Summary
Demyelinisatie vindt plaats bij meerdere ziekten van het centrale zenuwstelsel. Een betrouwbare in vivo medicijnafgiftetechniek is noodzakelijk voor het remyeliniseren van drugstests. Dit protocol beschrijft een op osmotische pomp gebaseerde methode die langdurige medicijnafgifte rechtstreeks in het hersenparenchym mogelijk maakt en de biologische beschikbaarheid van het geneesmiddel verbetert, met brede toepassing in remyelinisatieonderzoek.
Abstract
Demyelinisatie is niet alleen geïdentificeerd bij multiple sclerose (MS), maar ook bij andere ziekten van het centrale zenuwstelsel, zoals de ziekte van Alzheimer en autisme. Omdat er aanwijzingen zijn dat remyelinisatie de ziektesymptomen effectief kan verbeteren, is er een toenemende focus op de ontwikkeling van geneesmiddelen om het myelineregeneratieproces te bevorderen. Er is dus een regio-selecteerbare en resultaat-betrouwbare medicijnafgiftetechniek nodig om de efficiëntie en specificiteit van deze geneesmiddelen in vivo te testen. Dit protocol introduceert het osmotische pompimplantaat als een nieuwe benadering van medicijnafgifte in het door lysolecithine geïnduceerde demyelinisatiemuismodel. De osmotische pomp is een klein implanteerbaar apparaat dat de bloed-hersenbarrière (BBB) kan omzeilen en geneesmiddelen gestaag en direct aan specifieke delen van de muizenhersenen kan leveren. Het kan ook effectief de biologische beschikbaarheid van geneesmiddelen zoals peptiden en eiwitten met een korte halfwaardetijd verbeteren. Daarom is deze methode van grote waarde op het gebied van onderzoek naar myelineregeneratie van het centrale zenuwstelsel.
Introduction
De osmotische pomp is een klein implanteerbaar apparaat dat de oplossing loslaat. Het kan worden gebruikt voor systemische toediening wanneer het subcutaan of in de buikholte wordt geïmplanteerd. Het oppervlak van de osmotische pomp is een semi-permeabel membraan en de binnenkant is een doorlatende laag. De osmotische pomp werkt door gebruik te maken van het osmotische drukverschil tussen de osmotische laag en de weefselomgeving waar de pomp wordt geïmplanteerd. De hoge osmolaliteit van de osmotische laag zorgt ervoor dat het water in het weefsel via het semi-permeabele membraan op het pompoppervlak in de osmotische laag stroomt. De osmotische laag zet uit en comprimeert het flexibele reservoir in de pomp, waardoor de oplossing gedurende een bepaalde tijd met een bepaalde snelheid uit het flexibele reservoir wordt verplaatst1. De pomp heeft drie verschillende reservoirvolumes, 100 μL, 200 μL en 2 ml, met hun leveringssnelheden variërend van 0,11 μL / h tot 10 μL / h. Afhankelijk van het geselecteerde pomptype kan het apparaat werken van 1 dag tot 6 weken2. In dit protocol wordt een osmotische pomp van 100 μL met een overdrachtssnelheid van 0,25 μL/h gebruikt die 14 dagen kan werken.
In de jaren 1970 werd de osmotische pomp gebruikt in neurowetenschappelijk onderzoek 3,4. Wei et al. namen bijvoorbeeld de osmotische pompbenadering over om opioïde peptiden in de ventrikel te injecteren in een onderzoek naar drugsverslaving3. Na continue verbetering is de osmotische pomp nu gebruikt in de studie van de gecontroleerde afgifte van duizenden geneesmiddelen, waaronder peptiden, groeifactoren, verslavende geneesmiddelen, hormonen, steroïden, antilichamen, enzovoort. Bovendien kan het, met speciale katheters (Brain Infusion Kits) bevestigd, worden gebruikt voor gerichte infusie naar specifieke weefsels of organen, waaronder het ruggenmerg, de hersenen, de milt en de lever 5,6,7.
In de studie van remyelinisatie is aangetoond dat veel geneesmiddelen myelineregeneratie in vitro bevorderen, maar de meeste hebben in vivo geen significante effecten bereikt, mogelijk vanwege het ontbreken van een geschikte toedieningsmethode. Traditionele toedieningsmethoden zoals intraperitoneale injectie, subcutane injectie en intragastrische toediening hebben beperkingen in de biologische beschikbaarheid van de geneesmiddelen. Bovendien hebben sommige geneesmiddelen een slechte bloed-hersenbarrièredoorlaatbaarheid, wat hun toegang tot het hersenparenchym ondermijnt. Samen vragen deze beperkingen om een nieuwe efficiënte leveringsmethode. In combinatie met de herseninfuuskits kunnen osmotische pompen de bloed-hersenbarrière omzeilen en geneesmiddelen rechtstreeks aan het corpus callosum leveren, wat de biologische beschikbaarheid van geneesmiddelen effectief verbetert, vooral voor sommige polypeptide- en eiwitgeneesmiddelen met een korte halfwaardetijd. Daarom is de osmotische pomp als nieuwe medicijnafgiftetechniek van grote waarde op het gebied van myelineregeneratieonderzoek van het centrale zenuwstelsel. De toepassing van deze techniek zal hieronder in detail worden geïntroduceerd.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Alle dierprocedures werden uitgevoerd volgens institutionele richtlijnen en protocollen die zijn goedgekeurd door de dierenwelzijns- en ethische commissie van de Derde Militaire Medische Universiteit.
1. Vaststelling van het door lysolecithine geïnduceerde demyelinisatiemuismodel
- Bereid 1% lysolecithine (ook wel L-α-Lysophosphatidylcholine) oplossing met steriele PBS.
- Steriliseer scharen, tangen, gebogen hemostaat en andere chirurgische instrumenten door autoclaafsterilisatie. Steriliseer het operatiegebied en leg steriele vellen neer. Alle materialen en reagentia die voor operaties worden gebruikt, moeten aseptisch worden bereid. Het is belangrijk om het operatiegebied steriel te houden tijdens de procedure.
- Verdoving een postnatale dag 56 (P56) C57BL6 muis als volgt.
- Plaats de muis in de isofluraankamer van het anesthesieapparaat voor kleine dieren. Stel het O2-debiet in op 300-500 ml/min en isofluraan op 3%-4%. Na voldoende anesthesie, wanneer de muis onbeweeglijk wordt met een langzame en stabiele ademhaling, brengt u de muis over naar het stereotaxische apparaat met een verwarmingskussen.
- Schakel de gasuitvoer van de kamer naar het anesthesiemasker en pas isofluraan aan op 1% - 1,5% om de muis in de anesthesietoestand te houden. Wacht tot de muis volledig is verdoofd, injecteer ketoprofen (3 - 5 mg / kg) intraperitoneaal om pijn te verlichten. Knijp vóór de operatie in de tenen van de muis en controleer de reactie om succesvolle anesthesie te bevestigen8.
- Wanneer de muis wordt verdoofd, kan deze zijn lichaamstemperatuur niet reguleren. Controleer en regel daarom de lichaamstemperatuur van de muis tijdens de operatie. Om de oogbollen van de muis vochtig te houden terwijl ze onder narcose zijn, bedek het oppervlak van de oogbollen met erytromycine oogzalf.
- Bevestig de muiskop in het stereotaxische apparaat met tandbalk en oorstaven. (Figuur 1A).
- Gebruik een scheermes om het haar van de bovenkant van het hoofd te verwijderen. Reinig de hoofdhuid met drie cycli betadine en 75% ethanol. Voor ethische overwegingen, bedek het dierlijke lichaam, behalve de operatieplaats. Maak met behulp van een scalpel een 1 cm lange mid-sagittale incisie van de huid vanaf de basis van de nek tot tussen de ogen om de schedel bloot te leggen (figuur 1B).
- Veeg het oppervlak van de schedel voorzichtig af met een steriel wattenstaafje met 30% waterstofperoxide om de schedelnaden te visualiseren (figuur 1C). Pas de hoogte van de tandstang en oorstaven aan om het lambdapunt en bregmapunt op dezelfde hoogte te plaatsen (d.w.z. met dezelfde z-ascoördinaten wanneer de naaldpunt de punten raakt), zodat de sagittale hechting horizontaal is.
- Plaats voorzichtig de punt van de injectienaald van de microliter (10 μL, 33 G) op het bregmapunt en stel de coördinaten x, y en z opnieuw in op 0 (figuur 1D). Verplaats de spuit naar de injectieplaats (x: 1,04; y: 1,0, d.w.z. 1,04 mm lateraal naar de middellijn en 1,0 mm achteraan naar het bregmapunt) volgens de prompt van de digitale uitlezing (figuur 1E).
- Boor langzaam een klein braamgat door de schedel op de injectieplaats zonder de dura te penetreren met een spuitnaald van 1 ml (26 G, 0,45 mm) (figuur 1F). Steek de injectienaald van de microliter langzaam in het hersenweefsel door het gat totdat een bepaalde diepte is bereikt (z = -1,62 mm voor de meeste P56-muizen) (figuur 1G).
OPMERKING: Empirisch gezien zorgt de inbrengdiepte van -1,62 mm ervoor dat de naaldpunt het midden van het corpus callosum van de meeste P56-muizen kan bereiken, zodat de lysolecithine rechtstreeks in het corpus callosum kan worden afgeleverd om demyelinisatie te induceren. - Injecteer 1,5 μL 1% lysolecithine met een snelheid van 0,3 μL/min. Wacht na de injectie 5 minuten voordat u de microliterspuit langzaam uittrekt om te voorkomen dat vloeistof langs het injectienaaldpad lekt.
- Steek de huid met 5-0 chirurgische hechtingen (figuur 1H).
- Plaats de muis op een verwarmingskussen om een daling van de lichaamstemperatuur te voorkomen. Dien elke 24 uur een subcutane injectie van 5 mg/kg carprofen toe om de pijn te verlichten. Breng erytromycinezalf elke dag aan op de incisie om ervoor te zorgen dat de wond goed geneest. Plaats de muis die een operatie heeft ondergaan alleen in een kooi en voed hem met vochtig voedsel totdat hij volledig hersteld is. Controleer de muis dagelijks na de operatie.
Figuur 1: Vaststelling van het door lysolecithine geïnduceerde demyelinisatiemuismodel. (A) Beveilig de muis in het stereotaxische apparaat. (B) Open een 1 cm mid-sagittale incisie om de schedel bloot te leggen. (C) Visualiseer de schedelnaden. (D) Stel de x-, y- en z-coördinaten opnieuw in op 0 op het Bregma-punt. (E) Verplaats de spuit naar de injectieplaats. (F) Boor een gat in de schedel op de injectieplaats. (G) Steek de naald langzaam in het hersenweefsel en injecteer lysolecithine. (H) Steek de huid. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
2. Voorbereiding van de osmotische pomp
OPMERKING: De belangrijkste onderdelen van de pomp zijn weergegeven in figuur 2A.
- Bepaal de diepte van het inbrengen van de herseninfuuscanule in de hersenen. Zorg ervoor dat de naald van de gebruikte herseninfuuscanule 3 mm lang is en dat elke afstandsafstand voor diepteverstelling 0,5 mm is. Om een injectiediepte van 1,5 mm (dicht bij het callosum) te bereiken, bevestigt u drie afstandhouders voor diepteverstelling aan de naald van de herseninfuuscanule met weefsellijm (figuur 2B, C).
- Om de osmotische pomp te vullen, bevestigt u de naald van de spuit die bij het pomppakket wordt geleverd aan een spuit van 1 ml en zuigt u het medicijn op. Houd de pomp rechtop, steek de spuit in de opening aan de bovenkant van de pomp en injecteer het medicijn langzaam, waarbij u voorzichtig bent om geen bubbels9 te creëren (zie figuur 2D). Wanneer de vloeistof uit de opening stroomt, trekt u de spuit er langzaam uit.
- Verwijder de witte flens van de stroomregelaar met een schaar of tang en zorg ervoor dat u de stroommoderator niet buigt of verplettert. Plaats vervolgens de stroommoderator in de pomp (figuur 2E). Om te bepalen of er belletjes in de osmotische pomp zitten, weegt u de osmotische pomp apart voor en na het vullen.
- Trim de katheter tot een bepaalde lengte afhankelijk van de grootte van het dier (katheters van 20-25 mm voor P56-muizen die ongeveer 25 g wegen). Bevestig de katheter aan de herseninfuuscanule.
- Vul de katheter met geneesmiddelen met behulp van de spuit zonder lucht in te brengen (figuur 2F).
- Sluit de katheter aan op de flowmoderator. Zorg er na bevestiging voor dat de katheter ongeveer 4 mm van de blootgestelde stroommoderator bedekt (figuur 2G).
- Om ervoor te zorgen dat de osmotische pomp direct na implantatie kan werken, dompelt u de gevulde pompen onder in steriele 0,9% zoutoplossing of PBS bij 37 °C gedurende ten minste 4 tot 6 uur (bij voorkeur uit te breiden tot een nacht) om het semi-permeabele membraan op het pompoppervlak voor te bevochtigen met oplossingen die dezelfde osmotische druk hebben als de weefselomgeving (figuur 2H).
- Alle oplossingen die in de pompen worden geladen, moeten steriel zijn. ALZET-pompen worden steriel geleverd, nadat ze zijn blootgesteld aan een steriliserende dosis van 60Co. Als er echter verontreiniging van buitenaf optreedt, kan het oppervlak van de pomp worden gereinigd door het af te vegen met isopropylalcohol (70% in water).
Figuur 2: Voorbereiding van de osmotische pomp. (A) Belangrijkste componenten van de osmotische pomp. (B,C) Bevestig afstandhouders met diepteverstelling aan de naald van de herseninfuuscanule. (D) Vul de osmotische pomp met een spuit van 1 ml. (E) Plaats de stroommoderator in de pomp. (F) Vul de katheter met de spuit. (G) Sluit de katheter aan op de stroommoderator. (H) Dompel de gevulde pompen onder in steriele 0,9% zoutoplossing of PBS bij 37 °C. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
3. Implantatie van de osmotische pomp
- Wacht 3 dagen na het opzetten van het corpus callosum demyelinisatiemodel. Schakel het anesthesiesysteem voor kleine dieren in. Desinfecteer scharen, pincetten en hemostatische tangen en week ze in 75% alcoholoplossing. Leg steriele vellen in het operatiegebied.
- Verdoven en zet de muizen weer vast op het stereotaxische apparaat. Bedek het oppervlak van de oogbollen met een oogzalf om uitdroging te voorkomen.
- Desinfecteer de originele wond met 75% alcohol. Open de chirurgische incisie die eerder is gehecht (figuur 3A) en breid de incisie uit naar de schouderbladen (figuur 3B).
- Scheid de huid van het onderhuidse bindweefsel met een hemostatische tang of pincet bij het schouderblad om een holte te openen (figuur 3C). Plaats de osmotische pomp in de holte (figuur 3D,E).
- Veeg met een wattenstaafje voorzichtig het gaatje op het oppervlak van de schedel dat is ontstaan bij het vaststellen van het demyelinisatiemodel (zie stap 1.8). Steek de herseninfuuscanule loodrecht door dit gaatje en zet deze snel op de schedel vast met weefsellijm (figuur 3F).
- Verwijder het verwijderbare lipje boven de herseninfuuscanule met een schaar (figuur 3G, H). U kunt ook eerst het lipje verwijderen voordat u de canule inbrengt om schudden tijdens dit proces te voorkomen.
- Steek de incisie of bevestig deze met weefsellijm (figuur 3I).
- Plaats de muis na de operatie op een verwarmingskussen om een daling van de lichaamstemperatuur te voorkomen. Dien elke 24 uur een subcutane injectie van 5 mg/kg carprofen toe om de pijn te verlichten. Breng erytromycinezalf elke dag aan op de incisie om ervoor te zorgen dat de wond goed geneest. Plaats het dier alleen in een kooi en voer met vochtig voedsel totdat het volledig hersteld is. Controleer de muizen elke dag en controleer of de herseninfuuscanule stevig vastzat.
- Euthanaseer de muis 11 dagen na de operatie door 150-200 mg/kg Pentobarbital natrium intraperitoneaal te injecteren, gevolgd door transcardiaal perfuseren met 4% formaldehyde.
- Om te controleren of de oplossing normaal wordt toegediend, verwijdert u zorgvuldig de osmotische pomp en meet u het restvolume in het pompreservoir vóór hersendissectie.
- Om het resterende volume te meten, verwijdert u de herseninfuuscanule, bevestigt u een spuit van 1 ml aan de katheter en zuigt u vervolgens de resterende oplossing op om het volume ervan te bepalen. Vergelijk het werkelijke restvolume met het theoretische restvolume (initieel volume - gemiddelde pompsnelheid * infusieduur).
OPMERKING: Overmatig restvolume duidt op een mislukte infusie, die te wijten kan zijn aan katheterocclusie of pompstoring.
- Om het resterende volume te meten, verwijdert u de herseninfuuscanule, bevestigt u een spuit van 1 ml aan de katheter en zuigt u vervolgens de resterende oplossing op om het volume ervan te bepalen. Vergelijk het werkelijke restvolume met het theoretische restvolume (initieel volume - gemiddelde pompsnelheid * infusieduur).
Figuur 3: Implantatie van de osmotische pomp. (A) Open de chirurgische incisie. (B) Breid de incisie uit naar de schouderbladen. (C) Scheid de huid van onderhuids bindweefsel om een holte te maken. (D,E) Plaats de osmotische pomp in de holte. (F) Plaats de canule met herseninfusie in het gaatje op het oppervlak van de schedel en zet deze stevig vast op de schedel. (G,H) Verwijder het verwijderbare lipje uit de canule. (I) Hecht de incisie. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Om het effect van de osmotische pomp in myelineregeneratieonderzoek te verifiëren, werd een door lysolecithine geïnduceerd demyelinisatiemodel gemaakt bij P56-muizen, gevolgd door implantatie van osmotische pompen met UM206 (1 mg in 1,5 ml 0,9% zoutoplossing), een peptide met een korte halfwaardetijd en slechte BBB-permeabiliteit waarvan onlangs is gemeld dat het remyelinisatiebevordert 10 . 0,9% zoutoplossing werd gebruikt als controle. Veertien dagen na de modelopstelling werden muizen transcardiaal geperfuseerd met 4% formaldehyde om de hersenen te isoleren voor sectie, gevolgd door in situ hybridisatie en transmissie-elektronenmicroscopie om het remyelinisatieniveau te evalueren.
Kleuring van DAPI onthulde het gaatje in het hersenweefsel net boven de witte stof, wat wijst op een succesvolle implantatie van de herseninfuuscanule van de osmotische pomp (figuur 4A). In het in-situ hybridisatie-experiment werd de volwassen oligodendrocytmarker MAG-sonde gebruikt om nieuw gedifferentieerde oligodendrocyten te labelen, zoals aangetoond in eerdere studies 10,11,12. De resultaten toonden aan dat de UM206-behandeling meer MAG-positieve cellen opleverde in het gedemyeliniseerde gebied dan de controlegroep (figuur 4B). Transmissie-elektronenmicroscopie van het gedemyeliniseerde gebied toonde ook aan dat het aantal gemyeliniseerde axonen was toegenomen in de UM206-behandelingsgroep in vergelijking met de controlegroep (figuur 4C), wat suggereert dat UM206 een hoger niveau van remyelinisatie veroorzaakte. Deze resultaten tonen aan dat de osmotische pomp efficiënt geneesmiddelen kan leveren aan het corpus callosum in het remyelinisatieonderzoek.
Figuur 4: Representatieve resultaten. (A) Representatief beeld van DAPI-gekleurde plak met het gaatje in het hersenweefsel. Schaalbalk: 1.000 μm. (B) Representatieve afbeeldingen met in situ hybridisatie van MAG in het gedemyeliniseerde gebied zoals getoond door DAPI-kleuring. UM206-behandeling verhoogde het aantal MAG-gelabelde oligodendrocyten. Schaalbalk: 100 μm. (C) Representatieve transmissie-elektronenmicroscopiebeelden van het gedemyeliniseerde gebied. UM206-behandeling verhoogde het aantal gemyeliniseerde axonen. Schaalbalk: 10 μm. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Dit protocol beschrijft de osmotische pomp als een nieuwe medicijnafgiftetechniek voor myelineregeneratieonderzoek, die geneesmiddelen rechtstreeks op de behandelingsplaats kan afleveren en een consistente medicijnafgifte gedurende een langere periode mogelijk maakt, waardoor een stabiele medicijnconcentratie in de micro-omgeving van het centrale zenuwstelsel ontstaat gedurende de gehele experimentele duur. In vergelijking met andere toedieningsmethoden voor geneesmiddelen is de osmotische pomp meer bevorderlijk voor het handhaven van de geneesmiddelconcentratie in de demyelinisatielaesie13. Voor bepaalde neurotrofe factoren kan systemische medicatie bijvoorbeeld geen effect bereiken vanwege de lage concentratie van het medicijn op de plaats van de laesie. Maar als de dosering wordt verhoogd, zullen de bijwerkingen significanter zijn14. In dergelijke gevallen kan toediening aan een specifieke locatie via een osmotische pomp perifere bijwerkingen effectief verminderen15. Bovendien hebben veel myelineregeneratiegerelateerde geneesmiddelen een slechte bloed-hersenbarrière (BBB) permeabiliteit of vertonen ze een korte in vivo halfwaardetijd als gevolg van gevoeligheid voor proteolytische afbraak. Deze problemen kunnen goed worden aangepakt door osmotische pompen.
De osmotische pompmethode is echter niet zonder kanttekeningen en beperkingen. Ten eerste, omdat het een invasief medicijnafgiftesysteem is, veroorzaakt het onvermijdelijk hersenweefselbeschadiging en neuro-inflammatie op de plaats van het inbrengen van canules in de herseneninfusie, wat het effect van de medicijnen zou kunnen verdoezelen. Er moet dus een goede controlegroep met alleen oplosmiddelen worden opgezet. Ten tweede vereisen sommige geneesmiddelen oplosmiddelen zoals dimethylsulfoxide (DMSO), N-methyl-2-pyrrolidon (NMP) om op te lossen, maar deze oplosmiddelen zijn onverenigbaar met het reservoirmateriaal en kunnen een aanzienlijke storing van de pompen veroorzaken. Van hoge concentraties dimethylsulfoxide (DMSO) en PEG400 is bijvoorbeeld aangetoond dat ze de afgifte van de pomp nadelig beïnvloeden en mogelijk niet geschikt zijn voor gebruik in osmotische pompen 16,17,18. Ten derde zijn geneesmiddelen die onstabiel zijn bij 37 °C mogelijk niet geschikt voor langdurige infusie met behulp van de osmotische pomp. Al deze problemen verdienen de aandacht als u van plan bent de osmotische pomp toe te passen.
Verschillende stappen in dit protocol vragen extra aandacht tijdens de experimenten. Voor de normale werking van de osmotische pompen moeten onderzoekers ervoor zorgen dat de osmotische pomp correct wordt gemonteerd en dat er geen bel in de pomp wordt ingebracht, wat anders de infusie-efficiëntie sterk zal ondermijnen. Bovendien kan een storing in de katheterocclusie of osmotische pomp infusiefalen19 veroorzaken, wat kan worden bepaald door de meting van het restvolume in het pompreservoir na het experiment. Voor de toepassing van de osmotische pomp bij jongere muizen met kleinere hersengroottes wordt een proefexperiment aanbevolen om een geschikte inbrengdiepte te garanderen. Bovendien moet de herseninfuuscanule stevig op de schedel worden bevestigd om de beweging tijdens de infusie te minimaliseren.
Op dit moment hebben veel in vitro studies een verscheidenheid aan geneesmiddelen gevonden die myelineregeneratie kunnen bevorderen, maar vanwege de slechte BBB-permeabiliteit, korte halfwaardetijd en andere problemen, zijn deze geneesmiddelen moeilijk om met succes in vivo te worden gevalideerd. Daarom is de osmotische pomp van grote waarde voor het gebied van myelineregeneratieonderzoek van het centrale zenuwstelsel, vooral relevant voor geneesmiddelen met een korte halfwaardetijd, slechte BBB-permeabiliteit en duidelijke perifere bijwerkingen.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
De auteurs verklaren geen belangenconflicten te hebben.
Acknowledgments
Dit werk werd ondersteund door subsidies van de National Nature Science Foundation of China (NSFC 32070964, 31871045) aan J.N. en de Shenzhen Basic Research Foundation (JCYJ20210324121214039) aan Y.S.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Anesthesia Air Pump | RWD | R510-29 | E05818-006 |
| Brain Infusion kit 3 | ALZET | 0008851 | 1-3 mm |
| Carprofen | Macklin | C830557-1g | 5 mg/kg every 24 h |
| Erythromycin eye ointment | Along technology | YCKJ-RJ-024780 | Cover the surface of the eyeballs during anesthesia |
| Erythromycin ointment | pythonbio | RG180 | |
| Gas Evacuation Apparatus | RWD | R546W | E05518-002 |
| L-α-Lysophosphatidylcholine | Sigma | L0906 | Dissolve at 1% with sterile PBS |
| Microliter Syringe | Hamilton | 65460-05 | Syringe Series:1700, 10 µL, 33 gauge |
| Micro-smotic pump model 1002 | ALZET | 0004317 | 0.25 µL per hour, 14 days |
| PBS (pH = 7.3) | ORIGENE | ZLI-9061 | |
| Pentobarbital sodium | Shanghai Civi | CAS NO: 57-33-0 | 150-200 mg/kg intraperitoneal injection for euthanasia |
| Small Animal Anesthesia Machine | RWD | R520IE | E05807-006 M |
| Stereotaxic Equipment | RWD | E06382 | |
| STERI 250 sterilizer | Keller | 31101 | Rapid sterilization of surgical instruments |
| Surgical sutures | Shanghai jinhuan | F504 | 5-0 |
| Syringe needle (1 mL) | Shanghai KDL | 6930197811018 | 26 gauge (0.45 mm x 16 mm) |
| Testing drug and solvent | Experiment dependent | N/A | |
| ThermoStar Homeothermic Monitoring System | RWD | 69026 | Maintain body temperature during anesthesia |
| Vetbond Tissue adhesive | 3M | 1469SB | Secure the brain infusion cannula , Adhere the skin incision |
References
- Theeuwes, F., Yum, S. I. Principles of the design and operation of generic osmotic pumps for the delivery of semisolid or liquid drug formulations. Annals of Biomedical Engineering. 4 (4), 343-353 (1976).
- Herrlich, S., Spieth, S., Messner, S., Zengerle, R. Osmotic micropumps for drug delivery. Advanced Drug Delivery Reviews. 64 (14), 1617-1627 (2012).
- Wei, E., Loh, H.
- Pettigrew, J. D., Kasamatsu, T. Local perfusion of noradrenaline maintains visual cortical plasticity. Nature. 271 (5647), 761-763 (1978).
- Wang, Y., et al. Reduced oligodendrocyte precursor cell impairs astrocytic development in early life stress. Advanced Science (Weinheim). 8 (16), 2101181 (2021).
- Tang, C., et al. Neural stem cells behave as a functional niche for the maturation of newborn neurons through the secretion of PTN. Neuron. 101 (1), 32-44 (2019).
- Watanabe, S., Komine, O., Endo, F., Wakasugi, K., Yamanaka, K. Intracerebroventricular administration of Cystatin C ameliorates disease in SOD1-linked amyotrophic lateral sclerosis mice. Journal of Neurochemistry. 145 (1), 80-89 (2018).
- DeVos, S. L., Miller, T. M. Direct intraventricular delivery of drugs to the rodent central nervous system. Journal of Visualized Experiments: JoVE. , e50326 (2013).
- Tang, C., Guo, W. Implantation of a mini-osmotic pump plus stereotactical injection of retrovirus to study newborn neuron development in adult mouse hippocampus. STAR Protocols. 2 (1), 100374 (2021).
- Niu, J., et al. Oligodendroglial ring finger protein Rnf43 is an essential injury-specific regulator of oligodendrocyte maturation. Neuron. 109 (19), 3104-3118 (2021).
- Breitschopf, H., Suchanek, G., Gould, R. M., Colman, D. R., Lassmann, H. In situ hybridization with digoxigenin-labeled probes: sensitive and reliable detection method applied to myelinating rat brain. Acta Neuropathologica. 84 (6), 581-587 (1992).
- Cree, B. A. C., et al. Clemastine rescues myelination defects and promotes functional recovery in hypoxic brain injury. Brain. 141 (1), 85-98 (2018).
- Eckenhoff, B., Yum, S. I. The osmotic pump: novel research tool for optimizing drug regimens. Biomaterials. 2 (2), 89-97 (1981).
- Thoenen, H., Sendtner, M. Neurotrophins: from enthusiastic expectations through sobering experiences to rational therapeutic approaches. Nature Neuroscience. 5, 1046-1050 (2002).
- Hagg, T.
- Bittner, B., Thelly, T., Isel, H., Mountfield, R. J. The impact of co-solvents and the composition of experimental formulations on the pump rate of the ALZET osmotic pump. International Journal of Pharmaceutics. 205 (1-2), 195-198 (2000).
- Arnot, M. I., Bateson, A. N., Martin, I. L. Dimethyl sulfoxide/propylene glycol is a suitable solvent for the delivery of diazepam from osmotic minipumps. Journal of Pharmacological and Toxicological Methods. 36 (1), 29-31 (1996).
- Gullapalli, R., et al. Development of ALZET osmotic pump compatible solvent compositions to solubilize poorly soluble compounds for preclinical studies. Drug Delivery. 19 (5), 239-246 (2012).
- White, J. D., Schwartz, M. W. Using osmotic minipumps for intracranial delivery of amino acids and peptides. Methods in Neurosciences. 21, 187-200 (1994).
