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Neuroscience

Administración de fármacos basada en bomba osmótica para la investigación de la remielinización in vivo en el sistema nervioso central

Published: December 17, 2021 doi: 10.3791/63343
Automatic Translation
1, 1,2, 1,3, 1
1Department of Histology and Embryology, Chongqing Key Laboratory of Neurobiology, Brain, and Intelligence Research Key Laboratory of Chongqing Education Commission, Third Military Medical University, 2Research Centre, The Seventh Affiliated Hospital of Sun Yat-sen University, 3School of Medicine, Chongqing University

Summary

La desmielinización tiene lugar en múltiples enfermedades del sistema nervioso central. Es necesaria una técnica confiable de administración de medicamentos in vivo para remielinizar las pruebas de drogas. Este protocolo describe un método basado en bomba osmótica que permite la administración de fármacos a largo plazo directamente en el parénquima cerebral y mejora la biodisponibilidad del fármaco, con una amplia aplicación en la investigación de la remielinización.

Abstract

La desmielinización se ha identificado no solo en la esclerosis múltiple (EM), sino también en otras enfermedades del sistema nervioso central como la enfermedad de Alzheimer y el autismo. Como la evidencia sugiere que la remielinización puede mejorar eficazmente los síntomas de la enfermedad, hay un enfoque creciente en el desarrollo de fármacos para promover el proceso de regeneración de la mielina. Por lo tanto, se requiere una técnica de administración de medicamentos seleccionable por región y confiable en los resultados para probar la eficiencia y la especificidad de estos medicamentos in vivo. Este protocolo introduce el implante de bomba osmótica como un nuevo enfoque de administración de fármacos en el modelo de ratón de desmielinización inducida por lisolecitina. La bomba osmótica es un pequeño dispositivo implantable que puede eludir la barrera hematoencefálica (BBB) y administrar medicamentos de manera constante y directa a áreas específicas del cerebro del ratón. También puede mejorar eficazmente la biodisponibilidad de medicamentos como péptidos y proteínas con una vida media corta. Por lo tanto, este método es de gran valor para el campo de la investigación de la regeneración de mielina del sistema nervioso central.

Introduction

La bomba osmótica es un pequeño dispositivo implantable de liberación de soluciones. Se puede utilizar para el parto sistémico cuando se implanta por vía subcutánea o en la cavidad abdominal. La superficie de la bomba osmótica es una membrana semipermeable, y su lado interno es una capa permeable. La bomba osmótica funciona utilizando la diferencia de presión osmótica entre la capa osmótica y el entorno del tejido donde se implanta la bomba. La alta osmolalidad de la capa osmótica hace que el agua en el tejido fluya hacia la capa osmótica a través de la membrana semipermeable en la superficie de la bomba. La capa osmótica se expande y comprime el depósito flexible dentro de la bomba, desplazando así la solución del depósito flexible a una cierta velocidad durante una larga duración1. La bomba tiene tres volúmenes de depósito diferentes, 100 μL, 200 μL y 2 mL, con sus tasas de entrega que varían de 0,11 μL/h a 10 μL/h. Dependiendo del tipo de bomba seleccionado, el dispositivo puede funcionar desde 1 día hasta 6 semanas2. En este protocolo, se utiliza una bomba osmótica de 100 μL con una velocidad de transferencia de 0,25 μL/h que puede funcionar durante 14 días.

En la década de 1970, la bomba osmótica se había utilizado en la investigación de la neurociencia 3,4. Por ejemplo, Wei et al. adoptaron el enfoque de bomba osmótica para inyectar péptidos opioides en el ventrículo en un estudio de adicción a las drogas3. Después de la mejora continua, la bomba osmótica ahora se ha utilizado en el estudio de la administración controlada de miles de medicamentos, incluidos péptidos, factores de crecimiento, drogas adictivas, hormonas, esteroides, anticuerpos, etc. Además, con catéteres especiales (brain infusion kits) conectados, se puede usar para la infusión dirigida a tejidos u órganos específicos, incluyendo la médula espinal, el cerebro, el bazo y el hígado 5,6,7.

En el estudio de la remielinización, se ha demostrado que muchos fármacos promueven la regeneración de mielina in vitro, pero la mayoría de ellos no han logrado efectos significativos in vivo, posiblemente debido a la falta de un método de administración adecuado. Los métodos de administración tradicionales como la inyección intraperitoneal, la inyección subcutánea y la administración intragástrica tienen limitaciones en la biodisponibilidad de los medicamentos. Además, algunos medicamentos tienen una permeabilidad deficiente de la barrera hematoencefálica, lo que socava su acceso al parénquima cerebral. Juntas, estas limitaciones requieren un nuevo método de entrega eficiente. En combinación con los kits de infusión cerebral, las bombas osmóticas pueden eludir la barrera hematoencefálica y administrar medicamentos directamente al cuerpo calloso, lo que mejora efectivamente la biodisponibilidad de los medicamentos, especialmente para algunos medicamentos polipeptídicos y proteicos con una vida media corta. Por lo tanto, la bomba osmótica como una nueva técnica de administración de fármacos es de gran valor para el campo de la investigación de la regeneración de mielina del sistema nervioso central. La aplicación de esta técnica se presentará en detalle a continuación.

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Protocol

Todos los procedimientos con animales se llevaron a cabo bajo lineamientos y protocolos institucionales aprobados por el comité de bienestar y ética animal de la Tercera Universidad Médica Militar.

1. Establecimiento del modelo de ratón de desmielinización inducida por lisolecitina

  1. Prepare una solución de lisolecitina al 1% (también llamada L-α-lisofosfatidilcolina) con PBS estéril.
  2. Esterilizar tijeras, fórceps, hemostático curvo y otros instrumentos quirúrgicos mediante esterilización en autoclave. Esterilizar el área quirúrgica y colocar láminas estériles. Todos los materiales y reactivos utilizados para la cirugía deben prepararse asépticamente. Es importante mantener el área quirúrgica estéril durante todo el procedimiento.
  3. Anestesiar un ratón postnatal día 56 (P56) C57BL6 de la siguiente manera.
    1. Coloque el ratón en la cámara de isoflurano de la máquina de anestesia para animales pequeños. Ajuste el flujo de O2 a 300-500 ml/ min y el isoflurano al 3%-4%. Después de suficiente anestesia, cuando el ratón se vuelve inmóvil con una respiración lenta y estable, transfiera el ratón al aparato estereotáxico con una almohadilla térmica.
    2. Cambie la salida de gas de la cámara a la máscara de anestesia y ajuste el isoflurano al 1% - 1.5% para mantener al ratón en el estado de anestesia. Espere hasta que el ratón esté completamente anestesiado, inyecte ketoprofeno (3 – 5 mg / kg) por vía intraperitoneal para aliviar el dolor. Antes de la operación, pellizque los dedos de los pies del ratón y compruebe su reacción para confirmar la anestesia exitosa8.
    3. Cuando el ratón es anestesiado, no puede regular su temperatura corporal. Por lo tanto, controle y regule la temperatura corporal del ratón durante la cirugía. Para mantener los globos oculares del ratón húmedos mientras está bajo anestesia, cubra la superficie de los globos oculares con ungüento ocular de eritromicina.
  4. Asegure la cabeza del ratón en el aparato estereotáxico con barra dental y barras para los oídos. (Figura 1A).
  5. Use una maquinilla de afeitar para eliminar el vello de la parte superior de la cabeza. Desinfectar la piel de la cabeza con tres ciclos de betadina y etanol al 75%. Para preocupaciones éticas, cubra el cuerpo del animal, excepto el sitio de la cirugía. Usando un bisturí, haga una incisión sagital media de 1 cm de largo de la piel desde la base del cuello hasta entre los ojos para exponer el cráneo (Figura 1B).
  6. Limpie suavemente la superficie del cráneo con un hisopo de algodón estéril que contenga 30% de peróxido de hidrógeno para visualizar las suturas craneales (Figura 1C). Ajuste la altura de la barra dental y las barras de la oreja para colocar el punto lambda y el punto bregma a la misma altura (es decir, con las mismas coordenadas del eje Z cuando la punta de la aguja toca los puntos), de modo que la sutura sagital sea horizontal.
  7. Coloque suavemente la punta de la aguja de la jeringa de microlitro (10 μL, 33 G) en el punto bregma y restablezca las coordenadas x, y y z a 0 (Figura 1D). Mueva la jeringa al lugar de inyección (x: 1,04; y: 1,0, es decir, 1,04 mm lateral a la línea media y 1,0 mm posterior al punto bregma) según el indicador de la lectura digital (Figura 1E).
  8. Perfore lentamente un pequeño orificio de rebaba a través del cráneo en el sitio de inyección sin penetrar la duramadre con una aguja de jeringa de 1 ml (26 G, 0,45 mm) (Figura 1F). Inserte lentamente la aguja de la jeringa de microlitro en el tejido cerebral a través del orificio hasta que se alcance una cierta profundidad (z = -1,62 mm para la mayoría de los ratones P56) (Figura 1G).
    NOTA: Empíricamente, la profundidad de inserción de -1,62 mm permite que la punta de la aguja alcance la mitad del cuerpo calloso de la mayoría de los ratones P56, de modo que la lisolecitina pueda administrarse directamente en el cuerpo calloso para inducir la desmielinización.
  9. Inyecte 1,5 μL de lisolecitina al 1% a una velocidad de 0,3 μL/min. Después de la inyección, espere 5 minutos antes de extraer lentamente la jeringa de microlitro para evitar la fuga de líquido a lo largo de la trayectoria de la aguja de inyección.
  10. Coser la piel con 5-0 suturas quirúrgicas (Figura 1H).
  11. Coloque el ratón sobre una almohadilla térmica para evitar una caída de la temperatura corporal. Administrar una inyección subcutánea de 5 mg/kg de carprofeno cada 24 h para aliviar el dolor. Aplique ungüento de eritromicina a la incisión todos los días para asegurarse de que la herida sane correctamente. Coloque el ratón que se ha sometido a cirugía en una jaula solo y aliméntelo con alimentos húmedos hasta que se recupere por completo. Monitoree el mouse diariamente después de la operación.

Figure 1
Figura 1: Establecimiento del modelo de ratón de desmielinización inducido por lisolecitina. (A) Asegurar el ratón en el aparato estereotáxico. (B) Abra una incisión sagital media de 1 cm para exponer el cráneo. (C) Visualizar las suturas craneales. (D) Restablezca las coordenadas x, y y z a 0 en el punto de Bregma. (E) Mueva la jeringa al lugar de la inyección. (F) Perfore un agujero en el cráneo en el sitio de inyección. (G) Inserte la aguja en el tejido cerebral lentamente e inyecte lisolecitina. (H) Cose la piel. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

2. Preparación de la bomba osmótica

NOTA: Los componentes clave de la bomba se muestran en la Figura 2A.

  1. Determine la profundidad de inserción de la cánula de infusión cerebral en el cerebro. Asegúrese de que la aguja de la cánula de infusión cerebral utilizada tenga 3 mm de largo y cada espaciador de ajuste de profundidad sea de 0,5 mm. Para lograr una profundidad de inyección de 1,5 mm (cerca del calloso), coloque tres espaciadores de ajuste de profundidad a la aguja de la cánula de infusión cerebral con adhesivo tisular (Figura 2B, C).
  2. Para llenar la bomba osmótica, conecte la aguja de la jeringa que viene con el paquete de la bomba a una jeringa de 1 ml y aspire el medicamento. Sostenga la bomba en posición vertical, inserte la jeringa en la abertura en la parte superior de la bomba e inyecte lentamente el medicamento, teniendo cuidado de no crear burbujas9 (consulte la Figura 2D). Cuando el líquido salga de la abertura, saque lentamente la jeringa.
  3. Retire la brida blanca del regulador de flujo con tijeras o alicates teniendo cuidado de no doblar o aplastar el moderador de flujo. A continuación, inserte el moderador de flujo en la bomba (Figura 2E). Para determinar si hay burbujas en la bomba osmótica, pese la bomba osmótica por separado antes y después del llenado.
  4. Recorte el catéter a una cierta longitud según el tamaño del animal (catéteres de 20-25 mm para ratones P56 que pesan unos 25 g). Conecte el catéter a la cánula de infusión cerebral.
  5. Llene el catéter con medicamentos usando la jeringa sin introducir aire (Figura 2F).
  6. Conecte el catéter al moderador de flujo. Después de la fijación, asegúrese de que el catéter cubra aproximadamente 4 mm del moderador de flujo expuesto (Figura 2G).
  7. Para asegurarse de que la bomba osmótica pueda funcionar instantáneamente después de la implantación, sumerja las bombas llenas en solución salina estéril al 0,9% o PBS a 37 °C durante al menos 4 a 6 h (preferiblemente extenderse hasta la noche) para humedecer previamente la membrana semipermeable en la superficie de la bomba con soluciones que tengan la misma presión osmótica que el entorno del tejido (Figura 2H).
  8. Todas las soluciones cargadas en las bombas deben ser estériles. Las bombas ALZET se suministran estériles, habiendo sido expuestas a una dosis esterilizante de 60Co. Sin embargo, si se produce contaminación exterior, la superficie de la bomba se puede limpiar limpiándola con alcohol isopropílico (70% en agua).

Figure 2
Figura 2: Preparación de la bomba osmótica. (A) Componentes clave de la bomba osmótica. (B,C) Conecte espaciadores de ajuste de profundidad a la aguja de la cánula de infusión cerebral. (D) Llene la bomba osmótica con una jeringa de 1 ml. (E) Inserte el moderador de flujo en la bomba. (F) Llene el catéter con la jeringa. (G) Conecte el catéter al moderador de flujo. (H) Sumerja las bombas llenas en solución salina estéril al 0,9% o PBS a 37 °C. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

3. Implantación de la bomba osmótica

  1. Espere 3 días después del establecimiento del modelo de desmielinización del cuerpo calloso. Encienda el sistema de anestesia para animales pequeños. Desinfecte tijeras, pinzas y alicates hemostáticos y sumérjalos en una solución de alcohol al 75%. Coloque láminas estériles en el área quirúrgica.
  2. Anestesiar y asegurar los ratones en el aparato estereotáxico de nuevo. Cubra la superficie de los globos oculares con un ungüento para los ojos para evitar la sequedad.
  3. Desinfecte la herida original con alcohol al 75%. Abra la incisión quirúrgica que se cosió previamente (Figura 3A) y expanda la incisión a los omóplatos (Figura 3B).
  4. Separe la piel del tejido conectivo subcutáneo con alicates hemostáticos o pinzas en la escápula para abrir una cavidad (Figura 3C). Coloque la bomba osmótica en la cavidad (Figura 3D, E).
  5. Con un hisopo de algodón, limpie suavemente y exponga el agujero de alfiler en la superficie del cráneo creado al establecer el modelo de desmielinización (ver paso 1.8). Inserte la cánula de infusión cerebral a través de este agujero perpendicularmente y asegúrela en el cráneo rápidamente con adhesivo tisular (Figura 3F).
  6. Retire la pestaña extraíble sobre la cánula de infusión cerebral con un par de tijeras (Figura 3G, H). Alternativamente, retire la pestaña primero antes de insertar la cánula para evitar temblores en este proceso.
  7. Suturar la incisión o unirla con adhesivo tisular (Figura 3I).
  8. Después de la cirugía, coloque el ratón en una almohadilla térmica para evitar una caída de la temperatura corporal. Administrar una inyección subcutánea de 5 mg/kg de carprofeno cada 24 h para aliviar el dolor. Aplique ungüento de eritromicina a la incisión todos los días para asegurarse de que la herida sane correctamente. Coloque al animal solo en una jaula y aliméntelo con alimentos húmedos hasta que se recupere por completo. Monitoree a los ratones todos los días y verifique si la cánula de infusión cerebral estaba firmemente unida.
  9. Eutanasiar al ratón 11 días después de la cirugía inyectando 150-200 mg/kg de pentobarbital sódico por vía intraperitoneal seguido de perfusión transcárdica con formaldehído al 4%.
  10. Para verificar que la solución se administra normalmente, retire cuidadosamente la bomba osmótica y mida el volumen residual en el depósito de la bomba antes de la disección cerebral.
    1. Para medir el volumen residual, retire la cánula de infusión cerebral, conecte una jeringa de 1 ml al catéter y luego aspire la solución restante para determinar su volumen. Compare el volumen residual real con el volumen residual teórico (volumen inicial - velocidad media de bombeo * duración de la infusión).
      NOTA: El volumen residual excesivo indica una infusión fallida, que puede deberse a la oclusión del catéter o al mal funcionamiento de la bomba.

Figure 3
Figura 3: Implantación de la bomba osmótica. (A) Abra la incisión quirúrgica. (B) Expanda la incisión hasta los omóplatos. (C) Separe la piel del tejido conectivo subcutáneo para formar una cavidad. (D,E) Coloque la bomba osmótica en la cavidad. (F) Inserte la cánula de infusión cerebral en el agujero de alfiler en la superficie del cráneo y asegúrela firmemente en el cráneo. (G,H) Retire la pestaña extraíble de la cánula. (I) Suturar la incisión. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

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Representative Results

Para verificar el efecto de la bomba osmótica en la investigación de la regeneración de mielina, se creó un modelo de desmielinización inducida por lisolecitina en ratones P56, seguido de la implantación de bombas osmóticas que contienen UM206 (1 mg en solución salina al 1,5 ml al 0,9%), un péptido con una vida media corta y una permeabilidad deficiente a BBB que se ha informado recientemente que promueve la remielinización10 . Se utilizó solución salina al 0,9% como control. Catorce días después del establecimiento del modelo, los ratones fueron perfundidos transcárdicamente con formaldehído al 4% para aislar los cerebros para el seccionamiento, seguido de hibridación in situ y microscopía electrónica de transmisión para evaluar el nivel de remielinización.

La tinción de DAPI reveló el agujero de alfiler en el tejido cerebral justo encima de la sustancia blanca, lo que indica la implantación exitosa de la cánula de infusión cerebral de la bomba osmótica (Figura 4A). En el experimento de hibridación in situ, se utilizó la sonda MAG del marcador de oligodendrocitos maduros para etiquetar oligodendrocitos recién diferenciados como se muestra en estudios previos 10,11,12. Los resultados mostraron que el tratamiento UM206 produjo más células MAG positivas en la región desmielinizada que el grupo control (Figura 4B). La microscopía electrónica de transmisión de la región desmielinizada también mostró que el número de axones mielinizados aumentó en el grupo de tratamiento UM206 en comparación con el grupo de control (Figura 4C), lo que sugiere que UM206 indujo un mayor nivel de remielinización. Estos resultados muestran que la bomba osmótica puede administrar fármacos de manera eficiente al cuerpo calloso en la investigación de remielinización.

Figure 4
Figura 4: Resultados representativos. (A) Imagen representativa de la rebanada teñida con DAPI que muestra el agujero de alfiler en el tejido cerebral. Barra de escala: 1.000 μm. (B) Imágenes representativas que muestran la hibridación in situ de MAG en la región desmielinizada como lo muestra la tinción DAPI. El tratamiento con UM206 aumentó el número de oligodendrocitos marcados con MAG. Barra de escala: 100 μm. (C) Imágenes representativas de microscopía electrónica de transmisión de la región desmielinizada. El tratamiento con UM206 aumentó el número de axones mielinizados. Barra de escala: 10 μm. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

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Discussion

Este protocolo describe la bomba osmótica como una nueva técnica de administración de fármacos para la investigación de la regeneración de mielina, que puede administrar medicamentos directamente al sitio de tratamiento y permitir la administración constante de fármacos durante un período prolongado, creando una concentración estable de fármacos en el microambiente del sistema nervioso central en toda la duración experimental. En comparación con otros métodos de administración de fármacos, la bomba osmótica es más propicia para mantener la concentración del fármaco en la lesión de desmielinización13. Por ejemplo, para ciertos factores neurotróficos, la medicación sistémica no puede lograr ningún efecto debido a la baja concentración del medicamento en el sitio de la lesión. Pero si se aumenta la dosis, los efectos secundarios serán más significativos14. En tales casos, la administración a un sitio específico a través de una bomba osmótica puede reducir los efectos secundarios periféricos de manera efectiva15. Además, muchos fármacos relacionados con la regeneración de mielina tienen una permeabilidad deficiente de la barrera hematoencefálica (BBB) o muestran una vida media corta in vivo debido a la susceptibilidad a la degradación proteolítica. Estos problemas podrían ser bien abordados por bombas osmóticas.

Sin embargo, el método de la bomba osmótica no está exento de advertencias y limitaciones. En primer lugar, al ser un sistema invasivo de administración de fármacos, inevitablemente causa daño al tejido cerebral y neuroinflamación en el sitio de inserción de la cánula de infusión cerebral, lo que podría oscurecer el efecto de los medicamentos. Por lo tanto, se debe establecer un grupo de control adecuado solo con disolventes. En segundo lugar, algunos medicamentos requieren disolventes como el dimetilsulfóxido (DMSO), N-metil-2-pirrolidona (NMP) para disolverse, pero estos disolventes son incompatibles con el material del depósito y pueden causar una falla significativa de las bombas. Por ejemplo, se ha demostrado que las altas concentraciones de dimetilsulfóxido (DMSO) y PEG400 afectan negativamente a la liberación de la bomba y pueden no ser adecuadas para su uso en bombas osmóticas 16,17,18. En tercer lugar, los fármacos que son inestables a 37 °C podrían no ser adecuados para la infusión a largo plazo utilizando la bomba osmótica. Todas estas cuestiones son dignas de atención si se planea aplicar la bomba osmótica.

Varios pasos en este protocolo requieren atención adicional durante los experimentos. Para el funcionamiento normal de las bombas osmóticas, los investigadores deben asegurarse de que la bomba osmótica se ensamble correctamente y que no se introduzca ninguna burbuja en la bomba, lo que de lo contrario socavará en gran medida la eficiencia de la infusión. Además, la oclusión del catéter o el mal funcionamiento de la bomba osmótica pueden causar fallas en la infusión19, que podrían determinarse mediante la medición del volumen residual en el depósito de la bomba después del experimento. Para la aplicación de la bomba osmótica en ratones más jóvenes con tamaños cerebrales más pequeños, se recomienda un experimento de prueba para garantizar una profundidad de inserción adecuada. Además, la cánula de infusión cerebral debe estar firmemente asegurada en el cráneo para minimizar su movimiento durante la infusión.

En la actualidad, muchos estudios in vitro han encontrado una variedad de medicamentos que pueden promover la regeneración de mielina, pero debido a la mala permeabilidad de BBB, la vida media corta y otros problemas, estos medicamentos son difíciles de validar con éxito in vivo. Por lo tanto, la bomba osmótica es de gran valor para el campo de la investigación de la regeneración de mielina del sistema nervioso central, especialmente relevante para aquellos medicamentos con una vida media corta, poca permeabilidad a BBB y efectos secundarios periféricos obvios.

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Disclosures

Los autores declaran que no hay conflictos de intereses.

Acknowledgments

Este trabajo fue apoyado por subvenciones de la Fundación Nacional de Ciencias de la Naturaleza de China (NSFC 32070964, 31871045) a J.N. y la Fundación de Investigación Básica de Shenzhen (JCYJ20210324121214039) a Y.S.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Anesthesia Air Pump RWD R510-29 E05818-006
Brain Infusion kit 3 ALZET 0008851 1-3 mm
Carprofen Macklin C830557-1g 5 mg/kg every 24 h
Erythromycin eye ointment Along technology YCKJ-RJ-024780 Cover the surface of the eyeballs during anesthesia
Erythromycin ointment pythonbio RG180
Gas Evacuation Apparatus RWD R546W E05518-002
L-α-Lysophosphatidylcholine Sigma L0906 Dissolve at 1% with sterile PBS
Microliter Syringe Hamilton 65460-05 Syringe Series:1700, 10 µL, 33 gauge
Micro-smotic pump model 1002 ALZET 0004317 0.25 µL per hour, 14 days
PBS (pH = 7.3) ORIGENE ZLI-9061
Pentobarbital sodium Shanghai Civi CAS NO: 57-33-0 150-200 mg/kg intraperitoneal injection for euthanasia
Small Animal Anesthesia Machine RWD R520IE E05807-006 M
Stereotaxic Equipment RWD E06382
STERI 250 sterilizer Keller 31101 Rapid sterilization of surgical instruments
Surgical sutures Shanghai jinhuan F504 5-0
Syringe needle (1 mL) Shanghai KDL 6930197811018 26 gauge (0.45 mm x 16 mm)
Testing drug and solvent Experiment dependent N/A
ThermoStar Homeothermic Monitoring System RWD 69026 Maintain body temperature during anesthesia
Vetbond Tissue adhesive 3M 1469SB Secure the brain infusion cannula , Adhere the skin incision

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References

  1. Theeuwes, F., Yum, S. I. Principles of the design and operation of generic osmotic pumps for the delivery of semisolid or liquid drug formulations. Annals of Biomedical Engineering. 4 (4), 343-353 (1976).
  2. Herrlich, S., Spieth, S., Messner, S., Zengerle, R. Osmotic micropumps for drug delivery. Advanced Drug Delivery Reviews. 64 (14), 1617-1627 (2012).
  3. Wei, E., Loh, H. Physical dependence of opiate-like peptides. Science. 193 (4259), 1262-1263 (1976).
  4. Pettigrew, J. D., Kasamatsu, T. Local perfusion of noradrenaline maintains visual cortical plasticity. Nature. 271 (5647), 761-763 (1978).
  5. Wang, Y., et al. Reduced oligodendrocyte precursor cell impairs astrocytic development in early life stress. Advanced Science (Weinheim). 8 (16), 2101181 (2021).
  6. Tang, C., et al. Neural stem cells behave as a functional niche for the maturation of newborn neurons through the secretion of PTN. Neuron. 101 (1), 32-44 (2019).
  7. Watanabe, S., Komine, O., Endo, F., Wakasugi, K., Yamanaka, K. Intracerebroventricular administration of Cystatin C ameliorates disease in SOD1-linked amyotrophic lateral sclerosis mice. Journal of Neurochemistry. 145 (1), 80-89 (2018).
  8. DeVos, S. L., Miller, T. M. Direct intraventricular delivery of drugs to the rodent central nervous system. Journal of Visualized Experiments: JoVE. , e50326 (2013).
  9. Tang, C., Guo, W. Implantation of a mini-osmotic pump plus stereotactical injection of retrovirus to study newborn neuron development in adult mouse hippocampus. STAR Protocols. 2 (1), 100374 (2021).
  10. Niu, J., et al. Oligodendroglial ring finger protein Rnf43 is an essential injury-specific regulator of oligodendrocyte maturation. Neuron. 109 (19), 3104-3118 (2021).
  11. Breitschopf, H., Suchanek, G., Gould, R. M., Colman, D. R., Lassmann, H. In situ hybridization with digoxigenin-labeled probes: sensitive and reliable detection method applied to myelinating rat brain. Acta Neuropathologica. 84 (6), 581-587 (1992).
  12. Cree, B. A. C., et al. Clemastine rescues myelination defects and promotes functional recovery in hypoxic brain injury. Brain. 141 (1), 85-98 (2018).
  13. Eckenhoff, B., Yum, S. I. The osmotic pump: novel research tool for optimizing drug regimens. Biomaterials. 2 (2), 89-97 (1981).
  14. Thoenen, H., Sendtner, M. Neurotrophins: from enthusiastic expectations through sobering experiences to rational therapeutic approaches. Nature Neuroscience. 5, 1046-1050 (2002).
  15. Hagg, T. Intracerebral infusion of neurotrophic factors. Methods in Molecular Biology. 399, 167-180 (2007).
  16. Bittner, B., Thelly, T., Isel, H., Mountfield, R. J. The impact of co-solvents and the composition of experimental formulations on the pump rate of the ALZET osmotic pump. International Journal of Pharmaceutics. 205 (1-2), 195-198 (2000).
  17. Arnot, M. I., Bateson, A. N., Martin, I. L. Dimethyl sulfoxide/propylene glycol is a suitable solvent for the delivery of diazepam from osmotic minipumps. Journal of Pharmacological and Toxicological Methods. 36 (1), 29-31 (1996).
  18. Gullapalli, R., et al. Development of ALZET osmotic pump compatible solvent compositions to solubilize poorly soluble compounds for preclinical studies. Drug Delivery. 19 (5), 239-246 (2012).
  19. White, J. D., Schwartz, M. W. Using osmotic minipumps for intracranial delivery of amino acids and peptides. Methods in Neurosciences. 21, 187-200 (1994).

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