Summary
Das aktuelle Protokoll beschreibt die Isolierung von Phycobilisomen aus Cyanobakterien durch Zentrifugation durch einen diskontinuierlichen Saccharosedichtegradienten. Die Fraktionen intakter Phycobilisomen werden durch 77K-Fluoreszenzemissionsspektrum und SDS-PAGE-Analyse bestätigt. Die resultierenden Phycobilisom-Fraktionen eignen sich für die negative Färbung von TEM und die massenspektrometrische Analyse.
Abstract
In Cyanobakterien ist das Phycobilisom ein lebenswichtiger Antennenproteinkomplex, der Licht erntet und Energie an das Photosystem I und II für die Photochemie überträgt. Die Untersuchung der Struktur und Zusammensetzung von Phycobilisom ist für Wissenschaftler von großem Interesse, da sie die Evolution und Divergenz der Photosynthese in Cyanobakterien aufdeckt. Dieses Protokoll bietet eine detaillierte und optimierte Methode, um Cyanobakterienzellen kostengünstig durch einen Perlenschläger effizient zu brechen. Das intakte Phycobilisom kann dann aus dem Zellextrakt durch Saccharosegradienten-Ultrazentrifugation isoliert werden. Diese Methode hat gezeigt, dass sie sowohl für Modell- als auch für Nicht-Modell-Cyanobakterien mit unterschiedlichen Zelltypen geeignet ist. Ein schrittweises Verfahren wird auch bereitgestellt, um die Integrität und Eigenschaft von Phycobiliproteinen durch 77K-Fluoreszenzspektroskopie und SDS-PAGE, die mit Zinksulfat und Coomassie Blue gefärbt wurden, zu bestätigen. Das isolierte Phycobilisom kann auch weiteren Struktur- und Zusammensetzungsanalysen unterzogen werden. Insgesamt bietet dieses Protokoll einen hilfreichen Startleitfaden, der es Forschern, die mit Cyanobakterien nicht vertraut sind, ermöglicht, intakte Phycobilisomen schnell zu isolieren und zu charakterisieren.
Introduction
Phycobilisom (PBS) ist ein riesiger wasserlöslicher Pigment-Protein-Komplex, der sich an die zytoplasmatische Seite der Photosysteme in den Thylakoidmembranen von Cyanobakterien bindet1. PBS besteht hauptsächlich aus farbigen Phycobiliproteinen und farblosen Linkerproteinen1,2. Die Phycobiliproteine können in vier Hauptgruppen unterteilt werden: Phycoerythrin, Phycoerythrocyanin, Phycocyanin und Allophycocyanin3. Die vier Hauptgruppen absorbieren unterschiedliche Wellenlängen der Lichtenergie im Bereich von 490-650 nm, die Chlorophylle ineffizient absorbierten3. Das PBS kann als Lichtsammelantenne dienen, um Lichtenergie zu sammeln und an Photosystem II und I4 abzugeben.
Die Struktur und Zusammensetzung von PBS variiert von Art zu Art. Insgesamt wurden drei Formen von Phycobilisomen (hemidiscodial, bündelförmig und stäbchenförmig) in verschiedenen Cyanobakterienspezies identifiziert5. Selbst bei den gleichen Arten ändert sich die Zusammensetzung von PBS als Reaktion auf die Umwelt, wie Lichtqualität und Nährstoffmangel6,7,8,9,10,11. Daher war das experimentelle Verfahren zur Isolierung von PBS aus Cyanobakterien maßgeblich an der Untersuchung von PBS12 beteiligt. Über mehrere Jahrzehnte haben viele verschiedene Protokolle PBS isoliert und seine Struktur, Zusammensetzung und Funktion analysiert6,7,8,12,13,14,15,16,17. Die große Vielfalt an Methoden zur PBS-Isolierung bietet in der Tat Flexibilität bei der Isolierung des Komplexes in verschiedenen Spezies mit unterschiedlichen Reagenzien und Instrumenten. Es erschwert jedoch auch die Auswahl eines geeigneten Protokolls für Wissenschaftler, die mit Cyanobakterien und PBS nicht vertraut sind. Daher wird in dieser Arbeit ein verallgemeinertes und einfaches Protokoll für diejenigen entwickelt, die daran interessiert sind, die PBS-Isolierung aus Cyanobakterien zu beginnen.
Die Methoden zur Isolierung von PBS aus früheren Publikationen sind hier zusammengefasst. Da PBS ein wasserlöslicher Proteinkomplex ist und leicht dissoziiert werden kann, ist ein hochionischer Phosphatpuffer erforderlich, um PBS während der Extraktion zu stabilisieren18. Mehrere Forschungsartikel, die Methoden zur Isolierung von PBS aus Cyanobakterien beschreiben, wurden in der Vergangenheit veröffentlicht. Die meisten Methoden erfordern eine hohe Konzentration an Phosphatpuffer8,14,15,18,19. Die Verfahren zur mechanischen Störung der Zellen variieren jedoch, wie z. B. glasperlengestützte Extraktion, Beschallung20 und French Press6,8,14. Verschiedene Phycobiliproteine können durch Fällung mit Ammoniumsulfat20 gewonnen und mittels HPLC21 oder einer chromatographischen Säule gereinigt werden22. Auf der anderen Seite kann intaktes PBS leicht durch Saccharosedichtegradienten-Ultrazentrifugation isoliert werden6,8,15.
In diesem Protokoll wurden ein Modellcyanobakterium und ein Nicht-Modell-Cyanobakterium als Materialien für die PBS-Isolierung verwendet. Es handelt sich um einzellige glucosetolerante Synechocystis sp. PCC 6803 (im Folgenden Syn6803) und nicht-modellartige filamentöse Leptolyngbya sp. JSC-1 (im Folgenden JSC-1) bzw. 7,23,24. Das Protokoll beginnt mit dem Aufbrechen der einzelligen und filamentösen Cyanobakterien in einem hochionischen Phosphatpuffer. Nach der Lyse werden die Überstände durch Zentrifugation gesammelt und dann mit einem nichtionischen Reinigungsmittel (Triton X-100) behandelt, um die wasserlöslichen Proteine aus den Thylakoidmembranen zu lösen. Die gesamten wasserlöslichen Proteine werden auf einen diskontinuierlichen Saccharosedichtegradienten aufgetragen, um das PBS zu fraktionieren. Der diskontinuierliche Saccharosegradient in diesem Protokoll besteht aus vier Saccharoselösungen und teilt das intakte PBS in die niedrigsten Anteile der Saccharoseschicht auf25. Die Integrität von PBS kann durch SDS-PAGE, Zinkfärbung und 77K-Fluoreszenzspektroskopie6,7,8,26 analysiert werden. Diese Methode eignet sich für Wissenschaftler, die intaktes PBS aus Cyanobakterien isolieren und seine spektralen, strukturellen und kompositorischen Eigenschaften untersuchen wollen.
Es gibt mehrere Vorteile dieses Protokolls. (1) Diese Methode ist standardisiert und kann zur Isolierung von intaktem PBS sowohl aus einzelligen als auch aus filamentösen Cyanobakterien verwendet werden. Die meisten Artikel beschreiben die Methode, die in einer der beiden Arten von Cyanobakterien angewendet wurde4,7,8,12,13,14,16,18. (2) Diese Methode wird bei Raumtemperatur durchgeführt, da PBS bei niedriger Temperatur dissoziiert19,27. (3) Diese Methode beschreibt die Verwendung eines Perlenschlägers, um die Zellen zu stören; Daher ist es billiger und sicherer als Hochdruck-French-Presse und mögliche Hörschäden durch Ultraschall in anderen Methoden8,13,14,20. (4) Diese Methode isoliert intaktes PBS durch Saccharosegradienten-Ultrazentrifugation. Auf diese Weise können intaktes PBS mit unterschiedlichen Größen und teilweise dissoziiertes PBS basierend auf der Saccharosekonzentration getrennt werden.
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Protocol
Der Synechocystis sp. PCC 6803, der Glukose-tolerante Modellstamm, wurde von Dr. Chu, Hsiu-An an der Academia Sinica, Taiwan, erhalten. Leptolyngbya sp. JSC-1, das Nicht-Modell-Filament, wurde von Dr. Donald A. Bryant an der Pennsylvania State University, USA, erhalten.
1. Zellkultur und Ernte
- Impfen von Syn6803- oder JSC-1-Zellen unter Verwendung einer metallischen Impfschleife in einen 100-ml-Erlenmeyerkolben mit 50 ml B-HEPES-Medium28. Kultivieren Sie die Zellen bei 30 °C unter 50 μmol Photonen m-2 s-1 (Weißlicht-LED) in 1% (v/v) CO2 unter ständigem Rühren durch einen Magnetrührer (120 U/min), bis die Kultur eine mittlere exponentielle Wachstumsphase erreicht (OD750 = 0,6-0,8).
ANMERKUNG: Ernten Sie die Zellkultur, wenn die optische Dichte der Kultur bei 750 nm (OD750) 0,6-0,8 erreicht, indem Sie sie in einen neuen Kolben überführen. Die optische Dichte wurde routinemäßig verwendet, um die mikrobielle Zelldichte in flüssigen Kulturen abzuschätzen29. Die Wellenlängen von 720-750 nm wurden in verschiedenen Studien zur Messung des Cyanobakterienwachstums verwendet30,31,32. In diesem Protokoll wird OD750 verwendet, weil JSC-1 Pigmente erzeugen kann, die fernrotes Licht absorbieren7. Alternativ wurde auch die Chlorophyllkonzentration verwendet, um das Wachstum von Cyanobakterien zu messen33. - Die Zellkultur (OD750 ~0,8) wird in einen 1L-Erlenmeyerkolben überführt und auf OD750 = 0,2 in 500 mL B-HEPES-Medium verdünnt. Züchten Sie die Kultur bis zur späten exponentiellen Wachstumsphase (OD750 = 0,8-1,0) in dem oben genannten Zustand (Schritt 1.1) und ernten Sie die Kultur dann durch Zentrifugation.
- Zentrifugieren Sie die Kultur bei 10.000 x g für 20 min bei Raumtemperatur und entsorgen Sie den Überstand vollständig.
HINWEIS: Die Zellpellets können bei -80 °C bis zu 6 Monate gelagert werden.
2. Zelllyse
- Suspendieren Sie die Zellpellets und waschen Sie sie zweimal mit 0,75 M K-Phosphatpuffer, pH 7.
ANMERKUNG: Um 0,75 M K-Phosphatpuffer bei pH 7 herzustellen, werden 1,5 M K2HPO4 und 1,5 M KH2PO4 separat hergestellt. Mischen Sie 615 ml 1,5 M K2HPO4 und 385 ml 1,5 M KH2PO4, um 1,5 M K-Phosphatpuffer bei pH 7 zu erhalten. Verdünnen Sie es einfach mit der gleichen Menge ddH2O, um 0,75 M K-Phosphatpuffer bei pH 7 herzustellen. - Pelletieren Sie die Zellen in 50 mL Zentrifugenröhrchen durch Zentrifugation bei 10.000 x g für 20 min bei Raumtemperatur. Verwerfen Sie den Überstand und resuspenieren Sie die Zellen mit 0,75 M K-Phosphat-Puffer. Messen Sie das Nassgewicht des Pellets mit einer elektronischen Waage und resuspendieren Sie 1 g Nassgewicht des Pellets in 5 ml des Puffers.
ANMERKUNG: Das Nassgewicht eines Pellets wurde gemessen, indem das Gewicht eines leeren Zentrifugenröhrchens vom Gewicht des Zentrifugenröhrchens, das das Zellpellet enthielt, abgezogen wurde. - 1 ml Zellsuspension und 0,4-0,6 g 0,1 mm Glasperlen (siehe Materialtabelle) in eine 2 mL Schraubverschlussfläschchen geben.
- Brechen Sie die Zellen für 30 s mit einem Perlenschläger (siehe Materialtabelle). Lassen Sie die Schläuche in einem Wasserbad bei Raumtemperatur 2 min abkühlen und wiederholen Sie den Bremszyklus 5 Mal.
- Nach der Lyse zentrifugieren Sie die Fläschchen bei 500 x g für 10 s bei Raumtemperatur. Sammeln Sie den Überstand mit einer Pipette in einem 15 ml Zentrifugenröhrchen. Waschen Sie die Kügelchen einmal mit 0,5 ml 0,75 M K-Phosphat-Puffer und geben Sie sie dann in dasselbe Zentrifugenröhrchen um.
- Triton X-100 (2% w/v, Endkonzentration) in die lysierte Zellsuspension geben und auf einem Schaukelschüttler (40 U/min) bei Raumtemperatur inkubieren, bis die Lösung homogen wird (~20 min).
- Zentrifugieren Sie die Röhrchen bei 17.210 g für 20 min, um die intakten Zellen und großen Zelltrümmer zu entfernen. Lagern Sie den Überstand ohne die obere Triton-Mizellenschicht bei Raumtemperatur bis zu 1 h.
HINWEIS: Der Überstand enthält zwei getrennte Schichten. Die obere hydrophobe Triton-X-Schicht enthält Chlorophyll-bindende Proteine und hydrophobe stäbchenförmige Phycobilisomen6. Die untere wässrige Schicht enthält wasserlösliches PBS.
3. Vorbereitung der Saccharose-Gradientenpuffer und PBS-Isolierung
- Vier Konzentrationen Saccharose (2,0 M, 1,0 M, 0,75 M und 0,5 M) in 0,75 M K-Phosphat-Puffer bei pH 7 herstellen.
ANMERKUNG: Es wird empfohlen, 1,5 M K-Phosphatpuffer bei pH 7 zu verwenden, um den Saccharosegradienten herzustellen, da die Zugabe von Saccharose die Konzentration des K-Phosphatpuffers verdünnt. Nachdem saccharose vollständig gelöst ist, fügen Sie ddH2O hinzu, um die Konzentration auf 0,75 M, pH 7 einzustellen. - 2,8 ml 2,0 m Saccharosepuffer am Boden des 40 mL Zentrifugenröhrchens platzieren und mit drei Schichten Saccharoselösungen (8 ml 1,0 m; 12 ml 0,75 m und 11 ml 0,5 m für 40 ml Zentrifugenröhrchen) überlagern und schließlich PBS-haltiger Überstandsfraktion (3,0 ml) (Abbildung 1A).
HINWEIS: Fügen Sie vorsichtig die Saccharoselösung hinzu und lassen Sie die Saccharose sehr langsam in das Röhrchen fallen. Halten Sie die Pipettenspitze knapp über der Oberfläche der Lösung in das Röhrchen, während Sie die Lösung laden. Saccharoseschichten können beobachtet werden, wenn sie langsam geschichtet werden. - Zentrifugieren Sie die resultierenden Gradienten bei 125.800 x g für ~16h-20 h bei 25 °C.HINWEIS: Für diesen Schritt ist eine Ultrazentrifuge (siehe Materialtabelle) erforderlich.
- Kondensieren Sie bei der Ultrazentrifugation die fraktionierten PBS- und Phycobiliproteine zwischen den Schichten. Blaue Bänder in Syn6803 (violette Bänder in JSC-1) wurden in den Grenzflächen beobachtet (Abbildung 1D).
- Sammeln Sie die Fraktionen langsam mit einer Pipette von der Oberseite der Saccharosegradienten. Entfernen Sie die Saccharose durch wiederholtes Konzentrieren (3.500 x g für 20 min) und Verdünnen der Fraktionen mit 0,75 M K-Phosphatpuffer in Membranzentrifugalfiltereinheiten (10 K Molekulargewichtsgrenzwert, siehe Materialtabelle).
4. Messung der PBS-Fluoreszenz bei 77K
HINWEIS: Ein Fluorimeter, das mit einem Behälter für flüssigen Stickstoff ausgestattet ist (siehe Materialtabelle), wird verwendet, um Fluoreszenzspektren bei 77K zu messen.
- Verdünnen Sie die konzentrierte PBS-Probe mit 0,75 M K-Phosphat-Puffer, um mindestens 500 μL zu gewinnen.
ANMERKUNG: Die Konzentrationen von Phycocyanin der Proben betrugen ~4,2 μg mL-1 basierend auf der Formel: (OD615 0,474 x OD652)/5,34 [mg/ml]34. - Geben Sie 500 μL der PBS-Probe in ein transparentes Glasröhrchen und frieren Sie das Röhrchen in flüssigem Stickstoff ein, bis es vollständig gefroren ist. Bewegen Sie das gefrorene Röhrchen in einen transparenten Dewar-Behälter (siehe Materialtabelle), der mit flüssigem Stickstoff vorgefüllt ist.
HINWEIS: Der Innendurchmesser des Glasrohrs beträgt in diesem Protokoll 3 mm. Dünne Glasröhren wurden verwendet, um die Resorption der kurzwelligen Emission in der Probe zu minimieren. - Wählen Sie die Anregungswellenlängen für Phycoerythrin und Phycocyanin auf 550 nm bzw. 580 nm.
ANMERKUNG: Fluoreszenzemissionen wurden von 560-800 nm (für 550 nm Anregung) oder 600-800 nm (für 580 nm Anregung) aufgezeichnet.
5. SDB-PAGE Analyse von PBS
- Pufferaustausch der konzentrierten PBS-Proben in 0,75 M K-Phosphat mit 50 mM Tris-Puffer (pH 8,0) in Membranzentrifugalfiltereinheiten (3K Molekulargewichts-Cut-off, siehe Materialtabelle).
- Mischen Sie 50 μL PBS-Lösung mit 10 μL 6x SDS-Ladepuffer [300 mM Tris pH 6,8, 12% (w/v) Natriumdodecylsulfat, 0,06% (w/v) Bromphenolblau, 50% (v/v) Glycerin, 6% (v/v) β-Mercaptoethanol] (siehe Materialtabelle) in einem Mikrozentrifugenröhrchen und inkubieren Sie bei 95 °C für 10 min in einem Hitzeblock.
- Trennen Sie die Proteinproben durch SDS-PAGE (8%-20% (w/v) Polyacrylamidgel) und fahren Sie mit der Zink- und Coomassie-Färbung fort. Das detaillierte Vorgehen wurde in Referenz8 beschrieben.
- Zur Zinkfärbung das Gel in 50 mM ZnSO4-Lösung für 10 min bei Raumtemperatur inkubieren, das Gel mit destilliertem Wasser waschen und zinkinduzierte Fluoreszenz unter UV-Bestrahlung (312 nm) visualisieren.
- Für die Coomassie-Blaufärbung wird das Gel in Coomassie Blue-Färbepuffer [0,25 % (w/v) Coomassie R-250, 10 % (v/v) Essigsäure, 50 % (v/v) Methanol, siehe Materialtabelle] für 1 h bei Raumtemperatur inkubiert. Waschen Sie das Gel zweimal mit destilliertem Wasser, um den verbleibenden Färbepuffer zu entfernen, und inkubieren Sie das Gel mit entwertendem Puffer [10% (v/v) Essigsäure, 30% (v/v) Methanol] auf einem Schaukelschüttler (40 U/min) bei Raumtemperatur über Nacht. Visualisieren Sie das vollständig entfleckte Gel mit einer Digitalkamera oder einem Scanner.
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Representative Results
Die Zellen Syn6803 und JSC-1 wurden in konischen Kolben unter ständigem Rühren in B-HEPES-Medium bei 30 °C unter einem LED-Weißlicht (50 μmol Photonen m-2s-1) in einer mit 1% (v/v) CO2 gefüllten Wachstumskammer kultiviert. In der exponentiellen Wachstumsphase (OD750 = ~0,5) wurden die Zellen in frisches Medium mit einer endgültigen optischen Dichte OD750 = ~0,2 subkulturiert. Nach Erreichen der späten exponentiellen Wachstumsphase (OD750 = 0,6-0,8) wurden die Kulturen gesammelt und zentrifugiert (10.000 x g bei Raumtemperatur für 20 min). Der Überstand wurde verworfen und die Zellpellets bei -80 °C gelagert, bis der nächste Schritt verfügbar war.
Um die Zellen zu brechen, wurden die Zellen zunächst bei Raumtemperatur aufgetaut. Die Zellen wurden durch Perlenschlagen mit 0,1 mm Glasperlen innerhalb des 0,75 M K-Phosphatpuffers gestört. Die vollständige Zelllyse zeigt den Überstand vor der Zentrifugation in dunkelblau-grüner Farbe (Abbildung 1B). Nach der Löslichkeit durch Triton X-100 und der Zentrifugation zur Entfernung der unlöslichen Membranen und Zelltrümmer wurde der Überstand auf die Oberseite der Saccharosegradientenlösung in einem 40-ml-Zentrifugenröhrchen geladen (Abbildung 1C). Nach 18 h Zentrifugation bewegte sich das intakte PBS als klares blaues Band für Syn6803 und als violettes Band für JSC-1 in die Mitte des Gradienten. Der Unterschied in ihrer Farbe ergibt sich aus den unterschiedlichen Zusammensetzungen von PBS in Syn6803 und JSC-1. Das PBS von Syn6803 trägt Phycocyanin35, während das PBS von JSC-1 Phycocyanin und Phycoerythrin7 trägt. Das Ergebnis der Saccharose-Dichte-Gradienten-Trennung von isoliertem PBS zeigt mehrere Fraktionen dissoziierter Phycobiliproteine, und der niedrigste Anteil stellt den intakten PBS dar (Abbildung 1D).
Die Absorptionsspektren der verschiedenen PbS-Fraktionen, die aus JSC-1 und Syn6803 isoliert wurden, werden in Abbildung 2A verglichen. Das detaillierte Verfahren der Absorptionsspektren wurde in den Artikeln7,8 beschrieben. Die Absorptionsspektren aus dem dissoziierten PBS und dem intakten PBS von JSC-1 und Syn6803 haben bei 622 nm den gleichen Peak, der dem Phycocyanin entspricht. Und der Phycoerythrin-Absorptionspeak bei 571 nm findet sich sowohl in dissoziiertem PBS als auch in intaktem PBS von JSC-1. Allophycocyanin zeigt einen kleinen Peak mit einer Schulter bei 670 nm in den intakten PBS-Fraktionen von JSC-1 und Syn6803. Die spektralen Unterschiede deuten darauf hin, dass das Verhältnis von Stab (Phycocyanin) zu Kern (Allophycocyanin) im dissoziierten PBS höher ist als in der intakten PBS-Fraktion, da die spektralen Eigenschaften von Phycobiliproteinen zuvor bestimmt wurden5. Da das dissoziierte PBS und die intakten PBS-Fraktionen bei Raumtemperatur ähnliche Absorptionsspektren und fluoreszierende Emissionsmerkmale aufweisen, wurde die 77K-Fluoreszenzspektroskopie verwendet, um die verschiedenen Fraktionen zu analysieren, die aus dem Saccharosegradienten isoliert wurden. 77K fluoreszierende Emissionsspektren des dissoziierten PBS und der intakten PBS-Fraktionen wurden um 580 nm angeregt. Die Emissionsspektren des dissoziierten PBS haben einen starken Peak bei ~650 nm in Syn6803 und JSC-1, der die Emission von Phycocyanin darstellt (Abbildung 2B). Die fluoreszierenden Emissionsspektren des intakten PBS zeigen zwei maximale Peaks der Fluoreszenzemissionen: den schwachen bei 651 nm und den starken bei 684 nm, was zeigt, dass die vom Phycocyanin geerntete Energie effizient auf Allophycocyanin und terminale Emitter (ApcD und ApcE) im Kern übertragen wurde9 (Abbildung 2C). Diese Merkmale zeigen, dass die niedrigsten Fraktionen im Saccharosegradienten intaktes PBS enthalten.
Das dissoziierte PBS und das intakte PBS wurden durch SDS-PAGE auf einem 8%-20% (w/v) SDS Polyacrylamid Linear Gradient Gel getrennt. Die α und β Untereinheiten von Phycocyanin und Allophycocyanin waren auf dem Gel ohne Färbung sichtbar (Abbildung 3A). Das Gel wurde anschließend mit 10 mM ZnSO4 für 10 min gefärbt. Die chromophorhaltigen Phycobiliproteine wurden durch die Zinkfärbung während der UV-Bestrahlung beobachtet8. Phycobiliprotein-Untereinheiten (14-21 kDa) sind stark fluoreszierend, und der ApcE (Pfeil) zeigte eine schwache Fluoreszenz (Abbildung 3B). Weiterhin zeigt die Coomassie Blue Färbung die unterschiedliche Proteinzusammensetzung zwischen den dissoziierten PBS-Fraktionen und den intakten PBS-Fraktionen (Abbildung 3C). Die oberen Fraktionen enthalten andere nicht-PBS-wasserlösliche Proteine, da mehr Proteine gefärbt sind als in intakten PBS-Fraktionen. Das intakte PBS in Syn6803 zeigt ein prominentes ApcE-Band (Pfeil), dem die dissoziierten PBS-Fraktionen fehlen (Abbildung 3C).
Das Volumenverhältnis zwischen dem PBS-Extrakt und dem Saccharosegradienten ist entscheidend, um nach der Ultrazentrifugation scharfe Bänder im Saccharosegradienten zu erhalten. Das empfohlene Verhältnis von gelösten PBS-Extrakten zu Saccharosegradientenlösung beträgt 1:10. Basierend auf früheren Erfahrungen zeigt die Herstellung des Saccharosegradienten in 40-ml-Zentrifugenröhrchen eine höhere Auflösung als der Saccharosegradient in den 13-ml-Röhrchen. Der diskontinuierliche Saccharosegradient diffundiert im Laufe der Zeit aufgrund von Vibrationen auf der Bank. Daher kann das 13-ml-Zentrifugenröhrchen eine gute Wahl für die gleichzeitige Handhabung vieler Proben sein. Um dies zu demonstrieren, wurden die Saccharosegradienten in 13-ml-Zentrifugenröhrchen in den Verhältnissen 1:3 und 1:10 zwischen den Rohextrakten von Syn6803 oder JSC-1 zur Saccharosegradientenlösung hergestellt (Abbildung 4A). Nach der Ultrazentrifugation zeigt der im Verhältnis 1:3 hergestellte Saccharosegradient breitere Bänder als der Gradient im Verhältnis 1:10 (Abbildung 4B). Die niedrigsten Anteile jedes Gradienten enthalten intaktes PBS, bestätigt durch 77K Fluoreszenz-Emissionsspektroskopie.
Abbildung 1: Störung von Syn6803- und JSC-1-Zellen und Saccharosegradienten-Ultrazentrifugation. (A) Schematische Darstellung der Herstellung des abgekündigten Saccharosegradienten in einem 40-ml-Zentrifugenröhrchen. (B) Die Schraubverschlussfläschchen wurden mit 0,4 g Glasperlen und 1 ml Zellsuspension von Syn6803 oder JSC-1 gefüllt, und dann wurden die Zellen von einem Perlenschläger lysiert. (C) Der Überstand von Triton X-100 solubilisiertem Extrakt wurde auf die Oberseite eines Saccharosedichtegradienten geschichtet. (D) Nach der Zentrifugation für 18 h wurden die PBS-Fraktionen als klare blaue Bänder im Gradienten in Syn6803 und als violette Bänder in JSC-1 visualisiert. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 2: Spektroskopische Charakterisierung verschiedener Anteile von Saccharosegradienten. (A) Absorptionsspektren von dissoziiertem PBS und intakten PBS-Fraktionen aus JSC-1 und Syn6803. Fluoreszenzemissionsspektren wurden bei 77 K unter Verwendung der Anregungswellenlänge bei 580 nm für (B) die dissoziierten PBS-Fraktionen und (C) die intakten PBS-Fraktionen von Syn6803 und JSC-1 gemessen. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 3: SDS-PAGE-Analyse von PBS isoliert aus Saccharosegradienten. Die dissoziierten und die intakten PBS-Fraktionen wurden quantifiziert (20 μg Protein pro Spur) und auf ein 8%-20% (w/v) Gradienten-Polyacrylamid-Gel geladen. Nach der Gelelektrophorese wurde das Gel anschließend durch Zinkfärbung und Coomassie Blue-Färbung sichtbar gemacht. (A) Die Farbe der Phycobiliproteine ist ohne Färbung auf dem Gel sichtbar. (B) Zinkgefärbtes Gel zeigt die Fluoreszenz von Phycobiliproteinen. (C) Das mit Coomassie Blue gefärbte Gel weist Phycobiliproteine und andere Proteine auf. Die Pfeile zeigen die Positionen des ApcE an. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 4: Der Saccharosegradient in 13 ml Zentrifugenröhrchen. Die Verhältnisse zwischen dem Rohextrakt und der Saccharosegradientenlösung sind oben in den Bildern markiert. (A) Der Überstand von Triton X-100 solubilisierten Extrakten von Syn6803 und JSC-1 wurde über Saccharosedichtegradienten mit unterschiedlichen Verhältnissen der gelösten Extrakte zu Saccharosegradientenlösung geschichtet. (B) Nach der Zentrifugation für 18 h wurden die PBS-Fraktionen in Syn6803 und JSC-1 in den Saccharosegradienten beobachtet. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
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Discussion
Dieses Protokoll beschreibt eine einfache und Standardmethode zur Isolierung von intaktem PBS in zwei Arten von Cyanobakterien, dem einzelligen Modell Syn6803 und dem fadenförmigen Nicht-Modell JSC-1. Die kritischen Schritte des Protokolls sind die Zellhomogenisierung und die Ultrazentrifugation auf einem diskontinuierlichen Dichtegradienten von Saccharose. Im Allgemeinen ist die Störung von filamentösen Zellen komplizierter als einzellige. Die Erhöhung der Menge des Ausgangsmaterials (das Nassgewicht des Zellpellets) und die Wiederholung des Perlenschlagens waren hilfreich, um die Ausbeute an PBS aus filamentösen Cyanobakterienzellen zu erhöhen. Für das filamentöse Cyanobakterium JSC-1 wurden dreimal mehr Zellen verwendet als einzellige, Syn6803. Um das filamentöse Cyanobakterium vollständig zu brechen, muss es außerdem öfter als die einzelligen Cyanobakterien perlenschlagen, um die dunkle bläulich-violette Farbe im Extraktionspuffer zu beobachten.
Die Dauer des Perlenschlagens wird nicht empfohlen, 30 s zu überschreiten, da die Proben während jedes Perlenschlagzyklus erhitzt werden. Es wird empfohlen, die Rohre zwischen jedem Zyklus bei Raumtemperatur auf einer Bank (oder in einem Wasserbad) abzukühlen, da das intakte PBS bei niedriger Temperatur leicht dissoziiert wird25. Daher wird empfohlen, jedes Verfahren in diesem Protokoll bei Raumtemperatur durchzuführen. Viele Forschungsartikel haben verschiedene Zellaufschlussmethoden beschrieben, darunter einen Hochdruckhomogenisator (French-Press) oder einen Ultraschallgerät6,8,20. Ein Perlenmühlen-Homogenisator wird empfohlen, weil er billiger, sicherer, einfacher zu handhaben, schneller, zugänglicher und effizienter bei der gleichzeitigen Verarbeitung mehrerer Proben ist.
Phycobilisomen zeigen drei verschiedene Formen, hemidiskoidal, bündelförmig und stäbchenförmig5. Die in Abbildung 2 isolierten intakten Phycobilisomen gehören zur hemidiskoidalen Form, wie in früheren Publikationen diskutiert7,13,36. Der obere Anteil, der dissoziiertes PBS darstellt, kann jedoch auch stäbchenförmiges PBS enthalten. Syn6803 und JSC-1 kodieren einen spezifischen Stab-Kern-Linker CpcL, was auf das Vorhandensein von stabförmigem PBS zusätzlich zum hemidiskoidalen PBS6,37 hindeutet. Stabförmiges PBS wurde direkt in Syn6803 identifiziert, aber nicht in JSC-17,13,37. Auf der anderen Seite modelliert JSC-1 sein PBS um, indem es eine chromatische Typ-III-Akklimatisierung bei grün/rotem Licht und eine fernrote Licht-Photoakklimation bei rot/fernrotem Licht durchführt6,7. All diese Unterschiede deuten darauf hin, dass es neben dem niedrigsten intakten hemidiskoidalen PBS-Anteil auch andere Arten von PBS in den Saccharosegradienten geben kann. Beispielsweise sind zwei PBS-Typen gleichzeitig vorhanden, wenn sich Synechococcus sp. PCC 7335 und JSC-1 an fernrotes Licht akklimatisieren8,13. Es wird vorgeschlagen, dass die Person, die PBS aus einem nicht charakterisierten cyanobakteriellen Stamm isoliert, bei der Analyse jeder Fraktion im Saccharosegradienten vorsichtiger sein sollte, um mögliche Arten von PBS zu identifizieren.
Insgesamt bietet dieses Protokoll eine kostengünstige, einfache und schnelle Methode für den Zellaufschluss. Es wurde auch gezeigt, dass diese Methode zuverlässig ist, um PBS aus verschiedenen Cyanobakterien mit unterschiedlichen Zelltypen und PBS-Zusammensetzungen zu isolieren.
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Disclosures
Die Autoren erklären kein konkurrierendes Interesse.
Acknowledgments
Die Autoren danken Technology Commons, College of Life Science, National Taiwan University für den bequemen Einsatz der Ultrazentrifuge. Die Cyanobakterienstämme Synechocystis sp. PCC 6803 und Leptolyngbya sp. JSC-1 wurden von Dr. Chu, Hsiu-An an der Academia Sinica, Taiwan, bzw. Dr. Donald A. Bryant an der Pennsylvania State University, USA, geschenkt. Diese Arbeit wurde vom Ministerium für Wissenschaft und Technologie (Taiwan) (109-2636-B-002-013- und 110-2628-B-002-065-) und dem Yushan Young Scholar Program des Bildungsministeriums (Taiwan) (109V1102 und 110V1102) finanziert.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 0.1 mm glass beads | BioSpec | 11079101 | for PBS extraction |
| 13 mL centrifugation tube | Hitachi | 13PA | ultracentrifugation |
| 40 mL centrifugation tube | Hitachi | 40PA | ultracentrifugation |
| Acetic acid | Merck | 8.1875.2500 | for Coomassie Blue staining |
| B-HEPES medium | A modified cyanobacterial medium from BG-11 medium | ||
| Brilliant Blue R-250 | Sigma | B-0149 | for Coomassie Blue staining |
| Bromophenol blue | Wako pure chemical industries | 2-291 | protein loading buffer |
| Electronic balance | Radwag | WLC 2/A2/C/2 | for the wet weight measurement of cell pellets |
| Fluorescence spectrophotometer | Hitachi | F-7000 | Spectrophotometer |
| Glycerol | BioShop | Gly001.500 | protein loading buffer |
| High-Speed refrigerated centrifuge | Hitachi | CR22N | for buffer exchange |
| Leptolyngbya sp. JSC-1 | from Dr. Donald A. Bryant at Pennsylvania State University, USA. | ||
| Low temperature measurement accessory | Hitachi | 5J0-0112 | The accessory includes a transparent Dewar container for 77K fluorescence spectroscopy. |
| Methanol | Merck | 1.07018,2511 | for Coomassie Blue staining |
| Microcentrifuge | Thermo Fisher | Pico 21 | for PBS extraction |
| Mini-Beadbeater-16 | BioSpec | Model 607 | for PBS extraction |
| Potassium phosphate dibasic | PanReac AppliChem | 121512.121 | for PBS extraction |
| Potassium phosphate monobasic | PanReac AppliChem | 141509.121 | for PBS extraction |
| Screw cap vial | BioSpec | 10832 | for PBS extraction |
| SmartView Pro Imager | Major Science | UVCI-2300 | for Znic staining signal detection |
| Sodium dodecyl sulfate | Zymeset | BSD101 | protein loading buffer |
| Sucrose | Zymeset | BSU101 | for PBS isolation |
| Synechocystis sp. PCC 6803 | glucose-tolerant strain from Dr. Chu, Hsiu-An at Academia Sinica, Taiwan | ||
| Tris | BioShop | TRS 011.1 | protein loading buffer |
| Triton X-100 | BioShop | TRX 506.500 | for PBS extraction |
| Ultra 10 K membrane centrifugal filter | Millipore | UFC901024 | for buffer exchange |
| Ultra 3 K membrane centrifugal filter | Millipore | UFC500324 | for buffer exchange |
| Ultracentrifuge | Hitachi | CP80WX | ultracentrifugation |
| UV/Vis spectrophotometer | Agilent | Cary 60 | Spectrophotometer |
| Zinc sulfate | PanReac AppliChem | 131787.121 | for Znic staining |
| β-Mercaptoethanol | BioBasic | MB0338 | protein loading buffer |
References
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