Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Neuroscience
Click here for the English version

Neuroscience

In vivo Positronemisjonstomografi for å avsløre aktivitetsmønstre indusert av dyp hjernestimulering hos rotter

Published: March 23, 2022 doi: 10.3791/63478
Automatic Translation
1, 2,3, 2,3, 1,2,3,4, 2,4,5
1Centro Nacional de Investigaciones Cardiovasculares (CNIC), 2Laboratorio de Imagen Médica, Instituto de Investigación Sanitaria Gregorio Marañón, 3Departamento de Bioingeniería e Ingeniería Aeroespacial, Universidad Carlos III de Madrid, 4CIBER de Salud Mental (CIBERSAM), 5High Performance Research Group in Physiopathology and Pharmacology of the Digestive System (NeuGut), Universidad Rey Juan Carlos

Summary

Vi beskriver en preklinisk eksperimentell metode for å evaluere metabolsk nevromodulering indusert av akutt dyp hjernestimulering med in vivo FDG-PET. Dette manuskriptet inkluderer alle eksperimentelle trinn, fra stereotaksisk kirurgi til anvendelse av stimuleringsbehandling og innsamling, behandling og analyse av PET-bilder.

Abstract

Dyp hjernestimulering (DBS) er en invasiv nevrokirurgisk teknikk basert på anvendelse av elektriske pulser til hjernestrukturer involvert i pasientens patofysiologi. Til tross for DBS' lange historie er aksjonsmekanismen og hensiktsmessige protokoller fortsatt uklare, noe som understreker behovet for forskning som tar sikte på å løse disse gåtene. I denne forstand representerer evaluering av in vivo-effektene av DBS ved hjelp av funksjonelle bildebehandlingsteknikker en kraftig strategi for å bestemme virkningen av stimulering på hjernens dynamikk. Her beskrives en eksperimentell protokoll for prekliniske modeller (Wistar-rotter), kombinert med en longitudinell studie [18F]-fluorodeoxyclucose positronemisjonstomografi (FDG-PET), for å vurdere de akutte konsekvensene av DBS på hjernens metabolisme. Først gjennomgikk dyr stereotaktisk kirurgi for bilateral implantasjon av elektroder i prefrontal cortex. En post-kirurgisk datastyrt tomografi (CT) skanning av hvert dyr ble anskaffet for å verifisere elektrodeplassering. Etter en ukes rekonvalesens ble det anskaffet en første statisk FDG-PET av hvert opererte dyr uten stimulering (D1), og to dager senere (D2) ble en annen FDG-PET anskaffet mens dyr ble stimulert. For det ble elektrodene koblet til en isolert stimulator etter administrering av FDG til dyrene. Dermed ble dyrene stimulert i FDG-opptaksperioden (45 min), og registrerte de akutte effektene av DBS på hjernens metabolisme. Gitt den utforskende karakteren av denne studien, ble FDG-PET-bilder analysert ved en voxel-klok tilnærming basert på en parret T-test mellom D1- og D2-studier. Samlet sett gjør kombinasjonen av DBS og bildestudier det mulig å beskrive nevromoduleringskonsekvensene på nevrale nettverk, og til slutt bidra til å løse gåtene rundt DBS.

Introduction

Begrepet nevrostimulering omfatter en rekke forskjellige teknikker som tar sikte på å stimulere nervesystemet med et terapeutisk mål1. Blant dem skiller dyp hjernestimulering (DBS) seg ut som en av de mest utbredte nevrostimuleringsstrategiene i klinisk praksis. DBS består av stimulering av dype hjernekjerner med elektriske pulser levert av en neurostimulator, implantert direkte inn i pasientens kropp, gjennom elektroder plassert i hjernemålet som skal moduleres ved stereotaktisk kirurgi. Antall artikler som evaluerer muligheten for DBS-anvendelse ved forskjellige nevrologiske og psykiatriske lidelser, vokser kontinuerlig2, selv om bare noen av dem er godkjent av Food and Drug Association (FDA) (dvs. essensiell tremor, Parkinsons sykdom, dystoni, obsessiv-kompulsiv lidelse og medisinsk ildfast epilepsi)3 . Videre er et stort antall hjernemål og stimuleringsprotokoller under forskning for DBS-behandling av mange flere patologier enn offisielt godkjent, men ingen av dem anses som endelige. Disse inkonsekvensene i DBS-forskning og kliniske prosedyrer kan delvis skyldes mangel på full forståelse av virkningsmekanismen4. Derfor gjøres det store anstrengelser for å dechiffrere in vivo-effektene av DBS på hjernens dynamikk, ettersom hvert fremskritt, uansett hvor lite, vil bidra til å avgrense DBS-protokoller for større terapeutisk suksess.

I denne sammenheng åpner molekylære avbildningsteknikker et direkte vindu for å observere in vivo nevromodulerende effekter av DBS. Disse tilnærmingene gir muligheten til ikke bare å bestemme virkningen av DBS mens den brukes, men også å avdekke arten av konsekvensene, forhindre uønskede bivirkninger og klinisk forbedring, og til og med tilpasse stimuleringsparametere til pasientens behov5. Blant disse metodene er positronemisjonstomografi (PET) ved bruk av 2-deoksy-2-[18F]fluoro-D-glukose (FDG) av spesiell interesse fordi den gir spesifikk og sanntidsinformasjon om aktiveringstilstanden til forskjellige hjernegrupper6. Spesielt gir FDG-PET-avbildning en indirekte evaluering av nevral aktivering basert på det fysiologiske prinsippet om metabolsk kobling mellom nevroner og gliaceller6. I denne forstand har flere kliniske studier rapportert DBS-modulerte hjerneaktivitetsmønstre ved bruk av FDG-PET (se3 for gjennomgang). Likevel medfører kliniske studier lett flere ulemper ved å fokusere på pasienter, for eksempel heterogenitet eller rekrutteringsvansker, noe som sterkt begrenser deres forskningspotensial6. Denne konteksten fører forskere til å bruke dyremodeller av menneskelige forhold for å evaluere biomedisinske tilnærminger før deres kliniske oversettelse eller, hvis de allerede er brukt i klinisk praksis, for å forklare den fysiologiske opprinnelsen til terapeutiske fordeler eller bivirkninger. Til tross for de store avstandene mellom menneskelig patologi og den modellerte tilstanden hos forsøksdyr, er disse prekliniske tilnærmingene avgjørende for en sikker og effektiv overgang til klinisk praksis.

Dette manuskriptet beskriver en eksperimentell DBS-protokoll for murinemodeller, kombinert med en longitudinell FDG-PET-studie, for å vurdere de akutte konsekvensene av DBS på hjernens metabolisme. Resultatene oppnådd med denne protokollen kan bidra til å løse de intrikate modulerende mønstrene indusert på hjerneaktivitet av DBS. Derfor er det gitt en egnet eksperimentell strategi for å undersøke konsekvensene av stimulering in vivo , slik at klinikere kan forutse terapeutiske effekter under spesifikke omstendigheter og deretter tilpasse stimuleringsparametere til pasientens behov.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

Forsøksdyrprosedyrer ble utført i henhold til EUs fellesskapsrådsdirektiv 2010/63/EU, og godkjent av Etikkomiteen for dyreforsøk ved Hospital Gregorio Marañón. Et grafisk sammendrag av den eksperimentelle protokollen er vist i figur 1A.

1. Lokalisering av hjernemål ved in vivo neuroimaging

  1. Animal forberedelse
    MERK: Hannrotter på ~300 g ble brukt.
    1. Plasser dyret i en anestesiinduksjonsboks og forsegle toppen.
    2. Slå på sevofluranfordamperen (5 % for induksjon i 100 % O2). Når rotta er bedøvet, bytt gasstrømmen til nosecone. Bekreft tilstanden av anestesi ved å klemme rottepoten.
    3. Legg dyret liggende på CT-sengen, og vedlikehold sevofluranbedøvelse (3% for vedlikehold i 100% O2).
  2. CT-avbildning
    MERK: Valg av strømstyrke, spenning, antall projeksjoner, antall bilder og voxeloppløsning avhenger av CT-skanneren. Her ble følgende parametere: 340 mA, 40 KV, 360 fremspring, 8 skudd og 200 μm oppløsning brukt 7,8,9.
    1. Fest munnbindet eller nesekjeglen til rotta.
    2. Fest rottekroppen på hodet, skuldrene, hoftene og halen med silkebånd for å gi nok selvbeherskelse uten skade.
    3. Overvåk rotta kontinuerlig.
    4. Finn hodet i midten av synsfeltet til CT-skanneren.
    5. Fortsett å skaffe CT-bildet ved hjelp av anskaffelsesparametere i henhold til spesifikasjonene til skanneren.
    6. Etter 10 minutter, når in vivo CT-skanningen er fullført, stopp sevofluranstrømmen og plasser rotten i MR-skanneren.
  3. MR-avbildning
    MERK: Spesifikasjonene for skanning varierer mellom skannere, inkludert forskjellige programvaresystemer og enda viktigere, det spesifikke forskningsspørsmålet. Her ble en 7-Tesla skanner brukt. En T2-vektet spin-ekko-sekvens 7,8,9 med TE = 33 ms, TR = 3732 ms, og en skivetykkelse på 0,8 mm (34 skiver), matrisestørrelse på 256 x 256 piksler med en FOV på 3,5 x 3,5 cm2 ble brukt.
    1. Legg dyret liggende på MR-sengen, og vedlikehold sevofluranbedøvelse (3% for vedlikehold i 100% O2).
    2. Fest hodet til en stereotaktisk ramme plassert på skannersengen for å unngå hodebevegelser under MR-anskaffelse. Fest også resten av rottekroppen med silketape.
    3. Finn hodet i midten av synsfeltet til MR-skanneren.
    4. Når posisjonen er riktig, fortsett å skaffe MR-bildet.
    5. Når in vivo MR-skanning er fullført, stopp sevofluranstrømmen og plasser rotten i buret.
    6. Finn en varmelampe i nærheten av buret fordi rotter vanligvis reduserer kroppstemperaturen under skanningen.
    7. Overvåk rotten til utvinning fra anestesi.
  4. Atlas samlokalisering og beregning av målkoordinater
    1. Når CT- og MR-bilder er anskaffet og rekonstruert i henhold til skannerens anbefalinger, må du samregistrere CT- og MR-bildene.
    2. Bruk en bildebehandlingsprogramvare for å normalisere CT og MR romlig ved hjelp av en automatisk stiv registreringsalgoritme basert på gjensidig informasjon10.
    3. Lokaliser Bregma-linjen i det medregistrerte bildet, og mål avstanden i fremre / bakre (AP: +3,5 mm), midtlinje / lateral (ML: +0,6 mm) og dorsoventral (DV: -3,4 mm) akse fra Bregma til målet (dvs. medial prefrontal cortex, mPFC), i henhold til Paxinos og Watson rottehjerneatlas11.
      MERK: Koordinater fra Bregma til målet kan variere mellom rotter når vekt, størrelse, kjønn og rase er forskjellige.

2. Stereotaksisk kirurgi

FORSIKTIG: Autoklav alt kirurgisk materiale, implantater og stereotaksiske enheter før bruk, og desinfiser det kirurgiske området for å unngå infeksjoner og komplikasjoner som kan påvirke dyrevelferden. Bruk sterile kirurgiske hansker og dekk dyret med klissete gardiner for å forhindre forurensning.

  1. Dyrepreparat og anestesi
    1. Dyr ble gitt 0,1 mg/kg buprenorfin intraperitonealt dagen før operasjonen. Plasser dyret i et anestesiinduksjonsbokskammer og forsegle toppen.
    2. Slå på sevofluranfordamperen (5 % for induksjon i 100 % O2).
    3. Når rotta ligger igjen, slår du av sevofluranfordamperen og fjerner rotta fra bokskammeret.
    4. Intraperitonealt administreres en blanding av ketamin (100 mg/kg) og xylazin (10 mg/kg) for å bedøve dyret.
    5. Vent til dyret er helt bedøvet. Kontroller anestesinivået ved å klemme det interdigitale området.
    6. Barber området mellom ørene og øynene.
  2. Plassering i stereotaktisk ramme og kraniotomi
    1. Plasser dyret i utsatt stilling på stereotaktisk ramme og bruk hodeholderadapteren for rotter for å holde dyret i riktig posisjon under operasjonen.
    2. Sørg for immobilitet i hodet ved å bruke rotte ørestenger. Vær forsiktig med innsetting av ørestengene, da for dyp innsetting kan skade trommehinnen.
    3. Påfør oftalmisk smøregel på øynene for å forhindre tørrhet under operasjonen, og dekk dem med sterilt gasbind.
    4. Dekk dyret med klebrig gardiner for å forhindre forurensning.
    5. Påfør iodopovidonløsning på det barberte området og rengjør det med sterilt gasbind.
    6. Påfør mepivacaine i gel på det barberte området for å bedøve lokalområdet.
    7. Lag et langsgående snitt i huden som ligger over skallen mellom ørene, som strekker seg 1,5-2 cm fra lambda til Bregma (dvs. fra kranialpunktet mot øynene).
    8. Utsett skallen ved hjelp av 2 eller 3 klemmer. Fjern periosteum med en bomullspinne og rengjør blodet med saltoppløsning for å eksponere Bregma og sagittal suturer. Fjern overflødig saltoppløsning med gasbind.
    9. Skrap skallen overflaten med en skalpell for å forbedre dental sement vedheft. Rengjør området med en bomullspinne dynket i hydrogenperoksid.
  3. Elektrodeplassering og fiksering til skallen
    1. Rett elektrodene med plastpinsett for å sikre riktig plassering under operasjonen.
      MERK: Konsentriske bipolare platina-iridiumelektroder med bakken brukes i denne protokollen.
    2. Finn en elektrode på holderen på høyre arm av stereotaktisk ramme.
      MERK: Det kan være nødvendig å tilpasse holderen til elektroden for å fikse den bedre (se figur 1B). Forsikre deg om at elektroden er parallell med holderens akse.
    3. Beveg høyre arm som holder elektroden gjennom den stereotaksiske rammen og plasser tuppen av elektroden nøyaktig over Bregma. Prøv å bringe elektrodespissen så nært som mulig til skallen, men uten å berøre den for å unngå deformasjon av elektroden, og legg merke til de resulterende koordinatene for Bregma levert av stereotaksrammen. Lag et merke på skallen som indikerer elektrodens startposisjon med en kirurgisk penn.
    4. Flytt holderen til AP- og ML-koordinatene oppnådd i trinn 1.4.3 og lag et merke på skallen med en kirurgisk penn som indikerer posisjonen til elektrodemålet.
    5. Fjern høyre arm av den stereotaktiske rammen som holder elektroden. Vær forsiktig så du ikke berører noe med elektroden.
    6. Bruk en liten elektrisk drill for å lage et hull gjennom skallen (ca. 1-1,5 mm i diameter) i målposisjonen til duraen er synlig. Stopp blødning ved hjelp av en bomullspinne.
    7. Bor 4 hull langs skallen for å finne 4 skruer (helst rustfrie stålskruer på 2-3 mm lengde) for å øke overflaten av dental sement og for å lokalisere bakken. Fest de 4 skruene.
    8. Finn høyre arm på stereotaktisk ramme med riktig elektrode. Flytt armen til beregnet posisjon, som skal falle sammen med hullet. Senk deretter elektroden til den berører dura mater. Denne stillingen vil fungere som 0-nivå i DV-retningen.
    9. Sett spissen av elektroden i DV-retningen ved hjelp av DV-posisjonen i trinn 1.4.3. Rengjør blodet og cerebrospinalvæsken rundt elektrodens område med en bomullsknopp.
    10. Fest bakken til en av skruene nærmest elektroden.
    11. Påfør dental sement rundt elektroden og skruer pass på å forme dental sement unngå skarpe kanter, noe som kan skade dyret. Dental sement påføres i et lag for å forhindre overoppheting / termisk skade på vev / skallen. Tykke lag krever mer tid å kurere før flere lag legges til. Sørg for at dental sement er helt herdet før du fjerner elektroden fra holderen.
      FORSIKTIG: Fremstillingen av dental sement produserer utstråling av giftige damper fra blandingen, som avsluttes med størkning av sementen. Bruk derfor en beskyttelsesmaske som er effektiv mot kjemiske gasser fra dette punktet og til slutten av operasjonen.
    12. Gjenta samme prosedyre fra trinn 2.3.2-2.3.11 for den andre hjernehalvdelen.
    13. Påfør mer dental sement for å danne en hette uten å dekke elektroden. Vent til det stivner.
    14. Bruk flettet naturlig silke ikke-absorberbar sutur 1/0, med en trekantnål, til å suturere foran og bak hetten. Fjern om nødvendig de ikke-absorberbare suturene på et bestemt tidspunkt i henhold til kroppsområdet der de befinner seg. Bruk en iodopovidonløsning for å desinfisere det kirurgiske området.
    15. Fjern rotta fra stereotaktisk ramme.
  4. CT-avbildning for bekreftelse av elektrodeplassering
    1. Utfør trinn 1.2.4-1.2.5 og se figur 1C.
    2. Når in vivo CT-skanningen er fullført, plasser rotten i buret.
    3. Følg trinn 1.3.6. og 1.3.7.
  5. Postoperativ omsorg
    1. Administrer antibiotika (ceftriaxon, 100 mg / kg, subkutant) i 5 dager og smertestillende (buprenorfin, 0,1 mg / kg, intraperitoneal) i 3 dager som postoperativ behandling. Dette antibiotikaregimet kan forlenges i 5 dager hvis det observeres tegn på infeksjon (rødhet, hevelse og ekssudat) rundt hetten.
    2. Utfør en visuell inspeksjon av hvert dyr daglig, søk etter tegn på smerte eller nød, og rengjør hetten med iodopovidonløsning.
    3. Gi intensiv omsorg i opptil 1 uke etter operasjonen.

3. PET / CT bildebehandling oppkjøp

MERK: Hvert dyr gjennomgår to PET/CT-studier (dvs. i fravær og under DBS-administrasjon) under inhalert anestesi for å vurdere de akutte effektene forårsaket av elektrisk stimulering. Begge skanningsøktene følger samme bildebehandlingsprotokoll, som utføres 1 uke etter operasjonen (D1, uten stimulering) og 2 dager senere (D2, under DBS).

  1. Dyrepreparat og anestesi
    1. Rask rotta i 8-12 timer før hver PET-skanning for å tillate høyere hjerneopptak av FDG, noe som forbedrer signal-til-støy-forholdet12.
    2. Plasser dyret i en anestesiinduksjonsboks og forsegle toppen.
    3. Slå på sevofluranfordamperen (5 % for induksjon i 100 % O2).
    4. Når rotten er bedøvet, bytt gassfluksen til nesekongen.
  2. FDG injeksjon og opptaksperiode
    FORSIKTIG: FDG er en radiotracer, så vurder radiobeskyttelsestiltak for å unngå radioaktivitetseksponering. Bekreft at institusjonen har all tillatelse til å arbeide med radioaktive forbindelser.
    1. Oppbevar hetteglasset med FDG inne i et blyforet skap til det brukes for å unngå uønsket eksponering for radioaktivitet.
    2. Fyll en liten sprøyte (~27G) med ~37 MBq av FDG-oppløsningen i mindre mulig volum, målt i et aktivimeter.
    3. Plasser en varmepute under dyrets hale eller bruk infrarødt lys for å utvide haleårene.
    4. Når laterale vener er tydelige i toppen av halen, rengjør området med sanitæralkohol (96%).
    5. Injiser FDG-oppløsningen gjennom en av de laterale haleårene, nærmer seg venen med en sprøyte parallelt med banen og med skråkanten vendt oppover.
    6. Slå av anestesien og legg dyret tilbake i buret for å komme seg helt under en varmelampe.
    7. Tillat 45 minutter radiotraceropptak før du starter fotograferingsøkten. I løpet av denne perioden, hold dyret våken og inne i et blyskjermet kammer.
    8. Når det gjelder D2-studien, lever DBS som forklart nedenfor i avsnitt 4 (Administrasjon av elektrisk stimulering) i løpet av FDG-opptaksperioden.
  3. PET-anskaffelse og rekonstruksjon av bildebehandling
    MERK: Spesifikasjonene for innhenting av PET-bilder avhenger av skanneren og skannetiden. For denne protokollen ble et statisk PET-bilde anskaffet i 45 minutter med en smådyr PET / CT-skanner, ved hjelp av et energivindu på 400-700 keV 7,8,9. Gå gjennom spesifikasjonene til PET/CT-utstyret før du utformer anskaffelsesprotokollen.
    1. 45 minutter etter FDG-injeksjon, legg dyret i en anestesiinduksjonsboks og forsegle toppen.
    2. Slå på sevofluranfordamperen (5 % for induksjon i 100 % O2).
    3. Overfør dyret til PET/CT-sengen og legg det i en liggende stilling, fest nesen til anestesinesekjeglen og vedlikehold av sevofluranbedøvelse (3% for vedlikehold i 100% O2). Bekreft tilstanden av anestesi ved å klemme rottepoten.
    4. Gjenta trinn 1.2.2 og 1.2.3.
    5. Finn hodet i midten av synsfeltet til PET-skanneren.
    6. Hent det statiske PET-bildet ved hjelp av innhentingsparametere i henhold til skannerens spesifikasjoner.
    7. Fortsett å rekonstruere bildet ved hjelp av en 2D-OSEM (bestilt delmengde forventningsmaksimeringsalgoritme) og bruk forfall og dødtidskorreksjoner 7,8,9.
    8. Når in vivo PET-skanningen er fullført, opprettholder du flyten av sevofluran til rotta for deretter å gå videre til CT-seansen uten å fortrenge dyrets hodeposisjon på skannersengen.
  4. CT-oppkjøp
    1. Uten å endre dyrets posisjon i forhold til forrige PET-anskaffelse, fortsett å skaffe CT-bildet.
    2. Gjenta trinn 1.2.3-1.2.5.
    3. Når in vivo CT-skanningen er fullført, stopp sevofluranstrømmen og plasser rotten i dens respektive bur for gjenvinning.
    4. Følg trinn 1.3.6. og 1.3.7.
    5. Oppretthold dyret i et blyskjermet kammer til fullstendig radioaktivitetsforfall.

4. Administrasjon av elektrisk stimulering

MERK: Elektrisk stimulering leveres under FDG-opptaksperioden i D2-bildebehandlingsøkten. For denne protokollen ble stimuleringen levert med en isolert stimulator, med en høyfrekvent (130 Hz) elektrisk stimulering i konstant strømmodus, 150 μA og en pulsbredde på 100 μs 7,13,14.

  1. DBS-stimulatorkonfigurasjon
    1. Forbered den isolerte stimulatoren og de nødvendige ledningene i et bredt og stille rom, med nok plass til dyreburene og minimal påvirkning av potensielt forstyrrende stimuli.
    2. Koble stimuleringstrådene til svivlene slik at dyrene kan bevege seg fritt i burene og til stimulatoren.
    3. Still stimuleringsparametrene i henhold til studiens behov.
    4. Bruk et oscilloskop for å kontrollere gjeldende modus, frekvens og pulsbredde. Bekreft den bifasiske bølgeformen med en rektangulær pulsform (figur 1D).
  2. DBS-levering
    1. Etter D1-avbildningsøkten og frem til D2-anskaffelsen, må dyrene ha en daglig tilvenningsprotokoll (45 min/dag) for å venne dem til stimuleringssystemet og operatørens håndtering, og unngå uønskede stressresponser i D2. Koble stimuleringssystemet til hvert dyr, men uten å slå på stimuleringen.
    2. Når stimulatoren er satt opp, og dyret er injisert med FDG, kobler du svivelen til elektrodene og slår på stimulatoren.
    3. Etter 45 minutter, slå av stimulatoren, koble dyret fra svivelen og overfør det raskt til et anestesiinduksjonskammer for å starte trinn 3.3.

Figure 1
Figur 1: Eksperimentelt design . (A) Sammendrag av de eksperimentelle trinnene som følges i denne protokollen. (B) Representative bilder av en holdertilpasning for bedre fiksering av elektroden, med (venstre) og uten (høyre) en elektrode. (C) Smeltet bilde av en MR med CT av et operert dyr, som viser riktig elektrodeplassering i medial prefrontal cortex (mPFC). (D) Skjermbilde av oscilloskopskjermen som viser den bifasiske stimuleringsbølgeformen. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.

5. PET-bildebehandling og analyse

MERK: Følg samme bildebehandling på bilder fra D1 og D2 for å få sammenlignbare data for påfølgende voxel-vis statistisk analyse.

  1. Romlig registrering av PET-bilder
    1. Bruk spesialisert bildebehandlingsprogramvare. Hele registreringsarbeidsflyten er illustrert i figur 2.
    2. Midtstill og beskjær hvert PET- og CT-bilde til synsfeltet. Registrer PET-bildet til CT-en ved hjelp av en automatisk stiv registreringsalgoritme basert på gjensidig informasjon15.
      MERK: Stive registreringsmetoder er bare hensiktsmessige uansett om det ikke er noen signifikante forskjeller i kroppsvekt eller størrelse mellom dyr. Ellers bør du vurdere å bruke elastiske metoder.
    3. Registrer hvert CT-bilde til en referanse-CT romlig registrert på Paxinos og Watson rottehjerneatlas11 som i trinn 5.1.2. Lagre de resulterende transformasjonsparametrene.
    4. Bruk transformasjonsparametrene oppnådd i trinn 5.1.3. til hvert registrerte PET-bilde som henter PET-bildet som er registrert på referanse-CT-bildet.
    5. Lagre alle de endelige PET-bildene i Nifti-format.
  2. Intensitetsnormalisering og utjevning av PET-bilder
    MERK: Intensitetsnormalisering og utjevning utføres med forskjellige interne skript basert på offentlig tilgjengelige ressurser.
    1. Glatt PET-bildene med en isotropisk Gauss-kjerne på 2 mm fullbredde halvmaksimum (FWHM) for å rette opp mulige registreringsfeil.
      MERK: Størrelsen på utjevningsfilteret vil avhenge av oppløsningen av PET-oppkjøpet, men det anbefales å bruke et filter på 2-3 ganger voxelstørrelsen til FWHM.
    2. Normaliser intensiteten til PET voxel-verdiene ved hjelp av en passende referanseklyngenormaliseringsmetode16.
    3. Segmenter en hjernemaske fra en referanse MR registrert til referansen CT-bilde.
    4. Påfør hjernemasken på hvert PET-bilde for å ekskludere voxels utenfor hjernen fra voxel-klok analyse.
  3. Voxel-klok analyse
    MERK: Den statistiske analysen, som består av en voxel-vis analyse av PET-bildedataene, ble utført ved hjelp av spesialisert bildeanalyseprogramvare17.
    1. Sammenlign D1- og D2 PET-bilder ved hjelp av en paret T-test, og angi tilstrekkelige terskler for statistisk signifikant.
    2. Vurder som endelige resultater av analysen bare de klyngene som er større enn 50 tilstøtende voxels for å redusere type I-feil.
    3. Representer resultatene i T-kart overlagt på en T2 MR, som viser endringene i glukosehjernens metabolisme indusert av DBS (kalde farger for FDG-reduksjon og varme farger for FDG-økning).

Figure 2
Figur 2: Arbeidsflyt for registrering av mikro-/CT-bilderegistrering. Detaljerte trinn for romlig normaliseringsbehandling av PET-bilder for påfølgende voxel-vis analyse med Statistical Parametric Mapping (SPM)-programvare. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Dyrene ble ofret ved hjelp av CO2 på slutten av studien eller når dyrets velferd ble kompromittert. Et eksempel på en komplett PET/CT-studie fra et operert dyr er vist i figur 3. Dermed kan elektroden som settes inn i rottehjernen tydelig observeres i CT-bildet vist i figur 3A. Denne bildemodaliteten gir god anatomisk informasjon og letter registreringen av FDG-PET-bilder, gitt at funksjonelle modaliteter har en tendens til å være uskarpe enn strukturelle bilder (figur 3A, B). I tillegg er et sammenslått bilde av FDG-PET- og CT-bildene av samme dyr vist i figur 3C.

Figure 3
Figur 3: Micro PET / CT-avbildning av rottehjernen med DBS-elektroder implantert i MPFC . (A) Sagittal-delen av et CT-bilde. (B) Sagittal seksjon av et FDG-PET-bilde av samme dyr som i A. (C) Et smeltet PET / CT-bilde skyldes overliggende A- og B-bilder romlig registrert på samme stereotaksiske rom. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.

Voxel-wise-analysen utført med SPM12-programvare og gitt her som et eksempel besto av en sammenkoblet T-test mellom D1 (fravær av DBS) og D2 (DBS under FDG-opptak) studier, som faktisk tilhører en tidligere publisert studie8. Figur 4 viser derfor hjernens metabolske forskjeller mellom begge PET-øktene, da T-kart legges over sekvensielle 1 mm tykke hjerneskiver fra MR registrert på referanse-CT-bildet (CTref). Disse forskjellene besto av økninger og reduksjoner i FDG-opptak viste seg som henholdsvis varme og kalde farger. En detaljert oppsummering av de statistiske resultatene fra analysen er også vist i tabell 1. Her indikerer vi den modulerte hjernegruppen, hjernehalvdelen der moduleringen observeres, T-statistikken, størrelsen på klyngen i antall voxels (k), modulasjonsretningen (dvs. hypermetabolske eller hypometabolske endringer) og p-verdiene oppnådd ved topp- og klyngenivå. Denne typen tabell fungerer som en detaljert beskrivelse av de modulerende endringene som er observert i skiveoverleggsfiguren.

Figure 4
Figur 4: Sammenkoblede T-testresultater. T-kart som følge av voxel-vis analyse lagt på en T2 MR registrert på samme CTref, som viser metabolske endringer indusert av en akutt DBS-protokoll (D2 vs. D1). Fargefeltene nederst i bildet representerer T-verdier som tilsvarer regionale økninger (varme farger) og reduksjoner (kalde farger) av FDG-opptak (p < 0,005; k > 50 voxels). Abbrev.: AHiPM/AL - Amygdalohippocampal area posteromedial/anterolateral del, Au - Auditory Cortex, Bstm - Brainstem, Cpu - Caudate-putamen, HTh - Hypothalamus, L - Venstre halvkule, PMCo - Posteromedial kortikal amygdaloid kjerne, R - Høyre halvkule, S1 - Primær somatosensorisk cortex. Dette tallet er endret med tillatelse fra Casquero-Veiga et al.8. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.

D1 vs D2: Stimuleringseffekt
Avkastning Side T k ↓/↑ p unc. toppnivå FWE FWE
toppnivå klyngenivå
Bstm R & L 18.39 1549 ↓ <0.001 0.432 <0.001
AHiPM/AL-PMCo - HTh L 10.39 ↓ <0.001 0.949
Cpu L 37.56 738 ↑ <0.001 0.025 <0.001
S1-AU 10.53 ↑ <0.001 0.947
CPu-Pir R 17.74 695 ↑ <0.001 0.497 <0.001
S1-AU 10.45 ↑ <0.001 0.948

Tabell 1: Endringer i hjernens metabolisme etter akutt DBS i MPFC. D1 vs D2: Stimuleringseffekt. Strukturer: AHiPM/AL: Amygdalohippocampal area posteromedial/anterolateral del, Au: Auditory Cortex, Bstm: Brainstem, CPu: Caudate-putamen, HTh: Hypothalamus, Pir: Piriform cortex, PMCo: Posteromedial cortical amygdaloid nucleus, S1: Primary somatosensory cortex. ROI: Interesseområde. Side: Høyre (R) og Venstre (L). T: t-verdi, k: klyngestørrelse. Glukosemetabolisme: Øk (↑) og reduser (↓). p: p-verdi, unc.: ukorrigert, FWE: Familievis feilretting. Denne tabellen er endret med tillatelse fra Casquero-Veiga et al.8.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Gitt fremskrittene i forståelsen av hjernefunksjon og nevrale nettverk involvert i patofysiologien til nevropsykiatriske lidelser, anerkjenner mer og mer forskning potensialet til DBS i et bredt spekter av nevrologisk baserte patologier2. Virkningsmekanismen for denne terapien er imidlertid fortsatt uklar. Flere teorier har forsøkt å forklare effektene oppnådd i spesifikke patologiske og stimuleringsforhold, men heterogeniteten til de foreslåtte studiene gjør det svært vanskelig å nå endelige konklusjoner4. Derfor, til tross for stor innsats, er det ingen reell konsensus, men antall pasienter som gjennomgår DBS-intervensjon fortsetter å vokse18. Deretter vil forståelse av DBS-konsekvensene i hjernen in vivo tillate å avdekke hvilke stimuleringsparametere og stimuleringsprotokoller som er mer tilstrekkelige for hver pasients behov, og dermed oppnå en bedre suksessrate. I denne sammenheng er ikke-invasive funksjonelle neuroimaging-modaliteter, som FDG-PET, avgjørende for å kaste lys over hva som virkelig skjer under direkte påvirkning av elektrisk stimulering i hjernen. For eksempel, i den langsgående protokollen som er forklart her, leveres DBS under radiotraceropptaksperioden til D2 PET-bildet. Dermed gjør sammenligning av D2 (DBS-ON) og D1 (DBS-OFF) PET-studiene visualisering av hjernegruppene som moduleres av den elektriske stimuleringen in vivo, da FDGs "metabolske fangstegenskaper" tillater registrering av de kumulative endringene som skjer direkte under stimuleringen13,19.

Til sammen beskriver denne protokollen en gjennomførbar strategi for å evaluere de akutte konsekvensene av DBS i hjernen in vivo, men mangfoldet av DBS-parameterkombinasjoner og protokoller som er tilgjengelige er enormt (f.eks. Kontinuerlige vs. intermitterende behandlinger 20, høy vs. lavfrekvent stimulering21), og til og med effekten av DBS kan variere sammen med behandlingen på grunn av utledning av direkte endringer i hjernenettverket under stimuleringspåvirkningen22 . Videre blir antall muligheter enda større med tanke på det økende antallet patologier som DBS anbefales for23. Derfor er longitudinelle neuroimaging-studier som tar sikte på å avdekke nevrale aktiveringsmønstre som gjør det mulig å forutsi potensiell respons på DBS-behandling, av særlig klinisk relevans24,25. I denne forbindelse er det et stort antall kliniske og prekliniske studier som har evaluert de terapeutiske effektene av forskjellige DBS-protokoller av FDG-PET (se3 for gjennomgang). Dermed er det flere eksempler der den studerte DBS-protokollen motvirker hjernens metabolske mønster assosiert med patologien under behandling, induserer en forbedring av pasientens symptomer og viser den kliniske nytten av DBS-PET-tilnærminger. Et eksempel på dette er stimulering av subcallosal cingulate region (SCC) for pasienter med behandlingsresistent depresjon. SCC er metabolsk hyperaktiv hos umedisinerte pasienter med depresjon26, og denne hyperaktiveringen normaliseres etter remisjon av depresjon ved farmakologisk, psykoterapeutisk eller DBS-behandling27,28,29. Av betydning var SCC-metabolismen høyere hos de pasientene som responderte på DBS før stimuleringen startet sammenlignet med ikke-respondere. Denne studien viste en 80% nøyaktighet i prediksjonen av responsen på SCC-DBS29, og fremhever viktigheten av bildebiomarkører ved valg av potensielle pasienter for DBS. Derfor gjenspeiler den forklarte konteksten en historie med klinisk suksess for FDG-PET-studier som tar sikte på å kartlegge hjernens metabolske mønster av depresjon med de terapeutiske resultatene oppnådd med SCC-DBS, som bør legge grunnlaget for lignende tilnærminger fokusert på andre nevropsykiatriske lidelser og DBS-protokoller i fremtiden.

I denne forstand, for å observere de fysiologiske effektene av DBS ved bruk av FDG-PET, er det spesielt relevant å nøye vurdere det spesifikke tidspunktet for DBS-protokollen som skal skannes. Til tross for bruk av de samme DBS-parametrene og samme protokoll, vil tidspunktet for bildeoppkjøpet tydelig bestemme opprinnelsen til den observerte modulasjonen, noe som kan føre til potensielle misforståelser ved ikke å vurdere alle faktorene som er involvert i det endelige svaret som er oppnådd8. Derfor, mens planleggingen av kirurgi er avgjørende for å legge grunnlaget for den påfølgende behandlingen, er utformingen av en bildeoppkjøpsprotokoll som passer til konsekvensene av stimuleringen som studeres, avgjørende for å fullt ut forstå den molekylære mekanismen som ligger til grunn for stimuleringsbehandlingen som brukes. Langs disse linjene kan flere faktorer drastisk endre responsen på en bestemt DBS-protokoll (f.eks. Stimuleringsparametere, elektrodeinnsetting, målrettet hjernestruktur, patologi under behandling, varighet og frekvens av DBS-økter, etc.) 7,8,30. Fenomenene som reflekteres av dataene som samles inn i FDG-PET-studien, vil avhenge av det spesifikke tidspunktet i løpet av behandlingen der bildene er anskaffet. Deretter åpner alle disse punktene ulike forskningsmuligheter for å utforske DBS-indusert modulering og bidra til å forklare mekanismene som ligger til grunn for denne terapien.

Til tross for de store forskjellene som skiller gnagere og menneskelige hjerner, bør tilstrekkelig praksis implementeres på alle nivåer, med sikte på å utvikle translasjonsprotokoller. I denne forstand bør det ikke ignoreres at DBS krever en svært invasiv kirurgi basert på en kraniotomi, slik at elektroder kan få tilgang til dype hjernestrukturer31. På dette tidspunktet er det to viktige kilder til infeksjon og inflammatorisk reaksjon: på den ene siden direkte eksponering av hjernevev under operasjonen og på den annen side innsetting av to eksogene elementer i et indre organ, noe som skaper et innsettingsarr ved deres bane mot stimuleringsmålet32. Derfor er sterilisering av det kirurgiske utstyret, opprettholdelse av et rent operasjonsområde og tilstrekkelig postoperativ behandling basert på antibiotika og smertestillende behandlinger33 avgjørende for å sikre at motivet får størst mulig nytte av intervensjonen og under de sunneste forholdene. Videre er dette spesielt relevant i FDG-PET-bildebehandlingsstudier, da forekomsten av postkirurgiske komplikasjoner kan endre mønsteret av radiotraceropptak gitt at inflammatoriske og smittsomme prosesser tydelig ses som hypermetabolske signaler34, noe som kan føre til en modifisert respons på behandling eller en overestimering av modulasjonen produsert av DBS.

Imidlertid er denne eksperimentelle metoden utsatt for noen begrensninger: For det første er DBS-protokoller vanligvis langsiktige, kontinuerlige og kroniske behandlinger. Her vises en neuroimaging-protokoll for å evaluere de akutte effektene av DBS i sanntid. Dermed vil timingen som foreslås for neuroimaging-studier ikke være tilstrekkelig til å skaffe informasjon om DBS-indusert langsiktig modulering i nær sanntid. Likevel kan det legge grunnlaget for å utvikle ulike longitudinelle tilnærminger for å tjene som grunnleggende kunnskap for å forstå DBS-avledede svar. For det andre, siden friske dyr har blitt brukt til å illustrere denne metoden, kan anvendelsen av de forklarte teknikkene til forskjellige patologiske forhold kreve tilpasning for å sikre bedre resultater og optimale velferdsforhold. Til slutt krever voxel-kloke analyser store utvalgsstørrelser og/eller sterke korreksjonsfaktorer for å oppnå pålitelige resultater, da de alltid påvirkes av et problem med flere statistiske sammenligninger. Likevel er vurderingen av konsekvensene av DBS på hjernens metabolisme ved bruk av FDG-PET med en voxel-klok tilnærming en stor fordel på grunn av denne metodens iboende utforskende natur, noe som muliggjør omfattende helhjerneanalyser uten behov for noen tidligere forutsetninger.

Til tross for de forklarte ulempene ved å kombinere DBS og FDG-PET, gir disse tilnærmingene et stort mulighetsvindu. Dermed er det en stor fordel å skaffe hjernens metabolske informasjon ikke-invasivt i den forstand at nevrofysiologiske data kan samles inn fra emnet under stimulering og ved mange forskjellige anledninger sammen med DBS-behandlingen. Videre er FDG-PET en neuroimaging-teknikk i klinisk setting, noe som forsterker den translasjonelle tilnærmingen som motiverer denne metoden. På samme måte er bruken av FDG-PET et spesielt egnet alternativ, siden signalet, i motsetning til andre bildemodaliteter, ikke påvirkes av sekundære forvrengninger i de elektriske eller magnetiske feltene avledet fra nevrostimuleringssystemet, noe som kan svekke både bildekvalitet og systemytelse24. På den annen side er forskningsinteressen for å evaluere de modulerende konsekvensene av DBS ikke begrenset til terapeutiske fordeler. Faktisk, siden DBS er en fokal, modulerende og ikke-permanent nevrostimuleringsterapi, kan det også bidra til å løse de nevrofunksjonelle aktivitetsveiene evaluert av molekylære bildebehandlingsteknikker og som respons på elektriske stimuli levert av syste35. Denne informasjonen kan være spesielt verdifull for å dechiffrere uløste nevrofysiologiske gåter i sunne og patologiske forhold. Til slutt gir metodikken forklart i dette manuskriptet muligheten til å observere effekten av DBS-indusert nevromodulering in vivo, som er en kraftig strategi for å bestemme virkningen av stimulering under applikasjonen. Kort sagt, å forstå in vivo-effekten av DBS vil bidra til å forstå de ønskede og uønskede effektene av denne behandlingen, forutsi klinisk forbedring og til slutt tilpasse stimuleringsprotokollene til behovene til hver pasient.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Forfatterne oppgir at det ikke er noen interessekonflikter i forbindelse med denne artikkelen.

Acknowledgments

Vi takker prof. Christine Winter, Julia Klein, Alexandra de Francisco og Yolanda Sierra for deres uvurderlige støtte i optimaliseringen av metodikken som er beskrevet her. MLS ble støttet av Ministerio de Ciencia e Innovación, Instituto de Salud Carlos III (prosjektnummer PI17/01766 og tilskuddsnummer BA21/0030) delfinansiert av European Regional Development Fund (ERDF), "A way to make Europe"; CIBERSAM (prosjektnummer CB07/09/0031); Delegación del Gobierno para el Plan Nacional sobre Drogas (prosjektnummer 2017/085); Fundación Mapfre; og Fundación Alicia Koplowitz.  MCV ble støttet av Fundación Tatiana Pérez de Guzmán el Bueno som stipendinnehaver av denne institusjonen, og EUs fellesprogram - Neurodegenerative Disease Research (JPND). DRM ble støttet av Consejería de Educación e Investigación, Comunidad de Madrid, delfinansiert av European Social Fund "Investing in your future" (tilskuddsnummer PEJD-2018-PRE/BMD-7899). NLR ble støttet av Instituto de Investigación Sanitaria Gregorio Marañón, "Programa Intramural de Impulso a la I+D+I 2019". MD-arbeidet ble støttet av Ministerio de Ciencia e Innovación (MCIN) og Instituto de Salud Carlos III (ISCIII) (PT20/00044). CNIC støttes av Instituto de Salud Carlos III (ISCIII), Ministerio de Ciencia e Innovación (MCIN) og Pro CNIC Foundation, og er et Severo Ochoa Center of Excellence (SEV-2015-0505).

Materials

Name Company Catalog Number Comments
7-Tesla Biospec 70/20 scanner Bruker, Germany SN0021 MRI scanner for small animal imaging
Betadine Meda Pharma S.L., Spain 644625.6 Iodine solution (iodopovidone)
Beurer IL 11 Beurer SN87318 Infra-red light
Bipolar cable 50 cm w/50 cm mesh covering up to 100 cm Plastics One, USA 305-305 (CM)
Bipolar cable TT2  50 cm up to 100 cm Plastics One, USA 305-340/2 Bipolar cable TT2  50 cm up to 100 cm
Buprex Schering-Plough, S.A 961425 Buprenorphine (analgesic)
Ceftriaxona Reig Jofré 1g IM Laboratorio Reig Jofré S.A., Spain 624239.1 Ceftriaxone (antibiotic)
Commutator Plastics One, USA SL2+2C 4 Channel Commutator for DBS
Concentric bipolar platinum-iridium electrodes Plastics One, USA MS303/8-AIU/Spc Electrodes for DBS
Driller Bosh T58704 Driller
FDG Curium Pharma Spain S.A., Spain ----- 2-[18F]fluoro-2-deoxy-D-glucose (PET radiotracer)
Heating pad DAGA, Spain 23115 Heating pad
Ketolar Pfizer S.L., Spain 776211.9 Ketamine (anesthetic drug)
Lipolasic 2 mg/g Bausch & Lomb S.A, Spain 65277 Ophthalmic lubricating gel
MatLab R2021a The MathWorks, Inc Support software for SPM12
MRIcro McCausland Center for Brain Imaging,  University of South Carolina, USA v2.1.58-0 Software for imaging preprocessing and analysis
Multimodality Workstation (MMWKS) BiiG, Spain Software for imaging processing and analysis
Omicrom VISION VET RGB Medical Devices, Spain 731100 ReV B Cardiorrespiratory monitor for small imaging
Prevex Cotton buds Prevex, Finland ----- Cotton buds
Sevorane AbbVie Spain, S.L.U, Spain 673186.4 Sevoflurane (inhalatory anesthesia)
Small screws Max Witte GmbH 1,2 x 2 DIN 84 A2 Small screws
Standard U-Frame Stereotaxic Instrument for Rat, 18° Ear Bar Harvard Apparatus, USA 75-1801 Two-arms Stereotactic frame for rat
Statistical Parametric Mapping (SPM12) The Wellcome Center for Human Neuroimaging, UCL Queen Square Institute of Neurology, UK SPM12 Software for voxel-wise imaging analysis
STG1004 Multi Channel Systems GmbH, Germany STG1004 Isolated stimulator
SuperArgus PET/CT scanner Sedecal, Spain S0026403 NanoPET/CT scanner for small animal imaging
Suture thread with needle, 1/º Lorca Marín S.A., Spain 55325 Braided natural silk non-absorbable suture 1/0, with triangle needle
Technovit 4004 (powder and liquid) Kulzer Technique, Germany 64708471; 64708474 Acrylic dental cement for craniotomy tap
Wistar rats (Rattus norvergicus) Charles River, Spain animal facility Animal model used
Xylagesic Laboratorios Karizoo, A.A, Spain 572599-4 Xylazine (anesthetic drug)
Normon S.A., Spain 602910 Mepivacaine in gel for topical use

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Gildenberg, P. L. Neuromodulation: A historical perspective. Neuromodulation. 1, 9-20 (2009).
  2. Lee, D. J., Lozano, C. S., Dallapiazza, R. F., Lozano, A. M. Current and future directions of deep brain stimulation for neurological and psychiatric disorders. Journal of Neurosurgery. 131 (2), 333-342 (2019).
  3. Casquero-Veiga, M. Preclinical molecular neuroimaging in deep brain stimulation. Complutense University of Madrid. , Faculty of Medicine, Department of Pharmacology (2021).
  4. Blaha, C. D. Theories of deep brain stimulation mechanisms. Deep Brain Stimulation: Indictions and Applications. , Jenny Stanford Publishing. New York. 314-338 (2016).
  5. Fins, J. J. Deep brain stimulation: Ethical issues in clinical practice and neurosurgical research. Neuromodulation. 1, 81-91 (2009).
  6. Desmoulin-Canselier, S., Moutaud, B. Animal models and animal experimentation in the development of deep brain stimulation: From a specific controversy to a multidimensional debate. Frontiers in Neuroanatomy. 13, 51 (2019).
  7. Casquero-Veiga, M., Hadar, R., Pascau, J., Winter, C., Desco, M., Soto-Montenegro, M. L. Response to deep brain stimulation in three brain targets with implications in mental disorders: A PET study in rats. PLOS One. 11 (12), 0168689 (2016).
  8. Casquero-Veiga, M., García-García, D., Desco, M., Soto-Montenegro, M. L. Understanding deep brain stimulation: In vivo metabolic consequences of the electrode insertional effect. BioMed Research International. 2018, 1-6 (2018).
  9. Casquero-Veiga, M., García-García, D., Pascau, J., Desco, M., Soto-Montenegro, M. L. Stimulating the nucleus accumbens in obesity: A positron emission tomography study after deep brain stimulation in a rodent model. PLOS One. 13 (9), 0204740 (2018).
  10. Pascau, J., Vaquero, J. J., Abella, M., Cacho, R., Lage, E., Desco, M. Multimodality workstation for small animal image visualization and analysis. Scientific Papers. Molecular Imaging and Biology. 8, 97-98 (2006).
  11. Paxinos, G., Watson, C. The Rat Brain in Stereotaxic Coordinates. , Academic Press. Sydney. (1998).
  12. Roy, M., et al. A dual tracer PET-MRI protocol for the quantitative measure of regional brain energy substrates uptake in the rat. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (82), e50761 (2013).
  13. Klein, J., et al. A novel approach to investigate neuronal network activity patterns affected by deep brain stimulation in rats. Journal of Psychiatric Research. 45 (7), 927-930 (2011).
  14. Soto-Montenegro, M. L., Pascau, J., Desco, M. Response to deep brain stimulation in the lateral hypothalamic area in a rat model of obesity: In vivo assessment of brain glucose metabolism. Molecular Imaging and Biology. , 830-837 (2014).
  15. Pascau, J., et al. Automated method for small-animal PET image registration with intrinsic validation. Molecular Imaging and Biology. 11 (2), 107-113 (2009).
  16. Andersson, J. L. R. How to estimate global activity independent of changes in local activity. Neuroimage. 244 (60), 237-244 (1997).
  17. Wellcome Trust Centre for Neuroimaging SPM12-Statitstical Parametric Mapping. , Available from: https://www.fil.ion.ucl.ac.uk/spm/software/spm12/ (2022).
  18. Lozano, A. M., et al. Deep brain stimulation: current challenges and future directions. Nature Reviews Neurology. 15 (3), (2019).
  19. Boecker, H., Drzezga, A. A perspective on the future role of brain pet imaging in exercise science. NeuroImage. 131, (2016).
  20. Sprengers, M., et al. Deep brain stimulation reduces evoked potentials with a dual time course in freely moving rats: Potential neurophysiological basis for intermittent as an alternative to continuous stimulation. Epilepsia. 61 (5), 903-913 (2020).
  21. Middlebrooks, E. H., et al. Acute brain activation patterns of high- versus low-frequency stimulation of the anterior nucleus of the thalamus during deep brain stimulation for epilepsy. Neurosurgery. 89 (5), 901-908 (2021).
  22. Ashkan, K., Rogers, P., Bergman, H., Ughratdar, I. Insights into the mechanisms of deep brain stimulation. Nature Reviews Neurology. 13 (9), 548-554 (2017).
  23. Williams, N. R., Taylor, J. J., Lamb, K., Hanlon, C. A., Short, E. B., George, M. S. Role of functional imaging in the development and refinement of invasive neuromodulation for psychiatric disorders. World Journal of Radiology. 6 (10), 756-778 (2014).
  24. Rodman, A. M., Dougherty, D. D. Nuclear medicine in neuromodulation. Neuromodulation in Psychiatry. , John Wiley & Sons. West Sussex, UK. 81-99 (2016).
  25. Albaugh, D. L., Shih, Y. -Y. I. Neural circuit modulation during deep brain stimulation at the subthalamic nucleus for Parkinson's disease: what have we learned from neuroimaging studies. Brain Connectivity. 4 (1), 1-14 (2014).
  26. Mayberg, H. S., et al. Reciprocal limbic-cortical function and negative mood: Converging PET findings in depression and normal sadness. Neurology, and Radiology. 156 (5), 675-682 (1999).
  27. Kennedy, S. H., et al. Differences in brain glucose metabolism between responders to CBT and Venlafaxine in a 16-week randomized controlled trial. American Journal of Psychiatry. 164 (5), 778-788 (2007).
  28. Kennedy, S. H., et al. Changes in regional brain glucose metabolism measured with positron emission tomography after paroxetine treatment of major depression. American Journal of Psychiatry. 158 (6), 899-905 (2001).
  29. Brown, E. C., Clark, D. L., Forkert, N. D., Molnar, C. P., Kiss, Z. H. T., Ramasubbu, R. Metabolic activity in subcallosal cingulate predicts response to deep brain stimulation for depression. Neuropsychopharmacology. 45, 1681-1688 (2020).
  30. Klooster, D. C. W., et al. Technical aspects of neurostimulation: Focus on equipment, electric field modeling, and stimulation protocols. Neuroscience & Biobehavioral Reviews. 65, 113-141 (2016).
  31. Kasoff, W., Gross, R. E. Deep brain stimulation: Introduction and Technical Aspects. Neuromodulation in Psychiatry. , John Wiley & Sons. West Sussex, UK. 245-275 (2016).
  32. Perez-Caballero, L., et al. Early responses to deep brain stimulation in depression are modulated by anti-inflammatory drugs. Molecular Psychiatry. 19, 607-614 (2014).
  33. Solera Ruiz, I., UñaOrejón, R., Valero, I., Laroche, F. Craniotomy in the conscious patient. Considerations in special situations. Spanish Journal of Anesthesiology and Resuscitation. 60 (7), 392-398 (2013).
  34. Casali, M., et al. State of the art of 18F-FDG PET/CT application in inflammation and infection: a guide for image acquisition and interpretation. Clinical and Translational Imaging. 9 (4), 299-339 (2021).
  35. Gonzalez-Escamilla, G., Muthuraman, M., Ciolac, D., Coenen, V. A., Schnitzler, A., Groppa, S. Neuroimaging and electrophysiology meet invasive neurostimulation for causal interrogations and modulations of brain states. NeuroImage. 220, 117144 (2020).

Tags

Nevrovitenskap utgave 181 stereotaksisk kirurgi dyp hjernestimulering positronemisjonstomografi [18F]-fluorodeoksyglukose nevrostimulering dyremodeller
<em>In vivo</em> Positronemisjonstomografi for å avsløre aktivitetsmønstre indusert av dyp hjernestimulering hos rotter
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Casquero-Veiga, M., Lamanna-Rama,… More

Casquero-Veiga, M., Lamanna-Rama, N., Romero-Miguel, D., Desco, M., Soto-Montenegro, M. L. In vivo Positron Emission Tomography to Reveal Activity Patterns Induced by Deep Brain Stimulation in Rats. J. Vis. Exp. (181), e63478, doi:10.3791/63478 (2022).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter