passo 4.4).
  4. Fissare l'adattatore per tubi da 3/8, 1/2 pollice all'arteria polmonare principale (mPA). Afferrare i lati opposti dell'mPA usando gli snap. Inserire l'adattatore con la porzione da 1/2 pollice nell'mPA e tenerlo in posizione mentre un assistente fissa l'adattatore in posizione utilizzando fascette di seta 0.
    NOTA: L'adattatore deve trovarsi 2-3 cm sopra la biforcazione PA (se il PA ha una lunghezza inadeguata, un segmento dell'aorta discendente del maiale donatore può essere cucito da un capo all'altro sull'mPA per una lunghezza aggiuntiva).
  5. Posizionare i polmoni supini sulla membrana di supporto in silicone e collegarli al dispositivo ESLP.
  6. Posizionare un secondo morsetto per tubi sulla trachea vicino alla posizione del bronco tracheale. Rimuovere il morsetto più distale e intubare la trachea con il tubo endotracheale (ETT).
    1. Fissare l'ETT in posizione utilizzando due fascette. Bloccare la linea di ventilazione utilizzando un morsetto per tubi e rilasciare il morsetto prossimale dalla trachea.
      NOTA: I polmoni rimangono gonfiati se questo viene fatto correttamente e non ci sono perdite d'aria.
  7. Collegare l'adattatore PA alla linea PA e de-airare l'mPA. Avviare il timer per la perfusione.
    NOTA: vedere la Figura 5 per una rappresentazione fotografica dei passaggi.

8. Inizio della perfusione e della ventilazione

  1. Nella pagina Impostazioni , fare clic su Avvia riscaldatore e impostare la temperatura su 38 °C. Inserisci anche il peso del maiale per calcolare la gittata cardiaca (flusso).
  2. Nella pagina principale , impostare CPAP su 20 cm H2O e fare clic su Avvia CPAP. Quando inizia la ventilazione, sbloccare la linea di ventilazione.
  3. Zero il sensore di pressione arteriosa. Bloccare la linea PA sopra il sensore di pressione con un morsetto per tubi. Aprire il sensore per l'aria ambiente, fare clic su ZERO PAP e Zero Bld Flow nella pagina Impostazioni , quindi verificare che le letture siano azzerate nella pagina principale .
    1. Chiudere il rubinetto del sensore di pressione per leggere la pressione di linea, aprire la linea alla cannula PA, selezionare 10% di gittata cardiaca nella pagina principale, fare clic su Torna al manuale PA (il pulsante diventa verde), quindi sbloccare la linea PA.
      NOTA: la linea è ora azzerata in modo appropriato e la pompa scorre ora al 10% della gittata cardiaca calcolata.
  4. Aspirare 10 ml di perfufato per l'analisi centrifuga e aspirare un ABG a tempo zero (T0).
  5. Una volta che i polmoni sono stati perfusi per 10 minuti, aumentare il flusso al 20% della gittata cardiaca.
  6. Quando la temperatura del perfusato raggiunge i 32 °C, fissare il coperchio della camera in posizione con morsetti per creare una tenuta ermetica. Posizionare in modo ottimale i polmoni prima di posizionare il coperchio. Riparare eventuali perdite d'aria con prolene taglia 6-0 su aghi BV-1.
  7. Con il coperchio chiuso, bloccare il tubo di ventilazione e spegnere CPAP. Nella pagina Impostazioni fare clic su Zero ITP, Zero Paw, Zero Air Flow, quindi verificare che le letture siano azzerate nella pagina principale .
    1. Fare clic su Start CPAP a 20 cm H2O e sbloccare il tubo di ventilazione. Quindi, impostare EEP target su 0 cm H 2O, EIP su 1 cm H20, RR 10, I:E ratio 1:1 e fare clic su Press to Start Vent (Premere per avviare lo sfiato) per attivare la ventilazione a pressione negativa.
    2. Ascoltare lo sfiato cambiare la sua funzione, quindi collegare il tubo di ventilazione della porta laterale alla camera.
      NOTA: Il ventilatore inizia il suo ciclo respiratorio in espirazione. I polmoni si comprimono leggermente se la porta laterale è attaccata durante un'espirazione. È preferibile attendere e ascoltare l'inalazione, quindi collegare la porta laterale per massimizzare il reclutamento.
  8. Nei prossimi respiri, diminuire la CPAP a 12 cm H 2O aumentando contemporaneamente l'EIP a -9 cm H 2 O. Mantenere questi parametri di ventilazione per la prima ora, quindi ridurre la CPAP a 8-10 cm H 2 O a seconda del reclutamento alveolare e aumentare l'EIP a -12 a -13 cm H2O.
  9. Impostare le pressioni di picco a 20-21 cm H2O.
    NOTA: Se sono state richieste pressioni più elevate al momento della pneumonectomia, allora quella diventa la pressione di picco target.
  10. Quando la temperatura del perfusato raggiunge i 35 °C, aumentare il flusso al 30% della gittata cardiaca.
    NOTA: Queste sono le impostazioni per la conservazione degli organi (Tabella 2).
  11. A 3, 5, 7, 9, 11 h, valutare con flussi del 50% della gittata cardiaca e l'aggiunta di gas di sweep misto (89% N 2, 8% CO 2, 3% O2) aggiunto al deossigenatore a 0,125 L/min per simulare l'utilizzo sistemico di ossigeno (Tabella 3).
  12. Ad ogni ora dispari durante la modalità di conservazione, prelevare un campione di 10 ml di perfufato per analisi future. Prelevare un pre-deossigenatore da 1 ml di ABG ogni ora.
  13. Dopo 5 minuti di modalità di valutazione, prelevare gli ABG dalle porte pre e post deossigenatore (Tabella 4).
    NOTA: Questo completa il posizionamento dei polmoni su ESLP e l'inizio della perfusione e della ventilazione. Cfr. tabella 2 per l'avvio del protocollo. La tabella 3 descrive in dettaglio le due modalità di VAN-ESLP impiegate.

9. Supporto metabolico del polmone

  1. Controllare il livello di glucosio perfusato ogni ora tramite analisi ABG. Obiettivo di glucosio a 3-6 mmol/L e titolare in base ai tassi di consumo utilizzando una pompa per infusione standard per infusione continua di glucosio e dosi in bolo, se necessario.
    NOTA: Un'altra pompa per infusione eroga un'infusione continua di 2 U/h di insulina. CHIP, insieme alla maggior parte delle altre soluzioni di perfusione d'organo, contiene glucosio come substrato energetico primario.

10. Eparina, agenti antimicrobici e antinfiammatori

  1. Aggiungere 10.000 unità di eparina al perfusato all'inizio della perfusione prima dell'aggiunta di pRBC.
  2. Aggiungere 3,375 g di piperacillina-tazobactam al perfusato all'inizio della perfusione prima di aggiungere pRBC.
  3. Aggiungere 500 mg di metilprednisolone al perfusato all'inizio della perfusione prima di aggiungere pRBC.

11. Valutazione della funzione polmonare

  1. Utilizzare le due distinte modalità di ventilazione e perfusione durante una corsa ESLP: conservazione e valutazione.
    NOTA: Vedere Conservazione e valutazione (Tabella 3). Modalità di conservazione: gittata cardiaca 30%, PEEP 8-12, EEP 0, EIP da -10 a -12, pressione di picco 20-22 cm H2O, RR 6-10 e rapporto I: E 1: 1-1,5. Le corse ESLP durano in genere 12 ore, anche se possono essere estese a 24 ore.
  2. Impostare la pressione di picco in modo che corrisponda alla pressione di picco della pneumonectomia e raggiungere un obiettivo TV di 10 ml / kg.
    NOTA: Sebbene sia mirato un TVe di 10 ml / kg, generalmente si raggiungono 6-8 ml / kg.
  3. Ogni 30 minuti durante la conservazione, eseguire il reclutamento per 30 minuti o meno.
    NOTA: La durata e l'entità del reclutamento dipendono dalla TVe raggiunta. Se le TVe sono 8-10 ml/kg, non è necessario un ulteriore reclutamento.
  4. Per il reclutamento, aumentare il PEEP a 10-12 cm H 2 O, diminuire RR a 6 respiri / min, aumentare le pressioni di picco di 2-4 cm H 2 0 senzasuperare i 30 cm H2O (raramente superiamo i 25 cm H2O) e modificare il rapporto I: E a 1: 0,5.
    NOTA: Generalmente, solo una o due di queste modifiche vengono apportate per ogni intervallo di 30 minuti, con l'aumento della PEEP e della pressione di picco che è il più efficace.
  5. A 3, 5, 7, 9, 11 h, valutare la funzione dell'organo.
    NOTA: Il principale parametro di interesse è il rapporto PF; tuttavia, la conformità dinamica e le pressioni PA sono strettamente monitorate (Figura 6).
  6. Durante la valutazione, aumentare la gittata cardiaca al 50% mentre un gas di sweep misto (89% N 2, 8% CO 2, 3% O2) viene aggiunto al circuito ad una portata di 0,125 L/min tramite il deossigenatore.
    NOTA: Questo replica l'esaurimento sistemico dell'ossigeno e si verifica nell'arco di 5 minuti. Durante questo periodo, ridurre il PEEP a 5 cm H2O mantenendo le pressioni di picco, aumentando di conseguenza l'EIP. Mantenere RR a 10 bpm e impostare I: E su 1 o 1,5 a seconda che i polmoni sembrino intrappolare l'aria o meno.
  7. Eseguire i calcoli funzionali per la resistenza vascolare polmonare, la ventilazione minuta, la compliance dinamica e il rapporto P / F.
    NOTA: La resistenza vascolare polmonare può essere calcolata da: [(PAP - LAP)/CO] x 80, dove LAP (pressione atriale sinistra) è 0 mmHg a causa della progettazione di un sistema di drenaggio LA aperto.
    La ventilazione al minuto è calcolata da: TVespiratorio x RR
    La conformità dinamica viene calcolata da: TVexpiratory/EIP
    Il rapporto P/F è calcolato da: PaO2/Fi02, dove FiO2 è del 21%.
    Il software ESLP calcola e registra automaticamente e continuamente gli indici di ventilazione e funzionali.

12. Valutazione metabolica dei polmoni perfusi ex situ

  1. Valutare lo stato metabolico del perfufato ogni ora tramite ABG, che fungono da marcatore surrogato dello stato dei polmoni. Raccogliere 10 ml di perfusato dalla porta del pre-deossigenatore per analisi future.
    NOTA: L'emogasanalisi serve anche a monitorare lo stato gassoso e ionico del perfuffato.
  2. Utilizzare PaO2 come marker della funzione polmonare complessiva.
    NOTA: Ciò è particolarmente vero durante le fasi di valutazione quando il gas di spazzamento misto viene aggiunto al circuito per simulare la deossigenazione sistemica. I gas pre e post deossigenatore vengono confrontati per valutare l'aumento dell'ossigeno da parte dei polmoni.
  3. Colpire un'acidosi corretta a pH normale (7,35-7,45) con boli di tampone tris-idrossimetil amminometano (THAM) (vedere Tabella dei materiali).
    NOTA: L'alcalosi non viene generalmente corretta e non supera 7,55. Lo sweep di CO2 può essere aggiunto al circuito per correggere questo alla normalità o se l'alcalosi supera questa soglia.
  4. Trattare PaCO2 in modo permissivo ed è generalmente nell'intervallo di 10-20 mmHg.
    NOTA: questi valori sono interpretati come un segno di ventilazione soddisfacente. Gli elettroliti non vengono regolati durante l'ESLP, ma vengono monitorati come parte dell'analisi ABG standard. Il lattato salirà durante l'aumento della durata dell'ESLP, così come il potassio. Il sodio rimane stabile (135-145 mmol / L) e il calcio è tipicamente basso. La Tabella 4 contiene i risultati rappresentativi del campione di analisi del perfusato di ABG durante una corsa di 12 ore di NPV-ESLP alla normotermia e al 30% della gittata cardiaca utilizzando un perfuso cellulare (sangue + CHIP).

13. Terminazione della perfusione, ventilazione e disconnessione dei polmoni dal dispositivo ESLP

  1. Nella pagina Impostazioni fare clic su Arresta server.
  2. Rimuovere il coperchio dalla camera. Scollegare l'adattatore PA dalla cannula PA.
  3. Estubare la trachea. Per determinare la quantità di formazione di edema, pesare i polmoni.
  4. Prendere una biopsia tissutale di 1 cm3 del lobo accessorio e dividerlo in tre pezzi come descritto in precedenza.
  5. Eseguire le analisi finali dei gas, centrifugare i campioni di perfulato e conservare le biopsie tissutali come descritto in precedenza (fase 4.4).
    NOTA: Impostazioni di centrifugazione: Velocità, 112 x g; accelerazione, 9; decelerazione, 9; temperatura, 4 °C, e tempo, durata 15 min.
  6. Chiudere il programma; Tutti i dati registrati verranno salvati.
  7. Seguendo i protocolli istituzionali, scartare i tessuti, il sangue e i materiali bioattivi rimanenti.
  8. Pulire il carrello ESLP utilizzando un detergente igienizzante per superfici dure (ad esempio, etanolo al 70%) e posizionare tutti i componenti riutilizzabili in un congelatore a -20 °C per ridurre la crescita dei batteri.

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Representative Results

All'inizio della perfusione polmonare e della ventilazione (modalità di conservazione), i polmoni avranno generalmente una bassa pressione dell'arteria polmonare (< 10 mmHg) e una bassa compliance dinamica (< 10 ml / mmHg) mentre il perfusato si riscalda alla normotermia. I maiali dello Yorkshire che pesano 35-50 kg in genere si traducono in polmoni del peso di 350-500 g. Durante la prima ora di NPV-ESLP, i volumi correnti espiratori misurati (TVe) sono 0-2 ml / kg e i volumi correnti inspiratori (TVi) sono 100-200 ml. TVe raggiunge generalmente 4-6 ml / kg entro 3-6 ore, e dopo di che può continuare ad aumentare ma stabilizzarsi naturalmente nell'intervallo 6-8 ml / kg. TVi supererà sempre TVe di 100-200 ml. Allo stesso modo, la conformità dinamica inizierà a 0-10 ml / mmHg entro la prima ora e occasionalmente sarà più alta. Tra 3-6 h, la conformità dinamica è di 10-20 mL/mmHg e si stabilizza con il TVe, che sono parametri correlati. Il PAP aumenterà progressivamente man mano che il flusso dell'arteria polmonare aumenta gradualmente dal 10 al 30% della gittata cardiaca. Entro la prima ora, questo è tipicamente 10±2 mmHg e aumenta leggermente durante la corsa di 12 ore a un intervallo di 12±2 mmHg. Durante una valutazione con flussi del 50% della gittata cardiaca, la PAP può essere molto più alta a 15-20 mmHg. La resistenza vascolare polmonare (PVR) aumenterà gradualmente durante la ESLP. La Figura 6 mostra le tendenze in termini di PAP, conformità dinamica e PVR su 12 ore di perfusione e ventilazione. Tutti questi parametri possono essere influenzati dallo specifico protocollo sperimentale ESLP impiegato.

Durante la modalità di valutazione di ESLP, che si verifica a 3, 5, 7, 9, 11 h durante una corsa di 12 ore, si osserva una tendenza al rialzo di LA PaO2 (Tabella 4). La modalità di valutazione dura 5 minuti. Consiste nel far scendere il PEEP a 5 cm H2O mantenendo le pressioni di picco aumentando la compensazione EIP. I flussi vengono aumentati al 50% della gittata cardiaca e il gas di spazzamento misto viene aggiunto tramite il deossigenatore a una portata di 0,125 L / min per simulare il consumo di ossigenazione sistemica. Generalmente, PaO 2 dal PA è nell'intervallo di 50-60 mmHg e LA PaO2 può variare da 60-120 mmHg, a seconda di quanto bene i polmoni hanno risposto alla conservazione e al ricondizionamento. Il valore assoluto di step-up in PaO2 tra pre e post-deossigenatore è un indicatore migliore della capacità di ossigenazione dei polmoni e quindi della funzione polmonare; tuttavia, per convenzione, i rapporti PF rimangono un parametro comunemente riportato per prevedere il successo del trapianto. Il rapporto PF è il LA (pre-deossigenatore) PaO 2 / FiO2 e dovrebbe essere > 300, che è il cut-off del trapianto per l'uomo. Il FiO2 è del 21% (aria ambiente); pertanto, il LA PaO2 minimo richiesto durante ESLP è 63 mmHg. La figura 6 mostra una tendenza tipica per il rapporto PF nei punti temporali di valutazione di 5 e 11 ore in tutto il VAN-ESLP.

Entrambe le modalità di ESLP beneficiano di varie valutazioni metaboliche, tra cui frequenti analisi dei gas del sangue, campionamento ripetuto della composizione del perfusato e biopsie tissutali. Il perfusato agisce come un indicatore surrogato dello stato polmonare generale; pertanto, l'analisi dei gas ematici del perfusato fornisce ampie informazioni sullo stato metabolico dei polmoni (Tabella 4). Prima di ogni valutazione, viene prelevato un campione di perfusato da 10 ml per essere centrifugato e analizzato tramite ELISA per vari biomarcatori di infiammazione, tra cui TNF-alfa, IL-6 e IL-8. Questi valori sono informativi sullo stato infiammatorio dei polmoni e sugli effetti dei protocolli sperimentali; tuttavia, devono essere interpretati nel contesto di ESLP come un circuito chiuso senza sostituzione/scambio di perfusati. Pertanto, questi livelli di biomarcatori non beneficiano della funzione di supporto dei metabolizzatori naturali e della clearance fisiologica eseguita dal fegato o dai reni. Per questo motivo, si osserva un continuo aumento di questi marcatori nel tempo con ESLP. Le biopsie tissutali sono anche utili per l'etichettatura e la visualizzazione dei biomarcatori e la valutazione istologica dell'integrità dei tessuti. La formazione di edema è un altro importante indice di infiammazione associata alla permeabilità endoteliale. La figura 6 mostra un tipico aumento di peso del 30% alla fine di 12 ore di NPV-ESLP. Recentemente, la valutazione funzionale in vitro dei polmoni su NPV-ESLP è stata integrata con il trapianto di polmone sinistro confermativo in vivo in suini dello Yorkshire di 35-50 kg. La valutazione del polmone trapiantato in vivo avviene per una durata di 4 ore prima dell'eutanasia tramite dissanguamento. Il protocollo di trapianto adottato per la valutazione in vivo utilizzando questo dispositivo personalizzato NPV-ESLP può essere trovato in questo riferimento19.

Il rapporto P:F è il principale parametro di valutazione funzionale della ESLP e del trapianto di polmone umano. Questa tecnologia NPV-ESLP è stata impiegata con successo in uno studio clinico con 100% 30 giorni e 1 anno di sopravvivenza17. Dodici polmoni umani con criteri estesi sono stati conservati con successo e ricondizionati con ESLP con successivo trapianto. Non ci sono state incidenze di grado 3 di PGD e nessuna mortalità precoce. Il follow-up a lungo termine è in corso. Sebbene il rapporto P:F sia il parametro di valutazione funzionale gold standard per il trapianto e l'ESLP, NPV-ESLP misura anche PAP, resistenza vascolare polmonare, formazione di edema e compliance come ulteriori misure di esito funzionale per aiutare a guidare la conservazione e il ricondizionamento dei polmoni. NPV-ESLP fornisce valutazioni metaboliche e funzionali complete dei polmoni dei donatori. Questa tecnologia ha dimostrato di essere clinicamente vantaggiosa nel contesto di polmoni a criteri estesi. Il software è stato progettato per richiedere regolazioni manuali minime e ha una variabilità minima tra e all'interno dell'operatore.

Figure 1
Figura 1: Protocollo NPV-ESLP. Rappresentazione schematica del prelievo polmonare e della corsa NPV-ESLP di 12 ore. Fare clic qui per visualizzare una versione ingrandita di questa figura.

Figure 2
Figura 2: Membrana di supporto in silicone per i polmoni sospesa nel serbatoio ESLP a guscio duro. Membrana di supporto raffigurata con un tubo endotracheale (al centro) e una cannula dell'arteria polmonare (a sinistra). Fare clic qui per visualizzare una versione ingrandita di questa figura.

Figure 3
Figura 3: Circuito NPV-ESLP. (A) Rappresentazione schematica del circuito con legenda di accompagnamento (a sinistra). (B) Foto del circuito NPV-ESLP (a destra). Fare clic qui per visualizzare una versione ingrandita di questa figura.

Figure 4
Figura 4: Screenshot dal programma software NPV-ESLP. (a) Schermata "principale". b) Schermo "flow-loops". (c) Schermata "Impostazioni". Fare clic qui per visualizzare una versione ingrandita di questa figura.

Figure 5
Figura 5: Polmoni collegati al circuito NPV-ESLP . (A) Polmoni donatori anteriori pre-ESLP. b) polmoni posteriori del donatore post-ESLP. (C, D) Biopsia tissutale del lobo medio del polmone destro. (E) Polmoni collegati al circuito ESLP. (F) Posizionamento dimostrato dei polmoni su supporto siliconico. (G) Vista frontale del dispositivo ESLP che illustra il livello del liquido iniziale e il posizionamento polmonare. (H) Polmoni collegati al dispositivo che dimostrano drenaggio atriale sinistro aperto. (I, J, K) Coperchio fissato sulla camera del dispositivo. (L) Il dispositivo e i polmoni sono completamente collegati e funzionanti in modalità NPV. Fare clic qui per visualizzare una versione ingrandita di questa figura.

Figure 6
Figura 6: Parametri funzionali durante le modalità di valutazione oltre 12 ore di NPV-ESLP. (A) Rapporto P:F, rapporto PaO 2:FiO2. (b) Conformità. (C) PAP, pressione dell'arteria polmonare. (D) PVR, resistenza vascolare polmonare. e) aumento di peso. Fare clic qui per visualizzare una versione ingrandita di questa figura.

Tabella 1: Parametri del grafico di monitoraggio registrati. Clicca qui per scaricare questo file.

Tabella 2: Avvio del protocollo 12 h NPV-ESLP. CO, gittata cardiaca; PA, arteria polmonare; PPV, ventilazione a pressione positiva; NPV, ventilazione a pressione negativa. Per la modalità di conservazione, i parametri di ventilazione, vedere Tabella 3. A partire da T3, la valutazione è stata condotta in serie ogni 2 ore per 5 minuti, con flusso PA impostato su 50% CO, gas medicale impostato su 89% N 2, 8% CO 2, 3% O2 e impostazioni di conservazione secondo i parametri forniti nella Tabella 3. Clicca qui per scaricare questo file.

Tabella 3: Modalità di NPV-ESLP: conservazione vs. valutazione. CO, gittata cardiaca; FiO2, frazione ispirata all'ossigeno; LAP, pressione atriale sinistra; NPV, ventilazione a pressione negativa; PAP, pressione media dell'arteria polmonare; PAWP, picco di pressione delle vie aeree; PEEP, pressione positiva di fine espirazione; PCO2, pressione parziale di anidride carbonica nella circolazione arteriosa polmonare. Clicca qui per scaricare questo file.

Tabella 4: Analisi dei gas ematici eseguita durante 12 ore di ESLP. Ca+, ione calcio; Cl-, ione cloruro; Hb, emoglobina; HCO3-, ione bicarbonato; K+, ione potassio; Na+, ione sodio; Osm, osmolarità; paCO2, pressione arteriosa parziale dell'anidride carbonica; paO2, pressione arteriosa parziale dell'ossigeno; sO2, saturazione di ossigeno; Rapporto P/F, rapporto PaO 2/FiO2. Clicca qui per scaricare questo file.

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Discussion

Ci sono diversi passaggi chirurgici critici insieme alla risoluzione dei problemi necessari per garantire una corretta esecuzione ESLP. I polmoni suini giovanili sono estremamente delicati rispetto ai polmoni umani adulti, quindi il chirurgo procuratore deve essere cauto quando maneggia i polmoni suini. È fondamentale tentare una tecnica "no-touch" per evitare di causare traumi e atelettasia quando si sezionano i polmoni. "No-touch" significa utilizzare la quantità minima di manipolazione manuale dei polmoni durante l'approvvigionamento. Le manovre di reclutamento mentre si è sul ventilatore durante l'intervento chirurgico sono molto meno efficaci nei polmoni suini rispetto ai polmoni umani. È sconsigliato reindirizzare l'aria manualmente attraverso gli alveoli come spesso viene eseguito con i polmoni umani perché ciò causerebbe lesioni irreparabili ai polmoni suini giovani. È fondamentale bloccare la trachea a volumi di marea che corrispondano ai volumi di induzione delle maree per massimizzare la probabilità di una corsa NPV-ESLP di successo. Qualsiasi perdita di conformità durante l'approvvigionamento è difficile da recuperare su NPV-ESLP quando si lavora con polmoni suini; I polmoni umani che usano NPV-ESLP sono più indulgenti in questo senso. Idealmente, il serraggio dei polmoni ai volumi di induzione corrente viene eseguito senza la necessità di aumentare la pressione di picco; Tuttavia, la conformità inizia a diminuire poco dopo l'ischemia calda e talvolta sono necessarie pressioni più elevate per mantenere il reclutamento. È utile passare a un rapporto I:E di 2:1 dopo la cardiectomia per mantenere e persino aumentare leggermente il reclutamento alveolare con TVe superiore a 10 ml/kg prima di iniziare la pneumonectomia. Non capovolgere i polmoni medialmente per sezionare gli attacchi pleurici posteriori dall'esofago come viene comunemente eseguito nei recuperi polmonari umani. Gli attacchi pleurici posteriori devono essere sezionati senza mezzi termini usando un approccio cieco, stuzzicando il tessuto lontano dai polmoni usando una mano libera e contemporaneamente sollevando verso l'alto dalla trachea bloccata per fornire controtrazione. I giovani polmoni suini che hanno perso una significativa compliance al momento del bloccaggio tracheale faranno fatica a recuperare con ESLP. Se i polmoni hanno una conformità dinamica 0 inizialmente durante NPV-ESLP e non sviluppano alcun miglioramento della conformità dinamica misurato dal software entro la prima ora, è dubbio che questi polmoni recupereranno la loro funzione. Questo è quasi certamente un problema con la tecnica di espianto chirurgico. Se è stata procurata una lunghezza PA insufficiente, l'aorta discendente può allungare la PA tramite anastomosi end-to-end.

Durante il funzionamento dell'apparecchiatura NPV-ESLP sono necessari diversi passaggi critici e metodi di risoluzione dei problemi per ottenere una perfusione di successo. Il processo di approvvigionamento, il montaggio dei polmoni sull'apparato NPV-ESLP e l'avvio della perfusione/ventilazione non devono superare i 20-30 minuti. Periodi prolungati di ischemia riducono la probabilità di una corsa di successo. I polmoni devono essere posizionati sulla membrana di supporto in silicone in modo tale che né la cannula PA né il tubo ET interferiscano con il movimento dei lobi superiori durante la ventilazione. I polmoni devono essere sollevati dalla camera rigida utilizzando la membrana di supporto in silicone; tuttavia, i polmoni non dovrebbero essere così elevati che il drenaggio aperto del sangue a Los Angeles provocherà l'emolisi dalla forza di cadere sul serbatoio del guscio duro. Eventuali lacrime nel parenchima polmonare devono essere identificate e sovracucite con 6-0 prolene per evitare perdite d'aria. La pleura o il pericardio di scarto possono essere utili per eseguire una riparazione del cerotto. Allo stesso modo, una garza intrisa di sangue può anche servire a tappare lacrime che non possono essere riparate chirurgicamente. È meglio evitare un infortunio piuttosto che riparare il parenchima polmonare poiché il polmone è difficile da cucire senza causare ulteriori danni. I polmoni devono rimanere gonfiati quando si inizia la ventilazione, quindi la CPAP deve iniziare a 20 cm H2O prima di sganciare la trachea o il tubo di ventilazione. Se i polmoni si sgonfiano, faranno fatica. Qualsiasi reclutamento alveolare perso prima dell'inizio della ventilazione sarà difficile da recuperare durante NPV-ESLP, con conseguente recupero più lento. Quando si avvia la perfusione, il trasduttore di pressione deve essere azzerato correttamente. Il morsetto PA viene rimosso lentamente per evitare l'effetto indesiderato della sovracircolazione polmonare da pressioni e flussi eccessivamente elevati. Il PA principale non deve essere attorcigliato nella sua posizione in quanto ciò produrrebbe letture di pressione falsamente elevate. L'adattatore PA non deve appoggiare la biforcazione PA per questo stesso motivo. Entrambe le situazioni possono interferire con la perfusione del tessuto polmonare. È fondamentale mantenere la PEEP al di sopra di 12 per la prima ora di ventilazione e non far scendere la PEEP al di sotto di 8, tranne che per la valutazione, dove è auspicabile una PEEP di 5. Le pressioni di picco dovrebbero corrispondere a quelle utilizzate al momento dell'approvvigionamento in quanto sono informative sullo stato di conformità polmonare. Ad esempio, se i polmoni hanno richiesto una pressione di picco di 25 cm H2 O al momento dell'approvvigionamento per raggiungere TVe di 10 ml / kg, qualsiasi cosa inferiore a 25 cm H2O difficilmente sosterrà la stessa quantità di reclutamento alveolare una volta sulla macchina.

Ci sono alcune limitazioni di questo metodo che vale la pena considerare. Come accennato in precedenza, la convenzione nella letteratura ESLP è solo quella di riportare il PaO2 quando si calcolano i rapporti P:F 8,9,10,11,15,17,18; tuttavia, il PA PaO2 è informativo perché chiarisce l'aumento dell'ossigeno che si verifica a causa dell'ossigenazione polmonare. Questo è un descrittore migliore del solo rapporto P:F. Quando il gas di spazzamento non è in funzione, la macchina agisce essenzialmente come un grande shunt che ricircola il sangue attraverso i polmoni per ripetuti giri di ossigenazione. Per questo motivo, gli ABG in modalità di conservazione non sono particolarmente informativi per la capacità di ossigenazione dei polmoni ma sono molto preziosi per il profilo metabolico. Questo è il motivo per cui lo sweep di gas miscelato durante la valutazione è così importante e perché la deossigenazione dimostrata del perfusato post deossigenatore è fondamentale. Un'altra limitazione è la necessità di un modello in vivo per una valutazione accurata della funzione polmonare post-ESLP. Il trapianto in vivo è chirurgicamente impegnativo rispetto all'operazione di prelievo di organi, con molte possibili complicazioni che comportano la perdita del polmone trapiantato. In quanto tali, sia ESLP che il successivo trapianto sono sforzi costosi in termini di risorse e possiedono curve di apprendimento ripide.

Ci sono diversi vantaggi di questa tecnologia NPV-ESLP rispetto ai modelli attualmente disponibili. Studi preclinici che confrontano NPV-ESLP con PPV-ESLP hanno dimostrato che NPV è una forma superiore di ventilazione15. Ciò è molto probabilmente dovuto al fatto che il NPV è un metodo più fisiologico per l'ESLP. NPV replica l'ambiente di pressione intratoracica negativa del torace per indurre l'espansione polmonare distribuendo uniformemente la forza sulla superficie pleurica. PPV induce un maggiore barotrauma in quanto costringe i polmoni ad aprirsi attraverso pressioni più elevate dirette lungo le vie aeree. Uno degli altri vantaggi significativi di questo dispositivo NPV-ESLP è che è progettato per essere interamente portatile. La portabilità consente l'eliminazione virtuale del tempo ischemico caldo in quanto il dispositivo può accompagnare le squadre di trapianto al centro donatore. Il tempo ischemico è direttamente correlato all'entità del danno da riperfusione ischemica polmonare (LIRI) e al successivo sviluppo della disfunzione primaria del trapianto (PGD), la principale causa di morte e morbilità dopo il trapianto polmonare. Pertanto, qualsiasi sforzo per ridurre l'ischemia dovrebbe tradursi in migliori risultati post-trapianto. La riduzione del tempo ischemico consente anche l'approvvigionamento di polmoni da posizioni geografiche distanti. Questo perché il tempo di trasporto diventa meno preoccupante per lo sviluppo di LIRI e PGD, aumentando così la disponibilità di organi donatori che altrimenti sarebbero stati rifiutati.

Questo dispositivo e i metodi descritti hanno utili applicazioni cliniche e di ricerca. Come accennato in precedenza, il prototipo di questo dispositivo è già stato utilizzato per una sperimentazione clinica di successo di polmoni donatori a criteri estesi per il trapianto con 100% 30 giorni e sopravvivenza a 1 anno e incidenza zero di PGD di grado 317. Una prova multicentrica è un passo successivo per questo dispositivo mentre si muove verso lo sviluppo commerciale. Per quanto riguarda le applicazioni di ricerca, ci sono prove pre-cliniche che NPV-ESLP è superiore a PPV-ESLP15. NPV-ESLP promette di diventare il dispositivo esemplare, che guiderà ulteriori ricerche utilizzando questa tecnologia. L'applicazione dell'ESLP in ambito di laboratorio ha il vantaggio di un monitoraggio continuo della funzione degli organi, un feedback immediato sull'introduzione di nuove modalità di trattamento, l'isolamento dei polmoni da altri sistemi di organi per testare le terapie e un veicolo per la somministrazione di terapie che in precedenza mancavano di una via di somministrazione ai polmoni del donatore. In questo senso, la sua applicazione nella ricerca traslazionale per il trapianto di polmone non ha eguali. Questo particolare dispositivo con un programma software ESLP automatizzato è facile da usare, comporta una minima variabilità inter e intra-operatore nei parametri funzionali ed è progettato per richiedere regolazioni manuali minime.

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Disclosures

DHF detiene brevetti sulla tecnologia e sui metodi di perfusione d'organo ex situ . DHF e JN sono fondatori e principali azionisti di Tevosol, Inc.

Acknowledgments

Questa ricerca è stata finanziata per conto della Hospital Research Foundation.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
0 ETHIBOND Green 1 x 36" Endo Loop 0 ETHICON D8573
2-0 SILK Black 12" x 18" Strands ETHICON SA77G
ABL 800 FLEX Blood Gas Analyzer Radiometer 989-963
Adult-Pediatric Electrostatic Filter HME - Small Covidien 352/5877
Arterial Filter SORIN GROUP 01706/03
Backhaus Towel Clamp Pilling 454300
Biomedicus Pump Maquet BPX-80
Cable Ties – White 12” HUASU International HS4830001
Calcium Chloride Fisher Scientific C69-500G
Cooley Sternal Retractor Pilling 341162
CUSHING Gutschdressing Forceps Pilling 466200
D-glucose Sigma-Aldrich G5767-500G
Deep Deaver Retractor Pilling 481826
Debakey Straight Vascular Tissue Forceps Pilling 351808
Debakey-Metzenbaum Dissecting Pilling 342202
Scissors Pilling 342202
Endotracheal Tube 9.0mm CUFD Mallinckrodt 9590E Cuff removed for ESLP apparatus
Flow Transducer BIO-PROBE TX 40
Human Albumin Serum Grifols Therapeutics 2223708
Infusion Pump Baxter AS50
Inspire 7 M Hollow Fiber Membrane Oxygenator SORIN GROUP K190690
Intercept Tubing 1/4" x 1/16" x 8' Medtronic 3108
Intercept Tubing 3/8" x 3/32" x 6' Medtronic 3506
Intercept Tubing Connector 3/8" x 1/2" Medtronic 6013
MAYO Dissecting Scissors Pilling 460420
Medical Carbon Dioxide Tank Praxair 5823115
Medical Nitrogen Tank Praxair NI M-K
Medical Oxygen Tank Praxair 2014408
Organ Chamber Tevosol
PlasmaLyte A Baxter TB2544
Poole Suction Tube Pilling 162212
Potassium Phosphate Fischer Scientific P285-500G
Scale TANITA KD4063611
Silicon Support Membrane Tevosol
Sodium Bicarbonate Sigma-Aldrich 792519-1KG
Sodium Chloride 0.9% Baxter JB1324
Sorin XTRA Cell Saver SORIN GROUP 75221
Sternal Saw Stryker 6207
Surgical Electrocautery Device Kls Martin ME411
Temperature Sensor probe Omniacell Tertia Srl 1777288F
THAM Buffer Thermo Fisher Scientific 15504020 made from UltraPureTM Tris
TruWave Pressure Transducer Edwards VSYPX272
Two-Lumen Central Venous Catheter 7fr Arrowg+ard CS-12702-E
Vorse Tubing Clamp Pilling 351377
Willauer-Deaver Retractor Pilling 341720
Yankauer Suction Tube Pilling 162300

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

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  3. Chambers, D. C., et al. The registry of the international society for heart and lung transplantation: Thirty-fourth adult lung and heart-lung transplantation report-2017; focus theme: Allograft ischemic time. The Journal of Heart and Lung Transplantation. 36 (10), 1047-1059 (2017).
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Questo mese su JoVE numero 180
Perfusione polmonare ex <em>situ</em> di ventilazione a pressione negativa normothermica: valutazione della funzione polmonare e del metabolismo
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Forgie, K. A., Fialka, N., Buchko, M., Himmat, S., Hatami, S., Qi, X., Wang, X., Buswell, K. M., Edgar, R., Freed, D. H., Nagendran, J. Normothermic Negative Pressure Ventilation Ex Situ Lung Perfusion: Evaluation of Lung Function and Metabolism. J. Vis. Exp. (180), e62982, doi:10.3791/62982 (2022).

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