Summary
Här utvecklas djurmodeller baserade på mus och kanin för mekanisk och kemisk skada av hornhinneepitel för att screena nya terapier och den underliggande mekanismen.
Abstract
Hornhinneskada på ögonytan, inklusive kemisk brännskada och trauma, kan orsaka allvarlig ärrbildning, symblepharon, hornhinnans limbala stamcellsbrist och resultera i en stor, ihållande hornhinneepiteldefekt. Epiteldefekt med följande hornhinnans opacitet och perifer kärlnybildning resulterar i irreversibel synnedsättning och hindrar framtida behandling, särskilt keratoplastik. Eftersom djurmodellen kan användas som en effektiv läkemedelsutvecklingsplattform utvecklas modeller av hornhinneskada på musen och alkaliförbränning på kaninhornhinnans epitel här. Nya Zeeland vit kanin används i alkalibränningsmodellen. Olika koncentrationer av natriumhydroxid kan appliceras på hornhinnans centrala cirkulära område i 30 s under intramuskulär och topisk anestesi. Efter riklig isoton normal saltlösning bevattning avlägsnades kvarvarande löst hornhinneepitel med hornhinneburr djupt ner till Bowmans lager inom detta cirkulära område. Sårläkning dokumenterades genom fluoresceinfärgning under koboltblått ljus. C57BL/6-möss användes i den traumatiska modellen av murint hornhinneepitel. Den murina centrala hornhinnan märktes med en hudstans, 2 mm i diameter, och debriderades sedan av en hornhinnerostringborttagare med en 0,5 mm burr under ett stereomikroskop. Dessa modeller kan användas prospektivt för att validera den terapeutiska effekten av ögondroppar eller blandade medel såsom stamceller, vilket potentiellt underlättar hornhinnans epitelregenerering. Genom att observera hornhinnans opacitet, perifer kärlnybildning och överbelastning av bindhinnen med stereomikroskop och bildbehandlingsprogramvara kan terapeutiska effekter i dessa djurmodeller övervakas.
Introduction
Den mänskliga hornhinnan består av fem huvudlager och spelar en avgörande roll vid okulär brytning för att upprätthålla synskärpa och strukturell integritet för att skydda intraokulära vävnader1. Den yttersta delen av hornhinnan är hornhinnans epitel, som består av fem till sex lager av celler som sekventiellt skiljer sig från basalcellerna och rör sig uppåt för att kasta från ögonytan1. Jämfört med hornhinnan hos människor och Nya Zeelands kaniner har mushornhinnan en liknande hornhinnestruktur, men tunnare periferi än den centrala delen på grund av en minskad tjocklek i epitelet och stroma2. På grund av sin unika position i det okulära optiska systemet kan många yttre förolämpningar som mekanisk skada, bakteriell ympning och kemiska medel lätt äventyra epitelintegriteten och ytterligare leda till synhotande epiteldefekt, infektiös keratit, hornhinnesmältning och till och med hornhinneperforering.
Även om olika terapeutiska medel, såsom smörjmedel, antibiotika, antiinflammatoriska medel, autoserumprodukter och fostermembran redan har använts för att förbättra re-epitelisering och minska ärrbildning, utvecklas och testas andra potentiella behandlingsmetoder som kan möjliggöra sårläkning, minska inflammation och undertrycka ärrbildning fortfarande på olika plattformar. Olika djurmodeller för läkning av hornhinneepitelsår har föreslagits, inklusive borttagning av hornhinneepitel med en hornhinnerostringborttagare i diabetisk mus3, linjära repor över mushornhinneepitel med en steril 25 G nål för bakteriell inokulering4, trefinassisterat avlägsnande av hornhinnans epitel genom hornhinnans rostringborttagare5, epitelial cautery över hälften av hornhinnan och limbus6 , trefin-underlättad kaninhornhinnenötning av ett tråkigt skalpellblad7 och hornhinneskada genom blixtfrysning i flytande kväve8.
Förutom mekanisk skada på hornhinnans epitel är kemiska medel också vanliga förolämpningar mot ögonytan, särskilt sura och alkaliska medel. Natriumhydroxid (NaOH, 0,1-1 N för 30-60 s) är en av de vanligaste kemikalierna i murina och kaninmodeller av hornhinnans kemiska brännskada 9,10,11,12,13. 100% etanol hade också applicerats på hornhinnan i råttkemikaliebränningsmodellen, följt av ytterligare mekanisk skrotning med ett kirurgiskt blad14. Eftersom underhåll av en frisk okulär yta är beroende av funktionella enheter, inklusive ögonlocken, meibomiska körtlar, tårsystemet, bindhinnan och hornhinnan, har djurmodeller in vivo vissa fördelar jämfört med ex vivo-odlade hornhinneepitelceller eller hornhinnevävnader. I denna artikel demonstreras musmodellen av hornhinnans nötningssår och kaninmodellen av hornhinnans alkaliförbränning.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Alla experimentella förfaranden i djurförsök godkändes av forskningsetiska kommittén vid Chang Gung Memorial Hospital och följde ARVO-uttalandet för användning av djur i oftalmisk och synforskning.
1. Ex vivo sårläkningsmodell av mushornhinnans epitel
- Förberedelse av mössen
- Administrera generell anestesi till C57BL / 6-möss genom intraperitoneal leverans av ketaminhydroklorid (80-100 mg / kg kroppsvikt) och xylazin (5-10 mg / kg kroppsvikt).
- Se till att generell anestesi fungerar genom att bekräfta förlust av rörelse till en skadlig stimulans och förlust av rätningsreflex hos möss.
- Fixa mössen huvudet för hand och applicera lokalbedövning på båda ögonen med en droppe 0,5% proparakainhydroklorid oftalmisk lösning (figur 1A). Desinficera ögonytan och locken tre gånger med 5% betadin.
- Skapande av murin hornhinneepitelial sårmodell
OBS: Utför nedanstående procedurer under ett stereomikroskop. Hornhinnans sår skapades in vivo, inte ex vivo, för att manipulera ögongloben bättre och nära den verkliga situationen. Detta är ett terminalförfarande; Därför krävs endast rena instrument (inte steril teknik).- Markera musens centrala hornhinna med en hudbiopsi (2 mm i diameter) för att bekräfta ett väl avgränsat och väl mätbart område av såret.
- Dra försiktigt in stansen över den centrala hornhinnan för att lämna ett cirkulärt märke (figur 1B). Använd en handhållen hornhinnerostringborttagare med en 0,5 mm burr, debridera hornhinnans epitel ner till Bowmans lager för att säkerställa att den senare inte skadas (figur 1C). Ta bort de kvarvarande, lösa vävnaderna inuti sårmarginalen med hornhinnepincett.
- Bekräfta debrideringsområdet med fluoresceinfärgning (figur 1D). För att utföra fluoresceinfärgning, lägg en droppe normal saltlösning på ett fluoresceinpapper för att lösa fluorescein och placera sedan den fluoresceininnehållande droppen på murin epiteldefekt för att visualisera den under koboltblått ljus.
- Ex vivo-odling av sårmodellen för murin hornhinnanötning.
- För att skörda murina ögonbollar, fortsätt enligt följande.
- Offra mössen genom cervikal dislokation efter inducering av anestesi med 5% isofluran i en induktionskammare. Se till att anestesi fungerar genom att bekräfta förlusten av rörelse till en skadlig stimulans och förlust av rätningsreflex hos möss.
- Tryck försiktigt med spetsen av pincett vid de överlägsna och underlägsna orbitalfälgarna för att trycka ut ögongloben. För in spetsen på den slutna hornhinnesaxen i retrobulbarutrymmet längs den nedre orbitalväggen, så att du inte tränger in i ögongloben.
- Håll ögongloben stadigt med 0,3 mm hornhinnepincett och skär sedan av synnerven och periorbital mjukvävnad med hornhinnesax för att isolera ögongloben.
- För ex vivo-odling av murina ögonbollar, fortsätt enligt följande.
- Förbered en 48-brunnsplatta med smält vax inuti brunnen och vänta på stelning. Med spetsen av konjunktiva pincett, skapa ett runt hål på ytan av stelnat vax för att rymma ögonbollarna.
- Placera de skördade ögonbollarna direkt på plattan med 48 brunnar (figur 1E) med vaxtäckta bottnar och sidoväggar för att skapa stabilisering (figur 1F).
- Odla ögongloberna med Dulbeccos modifierade örnmedium (DMEM) innehållande 1% fetalt bovint serum (FBS) i en fuktad atmosfär av 5% CO2 vid 37 ° C med eller utan antibiotika, beroende på syftet med studien.
OBS: Om modellen används för att studera läkning av hornhinneepitelsår, skulle antibiotika krävas för att förhindra infektion. Men om denna modell används för att utvärdera effekten av antibiotika eller blandade medel, skulle profylaktiska antibiotika inte vara nödvändiga. - Fördjupa den okulära ytan med odlingsmediet utan att ögongloben flyter.
- Dokumentera sårläkning genom fluoresceinfärgning (steg 1.2.3) och insamling av fotografier med digitalkamera under koboltblått ljus.
OBS: I prospektiva experiment med mössmodeller av mekanisk hornhinneskada ses de som får hornhinnenötning och testas vidare för effekten av terapeutiska medel som en experimentell grupp, och de som får hornhinnenötning utan ytterligare behandling betraktas som en negativ kontrollgrupp.
2. In vivo kaninmodell av hornhinnans alkaliskada
OBS: I denna modell induceras en alkalisk brännskada följt av mekanisk debridering av hornhinnans epitel för att generera ett väldefinierat och jämnt sårområde för efterföljande kvantifiering. Sterilisera alla instrument före användning.
- Förberedelse av kaninen med preoperativ analgesi, inklusive intramuskulär injektion av systemiska analgetika och aktuella ögondroppar.
- Administrera generell anestesi till Nya Zeelands vita kaniner genom intramuskulär injektion av ketaminhydroklorid (35-44 mg / kg kroppsvikt), blandad med xylazin (5-10 mg / kg kroppsvikt) vid bakbenet.
- Efter att ha placerat kaninen och täckt den med en handduk, applicera lokalbedövning över höger öga med en droppe 0,5% proparakainhydroklorid oftalmisk lösning (Figur 2A) under ett stereomikroskop. Desinficera ögonytan och locken tre gånger med 5% betadin.
- Inducerande alkalisk brännskada över hornhinnan
- Placera cirkulära filterpapper med en diameter på 8 mm (skär med en 8 mm stans) i en petriskål. Tillsätt 0,5 N natriumhydroxid (NaOH) i petriskålen med en droppare för att blötlägga filterpapperna. Töm överflödig NaOH-lösning från filterpapperna innan du placerar dem på kaninhornhinnan.
VARNING: 0,5 N NaOH kan orsaka allvarlig erosiv skada på mänskliga vävnader. Använd handskar vid hantering. Om huden eller ögonen kommer i kontakt med NaOH-droppar krävs bevattning med stora mängder normal saltlösning och medicinsk hjälp för att minska ytterligare skador. - Efter att ha öppnat ögonlocken med ett lockspekulum och bekräftat att kaninens nictiterande membran inte stör införandet av filterpapper (figur 2B), placera det cirkulära filterpapperet blött i 0,5 N NaOH på den centrala hornhinnan i 30 sekunder och ta sedan bort det med pincett (figur 2C).
- Efter avlägsnande av filterpapper, skölj ögonytan med 10 ml normal saltlösning för att tvätta ut alkalimaterial.
- Placera cirkulära filterpapper med en diameter på 8 mm (skär med en 8 mm stans) i en petriskål. Tillsätt 0,5 N natriumhydroxid (NaOH) i petriskålen med en droppare för att blötlägga filterpapperna. Töm överflödig NaOH-lösning från filterpapperna innan du placerar dem på kaninhornhinnan.
- Slutföra hornhinnans epiteldefekt
- Debridera hornhinnans epitel inom det opacifierade området ner till Bowmans membran med hjälp av en hornhinnans rostringborttagare med en 0,5 mm burr (figur 2D).
- Bekräfta debrideringsområdet med fluoresceinfärgning under koboltblått ljus och avlägsna kvarvarande hornhinneepitel med hjälp av hornhinnepincett (figur 2E).
- Säkert sårtillstånd med tarsorrhaphy
- Bekräfta att det nictiterande membranet smidigt täcker ögonytan och hornhinnans epiteldefekt vid nässidan. Se till att det nictiterande membranet inte viks eller förvrängs för mycket för att störa sårläkningsprocessen och experimentet.
- Utför en tillfällig tarsorrhaphy med eller utan aktuella medel med en 6-0 sutur för att skydda ögonytan och förhindra att kaninen kliar den (Figur 2F). Se till att suturen för tarsorrhaphy är 3-4 mm från övre och nedre lockmarginaler med 4-5 band och längre knutar för att förhindra att kaninen bryter suturerna.
OBS: Om experimentet inte är involverat i en antibiotikastudie kan aktuella medel med antibiotika övervägas. - I denna kaninmodell betraktades de som fick alkaliförbränning och avlägsnande av hornhinneepitel som kontrollgruppen.
OBS: I prospektiva experiment ses kaninerna som får alkalisk brännskada på hornhinnan och behandlas vidare med terapeutiska medel som en experimentell grupp. De kaniner som endast får alkalisk brännskadebehandling, utan ytterligare behandling, betraktas som en negativ kontrollgrupp.
- Postoperativ analgesi och smärtkontroll
- Bedöm det fysiologiska tillståndet och USDA-smärtnivåerna i 7 dagar efter proceduren genom att övervaka smärta och nöd hos djuren. Överväg användning av tobramycinsalva och en droppe 0,5% proparakainhydroklorid oftalmisk lösning enligt resultatet av bedömningen. Administrera buprenorfin HCl (0,03 mg/kg) var 6-8:e timme i 3 dagar.
OBS: För daglig mätning av defektområde och observation efter operation hör proceduren till USDA kategori D.
- Bedöm det fysiologiska tillståndet och USDA-smärtnivåerna i 7 dagar efter proceduren genom att övervaka smärta och nöd hos djuren. Överväg användning av tobramycinsalva och en droppe 0,5% proparakainhydroklorid oftalmisk lösning enligt resultatet av bedömningen. Administrera buprenorfin HCl (0,03 mg/kg) var 6-8:e timme i 3 dagar.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Ex vivo sårläkningsmodell av mushornhinnans epitel:
Efter in vivo-debridering av mushornhinneepitel med handhållen hornhinnerostringborttagare kan ett milt nedtryckt centralt hornhinneområde med positiv fluoresceinfläck hittas i det centrala 2 mm-området (figur 3A-B). Efter skörd av musögongloben fixerades den enkelt på en vaxbelagd odlingsplatta med 48 brunnar utan betydande rotation. Enligt protokollet kan ex vivo-odling av murina ögonbollar undersökas och dokumenteras dagligen i en 48-brunns odlingsplatta under ett stereomikroskop (figur 3C). En dag efter debatt av murina hornhinneepitelet kan en cirkulär fluoresceinfärgad epiteldefekt uppmätt 2 mm i diameter avslöjas i digitala fotografier erhållna under koboltblått ljus (figur 3D). Initial oregelbundet färgad sårmarginal eller negativ fluoresceinfärgning innebär ofullständig eller misslyckad borttagning av hornhinnans epitel. Vid normal sårläkning kommer hornhinnans epiteldefekt att läka med reducerat fluoresceinfärgat område om 2-3 dagar.
In vivo kaninmodell av hornhinnans alkaliskada:
Före något förfarande kan intakt kaninhornhinneepitel inte färgas med fluoresceinfärgning. Efter att ha skapat alkaliskada på kaninhornhinnans epitel kan positiv fluoresceinfärgning observeras med eller utan koboltblått ljus över den centrala hornhinnan med en tydlig och fullständig cirkulär marginal (figur 4A-B och figur 5B). Ofullständig fläck med ofyllt område representerar kvarvarande hornhinneepitelvävnader eller misslyckad färgning. Under regelbunden uppföljning epitelialiserar hornhinnans epiteliala sår igen med inväxt av pannus från limbus, följt av minskat färgat område (figur 5C). Epiteldefekten läker inom 3-4 veckor. Om hornhinnessår, dellen, stor epiteldefekt eller massiv vitaktig eller slemhinnig urladdning utvecklas plötsligt, bör osäker tarsorrhaphy, exponerade suturer, ett felplacerat nictiterande membran eller en främmande kropp i palpebral konjunktiva övervägas.
Figur 1: Procedurer för att ställa in en musmodell av hornhinnans mekaniska skada . (A) Topikal anestesi appliceras före proceduren. (B) Försiktig fördjupning görs över den centrala hornhinnan med en 2 mm hudbiopsi trefin. (C) Korneal rostringborttagare används för att avlägsna det centrala hornhinneepitelet. (D) En epiteldefekt färgas med fluorescein för att bekräfta defektområdet och jämföra det med det område som är markerat med B. (E,F) Musögongloben skördas och överförs till en 48-brunnsplatta täckt med vax i förväg. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Figur 2: Steg för att bygga upp en kaninmodell av alkalisk hornhinneskada . (A) Topikal anestesi appliceras på ögonytan. (B) Ett lockspekulum används för att öppna de övre och nedre ögonlocken utan att vika eller klämma på det nictiterande membranet. (C) Ett NaOH-indränkt trefinerat filterpapper (8 mm i diameter) placeras på den centrala hornhinnan. (D) Korneal rostringborttagare används för att debridera det 8 mm centrala epitelet ner till Bowmans lager. (E) Epiteldefekten färgas med fluorescein. (F) Efter ingreppet utförs tarsorrhaphy för att skydda såret från repor. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Figur 3: Positiva och negativa resultat i en musmodell av mekanisk skada på hornhinnan . a) Intakt hornhinneepitel hos möss utan färgning före ingreppet. (B) In vivo positiv färgning med fluorescein på murina hornhinnesår utan koboltblått ljus. (C) Ex vivo-odling av musens ögonglob utan tillsats av fluoresceinfläck innan odlingsmediet tillsätts. (D) Positiv färgning med fluorescein på hornhinnans epiteldefekt i ex vivo-musmodell . Den 2 mm epiteldefekten läker i allmänhet inom 2-3 dagar. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Figur 4: Resultat av fluoresceinfärgning i en kaninmodell av hornhinnans alkaliskada. (A) Positiv fluoresceinfärgning under koboltblått ljus. Fotografiet togs strax efter den mekaniska hornhinneskadan. (B) Positiv färgning med fluoresceinfärgämne kan också observeras på kanin okulär yta utan koboltblått ljus. (C) Negativ färgning på den läkta okulära ytan. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Figur 5: Tidsförlopp för sårläkning och utseende av återepitelisering i en kaninmodell av hornhinnans alkaliskada . (A) Re-epitelisering i mus- och kaninmodeller tar 2-3 dagar respektive 3-4 veckor. (B) En 8 mm epiteldefekt färgad med fluorescein efter alkaliförbränning i en kaninmodell. Koboltblått ljus användes som ljuskälla. Fotografiet togs strax efter alkaliskadan. (C) En läkt epiteldefekt i kaninögat 3 veckor efter alkaliskada, som visar minskat fläckområde. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Mus- och kaninmodeller av hornhinneskada ger en användbar ex vivo- och in vivo-plattform för övervakning av sårläkning, testning av nya terapier och studier av underliggande mekanismer för sårläkning och behandlingsvägar. Olika djurmodeller kan användas för ett kortsiktigt eller långsiktigt experiment, beroende på syftet med forskningen. Till exempel, efter att ha skapat en epiteldefekt på mushornhinnan in vivo, kan en begränsad epiteldefekt användas för att övervaka flytande terapeutiska medel i en liten volym. Samtidigt kan omgivande funktionella enheter, såsom ögonlock, tårsystem och bindhinnan, utvärderas under in vivo-förhållanden, i motsats till cellodling eller ex vivo-odlingsförhållanden. Tarsorrhaphy kan fortfarande krävas i denna situation om mössrörelser kan påverka experimentella förhållanden. Det är lättare att observera och kvantifiera ett cirkulärt sår än ett enkelt linjärt repsår4. Hudstans för att skapa en avgränsningslinje på hornhinnan bör dock göras noggrant utan att skära igenom Bowmans membran, vilket annars kommer att lämna en djup hornhinneskada eller ett penetrerande sår. Det mekaniska hornhinnesåret kunde också skapas av en 8 mm hornhinnetrefin och ett skalpellblad i en kaninmodell15, där ett djupare lindat ner till främre stroma snarare än hornhinnans epitel presenterades.
Borttagning av hornhinnans rostring är en annan viktig fråga som är värt att nämna. Eftersom musögongloben är liten kan överavlägsnande eller underavlägsnande av hornhinnans epitel inträffa, vilket påverkar forskningens noggrannhet. Märkning av hornhinnan med en hudbiopsistans och fluoresceinstyrd operation hjälper till att minska dessa misstag. Även om kauteri och skalpellblad har föreslagits som verktyg för att avlägsna hornhinneepitel i djurmodeller6,7, kan skadorna över ögonytan inte lätt kontrolleras och reproduceras på samma sätt, vilket potentiellt leder till inkonsekventa resultat i ytterligare experiment.
Jämfört med in vivo-tillståndet är ex vivo-odlade musögonbollar i 48-brunnsplattor lättare att manipulera på grund av ett större arbetsutrymme på plattorna och kan användas för att testa komplexa medel i olika odlingsmedier samtidigt, såsom läkemedelseluerande kontaktlinser och cellterapier. När musögonbollar skördas och överförs till en 48-brunnsplatta är noggrant skydd av hornhinnan viktigt för att undvika ytterligare konstgjord skada på ögonytan och bristning av ögonbollarna. För följande studie kan ögongloben fixeras i den paraffinbelagda brunnen med hornhinnan uppåt och nedsänkt i ett odlingsmedium. Flytande eller roterande ögonbollar eller uttorkad hornhinna kommer att hindra resultaten. Eftersom denna ex vivo-musmodell fokuserar på förändringar över ögonytan diskuteras inte andra funktionella enheter, såsom tårkörtel och ögonlock, i denna ex vivo-modell. Ex vivo-musmodellen minskar också kostnaden för uppfödning och hysning av möss och sparar experimentellt utrymme jämfört med in vivo-djurmodellen. Denna modell är lämplig för en korttidsstudie, snarare än en långsiktig eftersom potentiell vävnadsinfektion och organsvikt kan utvecklas på lång sikt.
Även om musmodellen kostar mindre och kan skalas upp i laboratoriet, begränsar en liten yta potentiellt observationen av detaljerade förändringar av hornhinnan, såsom lipidavsättning och neovaskularisering med stereomikroskop. Istället kan en kaninmodell av hornhinneskada med en större diameter av ögongloben i allmänhet kompensera för denna nackdel. Genom att justera koncentrationen av NaOH och blötläggningstiden kan olika grader av svårighetsgraden av hornhinnans alkaliförbränning skapas. I kemiska brännskademodeller på råtta användes 1 N NaOH för att blötlägga hornhinnan med 3 mm filterpapper i 40 s och 4 mm filterpapper i 20 s, vilket gav ett liknande men mindre område för observation16,17. För att hålla alkaliförbränningen konsekvent i storlek och koncentration föreslås en helt ny och skarp stans vid framställning av 8 mm filterpapper för att undvika fiber eller ofyllda hörn vid pappersmarginalen. Tillräcklig bevattning för att tvätta ut kemiska medel från ögonytan och konjunktivalsäcken krävs för att minska kontinuerlig skada utanför såret. Eftersom kanin nictiterande membran kan störa experimentella förfaranden och inducera smärta när de korroderas av alkalimedel, måste det skyddas noggrant och sättas tillbaka till fysiologisk position efter proceduren för att minska ytterligare inflammation över ögonytan. Efter proceduren för alkaliförbränning kan kaninhornhinnesår skyddas av tarsorrhaphy eller annat material såsom kontaktlins för att säkerställa kvalitet och konsistens av experiment.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Författarna har inga konkurrerande ekonomiska intressen.
Acknowledgments
Studien finansierades av Atomic Energy Council of Taiwan (Grant No. A-IE-01-03-02-02), Ministry of Science and Technology (Grant No. NMRPG3E6202-3) och Chang Gung Medical Research Project (Grant No. CMRPG3H1281).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 6/0 Ethicon vicryl suture | Ethicon | 6/0VICRYL | tarsorrhaphy |
| Barraquer lid speculum | katena | K1-5355 | 15 mm |
| Barraquer needle holder | Katena | K6-3310 | without lock |
| Barron Vacuum Punch 8.0 mm | katena | K20-2108 | for cutting filter paper |
| C57BL/6 mice | National Laboratory Animal Center | RMRC11005 | mouse strain |
| Castroviejo forceps 0.12 mm | katena | K5-2500 | |
| Corneal rust ring remover with 0.5 mm burr | Algerbrush IITM; Alger Equipment Co., Inc. Lago Vista, TX | CHI-675 | for debridement of the corneal epithelium |
| Filter paper | Toyo Roshi Kaisha,Ltd. | 1.11 | |
| Fluorescein sodum ophthalmic strips U.S.P | OPTITECH | OPTFL100 | staining for corneal epithelial defect |
| Ketamine hydrochloride | Sigma-Aldrich | 61763-23-3 | intraperitoneal or intramuscular anesthetics |
| New Zealand White Rabbits | Livestock Research Institute, Council of Agriculture,Executive Yuan | Rabbit models | |
| Normal saline | TAIWAN BIOTECH CO., LTD. | 100-120-1101 | |
| Proparacaine | Alcon | ALC2UD09 | topical anesthetics |
| Skin biopsy punch 2mm | STIEFEL | 22650 | |
| Sodium chloride (NaOH) | Sigma-Aldrich | 1310-73-2 | a chemical agent for alkali burn |
| Stereomicroscope | Carl Zeiss Meditec, Dublin, CA | SV11 | microscope for surgery |
| Westcott Tenotomy Scissors Medium | katena | K4-3004 | |
| Xylazine hydrochloride 23.32 mg/10 mL | Elanco animal health Korea Co., LTD. | 047-956 | intraperitoneal or intramuscular anesthetics |
References
- Sridhar, M. S. Anatomy of cornea and ocular surface. Indian Journal of Ophthalmology. 66 (2), 190-194 (2018).
- Henriksson, J. T., McDermott, A. M., Bergmanson, J. P. G. Dimensions and morphology of the cornea in three strains of mice. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 50 (8), 3648-3654 (2009).
- Wang, X., et al. MANF promotes diabetic corneal epithelial wound healing and nerve regeneration by attenuating hyperglycemia-induced endoplasmic reticulum stress. Diabetes. 69 (6), 1264-1278 (2020).
- Ma, X., et al. Corneal epithelial injury-induced norepinephrine promotes Pseudomonas aeruginosa keratitis. Experimental Eye Research. 195, 108048 (2020).
- Chan, M. F., Werb, Z.
- Lan, Y., et al. Kinetics and function of mesenchymal stem cells in corneal injury. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 53 (7), 3638-3644 (2012).
- Watanabe, M., et al. Promotion of corneal epithelial wound healing in vitro and in vivo by annexin A5. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 47 (5), 1862-1868 (2006).
- Murataeva, N., et al. Cannabinoid CB2R receptors are upregulated with corneal injury and regulate the course of corneal wound healing. Experimental Eye Research. 182, 74-84 (2019).
- Carter, K., et al. Characterizing the impact of 2D and 3D culture conditions on the therapeutic effects of human mesenchymal stem cell secretome on corneal wound healing in vitro and ex vivo. Acta Biomaterialia. 99, 247-257 (2019).
- Sanie-Jahromi, F., et al. Propagation of limbal stem cells on polycaprolactone and polycaprolactone/gelatin fibrous scaffolds and transplantation in animal model. Bioimpacts. 10 (1), 45-54 (2020).
- Sun, M. M., et al. Epithelial membrane protein (EMP2) antibody blockade reduces corneal neovascularization in an In vivo model. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 60 (1), 245-254 (2019).
- Yang, Y., et al. Cannabinoid receptor 1 suppresses transient receptor potential vanilloid 1-induced inflammatory responses to corneal injury. Cell Signal. 25 (2), 501-511 (2013).
- Bai, J. Q., Qin, H. F., Zhao, S. H. Research on mouse model of grade II corneal alkali burn. International Journal of Ophthalmology. 9 (4), 487-490 (2016).
- Oh, J. Y., et al. Anti-inflammatory protein TSG-6 reduces inflammatory damage to the cornea following chemical and mechanical injury. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 107 (39), 16875 (2010).
- Wang, T., et al. Evaluation of the effects of biohcly in an in vivo model of mechanical wounds in the rabbit cornea. Journal of Ocular Pharmacology and Therapeutics. 35 (3), 189-199 (2019).
- Gong, Y., et al. Effect of nintedanib thermos-sensitive hydrogel on neovascularization in alkali burn rat model. International Journal of Ophthalmology. 13 (6), 879-885 (2020).
- Yao, L., et al. Role of mesenchymal stem cells on cornea wound healing induced by alkali burn. PLoS One. 7 (2), 30842 (2012).
