Summary
هناك العديد من الاختلافات بين البطينين الأيمن والأيسر. ومع ذلك ، لم يتم توضيح الفيزيولوجيا المرضية لاحتشاء البطين الأيمن (RVI). في هذا البروتوكول ، تم إدخال طريقة قابلة للتكرار لتوليد نموذج الماوس RVI ، والتي قد توفر وسيلة لشرح آلية RVI.
Abstract
احتشاء البطين الأيمن (RVI) هو عرض شائع في الممارسة السريرية. يمكن أن يؤدي RVI الشديد إلى خلل وظيفي في الدورة الدموية القاتلة وعدم انتظام ضربات القلب. على النقيض من نموذج احتشاء عضلة القلب (MI) المستخدم على نطاق واسع والذي تم إنشاؤه بواسطة ربط الشريان التاجي الأيسر ، نادرا ما يتم استخدام نموذج الماوس RVI بسبب الصعوبة المرتبطة بتوليد النموذج. تتطلب الأبحاث حول آليات وعلاج إعادة تشكيل RV الناجم عن RVI والخلل الوظيفي نماذج حيوانية لمحاكاة الفيزيولوجيا المرضية ل RVI في المرضى. تقدم هذه الدراسة إجراء ممكنا لتوليد نموذج RVI في الفئران C57BL/6J. علاوة على ذلك ، تم تمييز هذا النموذج بناء على ما يلي: تقييم حجم الاحتشاء عند 24 ساعة بعد MI ، وتقييم إعادة تشكيل القلب ووظيفته باستخدام تخطيط صدى القلب ، وتقييم ديناميكا الدم RV ، وعلم الأنسجة لمنطقة الاحتشاء في 4 أسابيع بعد RVI. بالإضافة إلى ذلك ، تم إجراء جبيرة الأوعية الدموية التاجية لمراقبة ترتيب الشرايين التاجية في RV. هذا النموذج الفأر من RVI من شأنه أن يسهل البحث عن آليات قصور القلب الأيمن والبحث عن أهداف علاجية جديدة لإعادة تشكيل RV.
Introduction
البطين الأيمن (RV) ، الذي كان يعتقد منذ فترة طويلة أنه أنبوب بسيط متصل بالشريان الرئوي ، تم إهماله بشكل خاطئ لسنوات عديدة1. ومع ذلك ، كان هناك اهتمام متزايد بوظيفة RV مؤخرا لأنها تلعب دورا أساسيا في اضطرابات الدورة الدموية 2,3 وقد تكون بمثابة مؤشر مستقل للمخاطر لأمراض القلب والأوعية الدموية 4,5,6,7. تشمل أمراض RV احتشاء RV (RVI) ، وارتفاع ضغط الدم في الشريان الرئوي ، وأمراض الصمامات8. على النقيض من الاهتمام الهائل بارتفاع ضغط الدم في الشريان الرئوي ، ظل RVI مهملا 7,9.
RVI ، عادة ما يكون مصحوبا باحتشاء عضلة القلب السفلي الخلفي10,11 ، ناتج عن انسداد الشريان التاجي الأيمن (RCA). وفقا للتحقيقات السريرية ، من المحتمل أن يؤدي RVI الحاد إلى اضطرابات الدورة الدموية وعدم انتظام ضربات القلب ، مثل انخفاض ضغط الدم ، وبطء القلب ، والكتلة الأذينية البطينية ، المرتبطة بارتفاع معدلات المراضة والوفيات في المستشفى12،13،14. يمكن أن تتعافى وظيفة RV تلقائيا إلى حد ما حتى في حالة عدم وجود إعادة تروية15,16. توجد العديد من الاختلافات المورفولوجية والوظيفية بين البطين الأيسر (LV) و RV17. يعتقد أن RV أكثر مقاومة لنقص التروية من LV8 ، ويرجع ذلك جزئيا إلى تكوين الدورة الدموية الجانبية الأكثر شمولا بعد RVI. إن توضيح الاختلافات بين احتشاء الجهد المنخفض (LVI) و RVI وتحديد الآليات الأساسية من شأنه أن يوفر أهدافا علاجية جديدة لتجديد القلب وفشل القلب الإقفاري. ومع ذلك ، نظرا للصعوبة المرتبطة بتوليد نموذج الماوس RVI ، فإن الأبحاث الأساسية حول RVI محدودة بشكل أساسي.
تم إنشاء نموذج حيواني كبير من RVI عن طريق ربط RCA في الخنازير18 ، وهو أسهل في التشغيل بسبب RCA المرئي. بالمقارنة مع النموذج الحيواني الكبير ، يتمتع نموذج الفأر بالمزايا التالية: المزيد من إمكانية الوصول في التلاعب بالجينات ، وانخفاض التكلفة الاقتصادية ، وفترة تجريبية أقصر19,20. على الرغم من أنه تم الإبلاغ سابقا عن نموذج RVI للماوس يركز على تأثير RVI على وظيفة LV ، إلا أن الخطوات التفصيلية للإجراء ، والصعوبات ونقاط التشغيل الرئيسية ، وخصائص النموذج مثل التغيرات الديناميكية الدموية لم يتم تقديمها بالكامل 9,21.
توفر هذه المقالة إجراءات جراحية مفصلة لإنشاء نموذج الماوس من RVI. علاوة على ذلك ، تميز هذا النموذج بقياس تخطيط صدى القلب ، وتقييم الدورة الدموية الغازية ، والتحليل النسيجي. علاوة على ذلك ، تم إجراء جبيرة الأوعية الدموية التاجية لمراقبة ترتيب الشرايين التاجية في RV. ستساعد التقنية التي تم إدخالها في هذه الورقة المبتدئين على فهم جيل نموذج RVI للماوس بسرعة مع معدل وفيات التشغيل المقبول ونهج التقييم الموثوقة. سيساعد نموذج الماوس من RVI في البحث عن آليات قصور القلب الأيمن والبحث عن أهداف علاجية جديدة لإعادة تشكيل RV.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
تم تنفيذ جميع الإجراءات وفقا لدليل رعاية واستخدام المختبر الذي نشرته المعاهد الوطنية الأمريكية للصحة (منشور المعاهد الوطنية للصحة رقم 85-23 ، المنقح في عام 1996) وتمت الموافقة عليه من قبل لجنة أخلاقيات الحيوان في مستشفى نانفانغ ، الجامعة الطبية الجنوبية (قوانغتشو ، الصين). تم الحصول على الفئران الذكور السليمة C57BL / 6J (8-10 أسابيع من العمر ؛ وزن الجسم ، 25-30 جم) من مركز الحيوان في الجامعة الطبية الجنوبية. يمكن أيضا استخدام الفئران الإناث ، ولكن لا ينصح بخلط كلا الجنسين بسبب التأثيرات المحتملة للاختلافات بين الجنسين. بعد وصولها ، تم إيواء الفئران تحت دورة مظلمة / ضوئية مدتها 12 ساعة / 12 ساعة (3-4 فئران لكل قفص) ، مع طعام وماء مخصصين.
1. التحضير للجراحة
- تعقيم الأدوات الجراحية عن طريق التعقيم قبل الجراحة. اضبط وسادة التدفئة على 37 درجة مئوية.
- تخدير الفئران عن طريق حقن داخل الصفاق من 50 ملغم / كغم من البنتوباربيتال (انظر جدول المواد) لتخفيف الألم الجراحي. ضع الفئران في صناديق منفصلة لتحريض التخدير. تأكد من عمق التخدير من خلال عدم وجود استجابة لانسحاب إصبع القدم.
ملاحظة: يوصى أيضا باستخدام 1.5٪ أيسوفلوران للتخدير بالاستنشاق لأنه أفضل للتسكين. - ضع الفئران مستلقية على الوسادة عن طريق تثبيت القواطع الخاصة بها بخياطة وشل حركة أطرافها بشريط لاصق. تأكد من عمق التخدير مرة أخرى عن طريق التحقق من رد الفعل.
- إزالة الشعر من الرقبة إلى خنفساء مع كريم مزيل الشعر. تطهير المنطقة الجراحية 3 مرات مع فرك مطهر بالتناوب والكحول 75 ٪ ثم لف المجال الجراحي.
- قم بإجراء التنبيب باتباع الخطوات أدناه.
- اضبط تردد تنفس الحيوان باستخدام جهاز تهوية صغير (انظر جدول المواد) إلى 150 / دقيقة وحجم المد والجزر إلى 300 ميكرولتر.
ملاحظة: من غير الضروري استخدام وضع الضغط الزفيري النهائي الإيجابي. - اسحب اللسان قليلا باستخدام ملاقط ، وارفع الفك السفلي باستخدام مثبط اللسان لفضح المزمار ، وقم بإجراء التنبيب داخل القصبة الهوائية عن طريق إدخال قنية 22 جم في المزمار.
- قم بتشغيل جهاز التنفس الصناعي الصغير وقم بتوصيل قنية القصبة الهوائية بجهاز التنفس الصناعي. تشير ظاهرة التموج الصدري التي تصبح مساوية لتردد جهاز التنفس الصناعي إلى نجاح التنبيب. إصلاح القنية بشريط لمنع الانزلاق أثناء العملية.
- اضبط تردد تنفس الحيوان باستخدام جهاز تهوية صغير (انظر جدول المواد) إلى 150 / دقيقة وحجم المد والجزر إلى 300 ميكرولتر.
2. الربط الدائم للشريان التاجي الأيمن
- قم بتوصيل أقطاب تخطيط القلب الكهربائي (ECG) (انظر جدول المواد) بأطراف الماوس بشكل صحيح وسجل تخطيط القلب.
ملاحظة: يتم اختيار أحد العملاء المتوقعين II أو III أو AVF كعميل متوقع للرصد؛ الرصاص الثالث هو الأنسب. - افتح الصدر.
- قم بعمل شق بطول 1 سم في الجلد مواز للضلع الأيمن الثالث باستخدام مقص العيون. تحديد الوربي الثالث مرة أخرى وضمان مساحة كافية وفقا لزاوية القص.
ملاحظة: اتجاه شق الجلد مصنوع من زاوية القص إلى خط الإبط الأمامي الأيمن. - فصل وقطع العضلات الصدرية الرئيسية والصدرية الصغيرة مع مقص وملقط صغير فوق الفضاء الوربي الثالث. بعد ذلك ، افصل العضلة الوربية بصراحة باستخدام ملقط الكوع لفضح المجال الجراحي.
ملاحظة: يجب قطع جزء صغير فقط من العضلات الصدرية ، ثم يوصى بفصل حاد لكشف القلب. - شق التامور. ارفع الأذين الأيمن بالقطن المعقم وقم بربط RCA بمعقم 8-0 خيط النايلون مع نطاق ربط من 3-5 ملم. بعد ربط RCA ، يظهر مراقبة ECG (الرصاص III) ارتفاع الجزء ST.
ملاحظة: نظرا لأن الماوس RCA غير مرئي ، يجب تأكيد موقعه التشريحي بعناية. عضلة القلب من RV أرق بكثير من عضلة LV. لذلك ، من الصعب فهم عمق الإبرة المدخلة. من السهل تحفيز بطء القلب الجيبي والكتلة الأذينية البطينية إذا كان عمق الإبرة المدرجة عميقا جدا وكان نطاق الربط كبيرا جدا.
- قم بعمل شق بطول 1 سم في الجلد مواز للضلع الأيمن الثالث باستخدام مقص العيون. تحديد الوربي الثالث مرة أخرى وضمان مساحة كافية وفقا لزاوية القص.
- قم بإزالة القطن المعقم وخياطة العضلات والجلد باستخدام خيط نايلون معقم 5-0 لإغلاق الشق الوربي. تطهير الجلد مرة أخرى مع الكحول 75 ٪ ومنزل واحد الفأر بعد الجراحة.
ملاحظة: العضلات المخيطة جيدا مهمة لتجنب aerothorax. يتم وضع أنبوب تصريف معقم في تجويف الصدر حتى الانتهاء من إغلاق الصدر ، ثم يتم إخلاء تجويف الصدر بواسطة حقنة حقن تربط أنبوب التصريف.
ملاحظة: بعد الجراحة ، يتم وضع الفئران على وسادة التدفئة. المسكنات مثل البوبرينورفين (0.1 مغ / كغ من وزن الجسم ، الحقن تحت الجلد) مطلوبة للحد من آلام الحيوانات بعد الجراحة. المضاعفات المتوقعة هي بطء القلب الجيبي والكتلة الأذينية البطينية ، ومعدل الوفيات بعد الجراحة هو 10-20 ٪.
3. تقييم تخطيط صدى القلب لوظيفة RV بعد الجراحة
ملاحظة: بالنسبة لتخطيط صدى القلب، استخدم مسبارا MS400D بتردد مركزي يبلغ 30 ميجاهرتز، متصلا بنظام تصوير بالموجات فوق الصوتية عالي الدقة (انظر جدول المواد). يتم إجراء فحص تخطيط صدى القلب بعد 4 أسابيع من الجراحة.
- تخدير الفأر مع 3 ٪ من الايزوفلوران عن طريق الاستنشاق.
- ضع الماوس في وضع ضعيف على منصة بالموجات فوق الصوتية لتثبيت الحيوانات والتشغيل بالموجات فوق الصوتية. قم بربط مخالبه بالقطب الكهربائي للحصول على تسجيل ECG من خلال نظام متصل بجهاز الموجات فوق الصوتية.
- مراقبة معدل ضربات القلب من خلال تخطيط القلب والحفاظ عليه بين 450-550 نبضة / دقيقة عن طريق ضبط تركيز المخدر بين 1.5 ٪ و 3 ٪.
- قم بإزالة الشعر من صدر الفأر باستخدام كريم مزيل للشعر وتطبيق هلام الموجات فوق الصوتية على جلد الصدر.
- اضبط النظام الأساسي على الوضع الأفقي. قم بتوجيه محول الطاقة بالتوازي مع الساق اليسرى واحصل على صورة البطين الأيسر ذات المحور الطويل. قم بتدوير المسبار 90 درجة في اتجاه عقارب الساعة للحصول على عرض LV قصير المحور. اضغط على زر مخزن Cine لحفظ الصور.
ملاحظة: يميل الجزء العلوي الأيسر من النظام الأساسي عند أدنى نقطة. يتم الحفاظ على زاوية دوران LV قصيرة المحور لمحول الطاقة بينما يتم توجيه محول الطاقة نحو الكتف الأيمن للماوس. - تحرك لأسفل الترجام عموديا، مع الحفاظ على موقعه فوق الجزء العلوي من البطن وأسفل الحجاب الحاجز للماوس تحت الوضع B. اضبط موضع المنصة قليلا عن طريق تدوير محوريها x وy حتى يتم رؤية RV والأتريوم الأيمن (RA) والأتريوم الأيسر (LA) والجهد المنخفض بوضوح على الشاشة. احفظ الصور القمية المكونة من أربع غرف بالضغط على زر مخزن Cine أو Frame .
ملاحظة: يستخدم الوضع B لإظهار العرض ثنائي الأبعاد (2D) للقلب. - اضغط على وضع M-mode ؛ بعد ظهور خط المؤشر 2x ، حدد موقع خط المؤشر في فتحة الصمام ثلاثي الشرف للحصول على حركة المستوى الحلقي ثلاثي الشرف. اضغط على زر مخزن Cine أو مخزن الإطارات لحفظ البيانات والصور.
ملاحظة: وضع M يعني وضع الحركة، والذي يكشف عن حركة القلب أو الوعاء في شكل منحني. - اضغط على الزر قياس للدخول في وضع القياس. انقر فوق زر قياس المنطقة إلى المنطقة إلى RV و LV. احسب مساحة RV و LV للحصول على نسبة مساحة RV إلى LV.
- انقر على زر المخطط الزمني وقم بعمل خطين أساسيين لتحديد نطاق حركة المستوى الحلقي ثلاثي الشرف خلال الفترتين الانقباضية والانبساطية. انقر على زر المسافة وقم بقياس المسافة بين خطين أساسيين للحصول على رحلة انقباضية حلقية ثلاثية الشرف (TAPSE).
- قم بإمالة الجانب الأيسر من المنصة عند أدنى نقطة. حافظ على المسبار بزاوية 30 درجة إلى المحور الأفقي على طول خط الإبط الأمامي الأيمن. قم بتدوير المحورين x و y للنظام الأساسي لعرض RV.
- اضغط على زر الوضع M وحدد موقع خط المؤشر عند نقطة فرط صدى الحاجز للحصول على صورة الوضع M لواجهة RV. اضغط على زر مخزن Cine لحفظ الصورة.
- افتح صورة الوضع M لواجهة RV ، واضغط على زر القياس للدخول في وضع القياس . قم بقياس المسافة الداخلية RV في نهاية الانبساط (RVIDd) ، وجزء طرد RV (RVEF) ، وتقصير كسر RV (RVFS) باستخدام أداة القياس المدمجة لنظام تخطيط صدى القلب.
- توقف عن إعطاء الأيزوفلوران وضع الماوس على وسادة التدفئة لمدة 3-5 دقائق حتى يستعيد وعيه. بعد ذلك ، أعد الماوس إلى قفصه مع دورة ضوء / ظلام لمدة 12 ساعة.
4. القياسات الغازية لديناميكية الدم RV
ملاحظة: يتم تقييم ديناميكية الدم RV من خلال قسطرة القلب اليمنى بعد 4 أسابيع من RVI. يتم تطبيق قسطرة 1.0 F جنبا إلى جنب مع نظام مراقبة.
- تخدير الفأر عن طريق حقن داخل الصفاق من 50 ملغم / كغم من بنتوباربيتال الصوديوم (انظر جدول المواد).
- بعد التأكد من اختفاء منعكس سحب الدواسة ، حافظ على الماوس في وضع ضعيف وشل حركته بشريط لاصق.
- حلق شعر الصدر من الزاوية القصية إلى الخنازير. تطهير منطقة العمليات بالكحول بنسبة 75٪.
- إجراء التنبيب القصبي وتعيين معلمة جهاز التنفس الصناعي الحيواني كما هو موضح في الخطوات 1.5.2-1.5.3.
- قم بعمل شق ثنائي 1 سم على الجلد فوق عملية الخناق وقم بعبور الحجاب الحاجز والضلع بمقص العين لفضح القلب.
- ثقب الجدار الخالي من البطين الأيمن بإبرة 32 جم. قم بإزالة الإبرة واضغط على الجرح بالقطن لوقف النزيف.
- أدخل طرف القسطرة في البطين الأيمن من خلال موقع الثقب وادفع القسطرة إلى الأمام ببطء. اضبط موضع الطرف للحصول على شكل موجي نموذجي لضغط RV يظهر على الشاشة ونظام التسجيل.
ملاحظة: الوريد الوداجي الأيمن هو أيضا طريق مناسب لقياس ديناميكا الدم. - بعد 10 دقائق من الاستقرار، سجل بيانات ضغط الدم الانقباضي RV (RVSBP)، والضغط الانبساطي النهائي RV (RVEDP)، وRV dP/dt. انقر فوق الزر " تحديد " لتحديد دورات القلب للحساب ثم انقر فوق الزر " تحليل" لحساب القيم المتوسطة للدورات المحددة.
- قم بإزالة القسطرة بعد الانتهاء من التسجيل ثم ضعها داخل محلول ملحي عادي.
- القتل الرحيم للفأر عن طريق الحقن داخل الصفاق من جرعة زائدة من الصوديوم بنتوباربيتال (150 ملغ / كغ) ثم التضحية به عن طريق خلع عنق الرحم.
- جمع القلب والساق للتحليل النسيجي.
5. صب الأوعية الدموية التاجية باستخدام عامل صب الأوعية الدموية
- قم بتثبيط الماوس عن طريق حقن داخل الصفاق من 200 وحدة دولية / مل من الصوديوم الهيبارين عند 2000 وحدة دولية / كجم (انظر جدول المواد).
- تخدير الفأر عن طريق حقن داخل الصفاق من 50 ملغم / كغم من بنتوباربيتال الصوديوم.
- ضع الحيوان ضعيفا على الوسادة وقم بالتنبيب للتهوية الاصطناعية باتباع الخطوات 1.5.2-1.5.3.
- افتح الصدر بمقص جراحي كما هو موضح في الخطوة 4.5 وكشف القلب.
- اصنع درجة 3 مم باستخدام مقص العيون على الأذينين الأيمن وقم بدمج القلب ب 5 مل من المياه المالحة الطبيعية من خلال قمة القلب باستخدام حاقن.
- انسداد الدم من الشريان الأورطي باستخدام مشبك الأبهر وإدخال 0.1 مل من النتروجليسرين (1 ملغم / مل) من خلال قمة القلب باستخدام حاقن لتوسيع الشريان التاجي.
- تحضير الكاشف المصبوب عن طريق خلط المكونات في المجموعة وفقا لتعليمات الشركة المصنعة (انظر جدول المواد).
ملاحظة: يوصى بإعداد الكاشف المصبوب والتروية باستخدام محلول ملحي طبيعي ونتروجليسرين في وقت واحد لمنع إغلاق الأوعية الدموية الدقيقة. - قم بدمج القلب مع 1 مل من الكاشف المصبوب من خلال قمة القلب وانتظر لمدة 2-3 ساعات.
- تآكل القلب مع 50 ٪ هيدروكسيد الصوديوم لمدة 2-3 أيام وإزالة الأنسجة العضلية أو النسيج الضام عن طريق الشطف مع المالحة الطبيعية.
- التقط صورا تحت الكاميرا.
تحذير: الكاشف المصبوب ضار بالعينين والجلد والجهاز التنفسي. هيدروكسيد الصوديوم هو التآكل. مطلوب ارتداء قفازات واقية ونظارات واقية ومعطف مختبر. يجب تحضير كاشف الزهر في غطاء الدخان.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
في هذه الدراسة ، تم تعيين الفئران عشوائيا إلى مجموعة RVI (n = 11) أو عملية صورية (n = 11). يظهر المصبوب التاجي في قلبين عاديين للفئران في الشكل 1A. واستجابة لربط RCA، شوهد ارتفاع الجزء ST في المقدمة III من ECG (الشكل 1B). علاوة على ذلك ، أظهر تلطيخ كلوريد رباعي الفينيل ثلاثي الفينيل (TTC) 2,3,5 أن منطقة الاحتشاء تمثل 45٪ من الجدار الحر RV في 24 ساعة بعد العملية الجراحية (الشكل 1C ، D). تشير البيانات المذكورة أعلاه إلى الجيل الناجح لنموذج الماوس RVI.
تم إجراء تسجيلات لمنظر القمة المكون من 4 غرف (الشكل 2A) وعرض غرفتين في محور LV القصير وقياسات تخطيط صدى القلب M-mode (الشكل 2B) المقابلة في 4 أسابيع بعد الجراحة لتقييم إعادة تشكيل RV ووظيفته. بالمقارنة مع ذلك في المجموعة الصورية ، زاد البعد الداخلي RV في نهاية الانبساط (RVIDd) في مجموعة RVI (الشكل 2C) ، وكان أكثر من مرتين في المجموعة الصورية (الشكل 2A). كان الكسر القذفي RV (RVEF) ، وتقصير كسر RV (RVFS) ، والرحلة الانقباضية الحلقية ثلاثية الشرف (TAPSE) أصغر بكثير في مجموعة RVI منه في المجموعة الصورية (الشكل 2D-F). زادت نسبة مساحة RV / LV بنسبة 50٪ تقريبا مقارنة بالمجموعة الصورية (الشكل 2G).
خضعت الفئران لقياس ديناميكية الدم RV بعد 4 أسابيع من الجراحة. في مجموعة RVI ، كان انكماش RVSBP و dp / dt max و dp / dt min و RV أصغر بكثير. وفي الوقت نفسه، كان مؤشر RVEDP و τ (tau) أكثر أهمية بكثير من تلك الموجودة في المجموعة الصورية (الشكل 3A-E).
بعد أربعة أسابيع من الجراحة ، تم التضحية بالفئران. كان تمدد الأوعية الدموية RV مرئيا في المنطقة المحتقنة (الشكل 4A). كانت نسبة وزن القلب إلى وزن الجسم (HW / BW) ونسبة وزن القلب إلى طول الساق (HW / TL) في مجموعة RVI أكبر قليلا (بدون دلالة إحصائية) من تلك الموجودة في المجموعة الصورية (الشكل 4B ، C). أشار تلطيخ ماسون22 إلى تليف كبير في الجدار الخالي من RV ، ونادرا ما حدث تليف في الحاجز في مجموعة RVI (الشكل 4D ، E). في المقابل ، كان عدد قليل من الخلايا العضلية القلبية الباقية على قيد الحياة في منطقة الاحتشاء (الشكل 4F).
الشكل 1: تغيرات تخطيط القلب الكهربائي (ECG) وحجم الاحتشاء بعد ربط الشريان التاجي الأيمن (RCA). (أ) صور تمثيلية للقالب الوعائي التاجي للفأر. شريط المقياس = 4 مم (B) تغيير تخطيط القلب Lead III استجابة لربط RCA. (ج) صور تمثيلية لتلطيخ كلوريد رباعي الفينيل ثلاثي الفينيل (TTC) 2,3,5 (يشير اللون الأبيض إلى منطقة الاحتشاء ، ويشير اللون الأحمر إلى الأنسجة القابلة للحياة). شريط المقياس = 4 مم (D) تحديد حجم احتشاء عضلة القلب لفئران RVI. يتم تقديم البيانات كمتوسط ± SEM ، * P < 0.01 مقابل مجموعة صورية ، n = 6 لكل مجموعة (اثنين من اختبار t عينة مستقلة). يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.
الشكل 2: تقييم تخطيط صدى القلب لإعادة تشكيل البطين الأيمن (RV) ووظيفته في الفئران المعرضة لربط RCA. (أ) صور الوضع B التمثيلية في عرض من أربع غرف بعد 4 أسابيع من ربط RCA. شريط المقياس = 2 مم (B) صور نموذجية لوضع B-Mode في واجهة البطين الأيمن (العلوي) ووضع M-Mode المقابل (السفلي) تظهر كلا من LV و RV في 4 أسابيع بعد ربط RCA ؛ شريط المقياس = 2 مم (C) RV البعد الداخلي في نهاية الانبساط (RVIDd). (د) تقصير جزء RV (RVFS). (ه) الكسر القذفي RV (RVEF). (و) رحلة انقباضية حلقية ثلاثية الشرف (TAPSE). (ز) نسبة مساحة RV/LV. يتم تقديم البيانات كمتوسط ± SEM. * P < 0.01 مقابل مجموعة صورية ، n = 6 لكل مجموعة (اثنين من اختبار t عينة مستقلة). LV ، البطين الأيسر. RVI ، احتشاء البطين الأيمن. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.
الشكل 3: ديناميكا الدم البطينية اليمنى (RV) في 4 أسابيع بعد ربط الشريان التاجي الأيمن. (أ) تم الحصول على منحنيات الضغط التمثيلية باستخدام قسطرة الضغط. (ب) ضغط الدم الانقباضي البطيني الأيمن (RVSBP) وضغط البطين الأيمن الانبساطي النهائي (RVEDP). (ج) الحد الأقصى والحد الأدنى لمعدل ارتفاع ضغط RV (dp / dt max ، dp / dt min). (د) انقباض RV. (ه) ثابت الزمن الأسي لاسترخاء RV (τ). *P < 0.01 مقابل مجموعة صورية ، n = 6 لكل مجموعة (اثنين من اختبار t عينة مستقلة). يتم تقديم البيانات على أنها متوسط ± SEM. RVI ، احتشاء البطين الأيمن ؛ RVP ، ضغط البطين الأيمن. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.
الشكل 4: النتائج النسيجية في 4 أسابيع بعد RVI. (A) صور لقلب تمثيلي كامل من مجموعة صورية و RVI (تشير الدائرة الحمراء إلى جدار احتشاء ؛ شريط مقياس = 3 مم). (ب) نسبة وزن القلب إلى وزن الجسم (HW / BW) ، P = 0.0536 بين RVI ومجموعة صورية. (C) نسبة طول HW إلى الساق (HW / TL) ، P = 0.1682 بين RVI ومجموعة صورية. (د) تمثيل صور لتلطيخ الهيماتوكسيلين - إيوسين وتلطيخ ماسون لأقسام القلب (شريط المقياس = 3 مم). (ه) النتائج الكمية لتليف عضلة القلب. (F) صور تلطيخ ماسون التمثيلية التي تظهر الخلايا العضلية القلبية الباقية على قيد الحياة في منطقة الاحتشاء (الصورة اليمنى (شريط المقياس = 100 ميكرومتر) هي توسيع الأنسجة في المربع الأيسر (شريط المقياس = 1 مم). * P < 0.01 مقابل مجموعة صورية ، n = 6 لكل مجموعة (اثنين من اختبار t عينة مستقلة). يتم تقديم البيانات كمتوسط ± SEM. RVI ، احتشاء البطين الأيمن. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
أبلغ سيكارد وزملاؤه من فرنسا لأول مرة عن نموذج فأر من RVI في عام 2019 ، والذي وصف العملية الجراحية وركز على التفاعل بين LV و RV بعد RVI9. ومع ذلك ، حتى الآن ، لم تبلغ أي دراسة عن استخدام هذا النموذج لمزيد من الدراسات. سيكون الإجراء الأكثر تفصيلا مفيدا للباحثين لاستخدام نموذج الماوس من RVI للتحقيق. على النقيض من تقرير Sicard et al.9 ، قدمنا معلومات خطوة بخطوة لتوليد النموذج واستراتيجية مراقبة الجودة وقمنا بتقييم التوزيع التشريحي ل RCA ، وديناميكا الدم RV ، وبقاء الخلايا العضلية القلبية في منطقة الاحتشاء. أظهر تقرير حديث أن الخلايا العضلية القلبية في منطقة الاحتشاء تلعب دورا أساسيا في تجديد عضلة القلب23. ستتعافى وظيفة RV في المرضى الذين يعانون من RVI تلقائيا في غضون 3-12 شهرا ، حتى بدون إعادة التروية16,24. تشير هذه النتائج إلى أن نموذج RVI للفأر سيساعد في البحث عن أهداف علاجية محتملة لقصور القلب الأيمن أو تجديد القلب. لذلك ، من الضروري تعميم النموذج.
نظرا لعدم وضوح RCA واختلاف توزيع RCA ، سيكون من الصعب على المشغلين المبتدئين إنشاء نماذج RVI بأحجام احتشاء مستقرة. للتغلب على هذا القيد ، يوصى بالتحكم في مستوى الربط ونطاقه وضمان الارتفاع الكافي لجزء ST في الرصاص الثاني أو الثالث من ECG. الخطوة الأكثر أهمية لتوليد نموذج RVI للماوس بنجاح هي تحديد موقع البنية التشريحية ل RCA. كما هو موضح في الشكل 1A ، قد يحتوي الفأر RCA على شرايين أولية أو عدة شرايين متوازية. وبالتالي ، يعتمد حجم الاحتشاء على عدد الشرايين المسدودة. لذلك ، أثناء العملية الجراحية ، يمكن تأكيد موضع RCA وفقا للخصائص التشريحية للأذين الأيمن المجاور والوريد المرئي. عادة ما تظهر الفئران RVI احتشاء عضلة القلب في الجدار الحر ل RV. ومع ذلك ، نادرا ما يمكن أن يشارك الحاجز إذا كان الشريان الحاجز ينشأ من RCA ، كما هو موضح في الشكل 4D. يمكن ري الحاجز في الفئران عن طريق فرع الشريان التاجي الحاجز الخاص به25 أو فرع من RCA أو LCA26,27. بعد ربط RCA ، فإن تغيير ECG الكلاسيكي لارتفاع الجزء ST في خيوط EEG II أو III هو المعيار الذهبي للحكم على نجاح RVI.
نظرا لأن تمدد RV الناجم عن ربط RCA سيزيد من الضغط داخل التامور ثم يكبح جماح ملء القلب ، مما يؤدي إلى تفاقم اضطراب الدورة الدموية 9,10 ، يجب تمزيق التامور أثناء العملية. على النقيض من ارتفاع معدل تمزق القلب في الفئران مع ربط LCA ، لم يلاحظ أي تمزق في القلب في الفئران RVI. ومع ذلك ، يمكن أن تصل الوفيات الجراحية بسبب النزيف والكتلة الأذينية البطينية إلى 50٪ للمبتدئين ، والتي يمكن تجنبها عن طريق تقليل عمق ثقب غرزة الإبرة ونطاق عضلة القلب من ربط الخياطة ، وخفض وضع الربط ، والتلاعب اللطيف. يمكن للفنيين ذوي الخبرة في مختبرنا إكمال توليد نموذج فأر RVI في حوالي 30 دقيقة بمعدل نجاح يتراوح بين 80٪ و 90٪ محسوبا بنسبة بقاء الفئران ذات حجم الاحتشاء الكبير. تم الحكم على نجاح العملية من خلال الارتفاع الفوري لشريحة ST في الرصاص الثاني أو الثالث من ECG بعد ربط RCA ، والتلطيخ السلبي TTC لعضلة القلب في1st 24 h بعد الجراحة ، وتوسيع RV الذي يقاس بواسطة تخطيط صدى القلب في 3 أيام أو 1 أسبوع بعد الجراحة. يمكن استخدام ارتفاع ST في ECG يؤدي إلى الجدار السفلي وتوسع تخطيط صدى القلب ل RV في 3 أيام بعد الجراحة كمعايير إدراج للدراسات التي تستخدم نموذج RVI للماوس.
خلال فترة المتابعة التي استمرت 4 أسابيع ، لوحظ عدد غير قليل من الخلايا العضلية القلبية الباقية على قيد الحياة في منطقة احتشاء الفئران RVI ، والتي قد تكون أساسا معقولا للبحث التجديدي. لم يلاحظ إعادة تشكيل RV واستعادة الخلل الوظيفي في 4 أسابيع بعد RVI في هذا النموذج ، مما يشير إلى أن هذا النموذج ممكن أيضا للبحث الأساسي حول إعادة تشكيل القلب الأيمن والفشل.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
ليس لدى المؤلفين ما يكشفون عنه.
Acknowledgments
تم دعم هذا العمل من خلال منح من المؤسسة الوطنية للعلوم الطبيعية في الصين (82073851 إلى الأحد) والمؤسسة الوطنية الصينية لعلوم ما بعد الدكتوراه (2021M690074 إلى Lin).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 2,3,5-triphenyltetrazolium chloride | Sigma | T8877 | For TTC staining |
| Animal Mini Ventilator | Havard | Type 845 | For artificial ventilation |
| Animal ultrasound system VEVO2100 | Visual Sonic | VEVO2100 | Measurement for Doppler flow velocity and AS plaque |
| Batson’s #17 Anatomical Corrosion Kit | Polyscience Inc | 7349 | For vasculature casting |
| buprenorphine | Isoreag | 1134630-70-8 | For reduce the pain of mice after surgery |
| C57BL/6J mice + D29A1A2:D27 | Animal Center of South Medical University | - | For the generation of mouse RVI model |
| Camera | Sangnond | For taking photograph | |
| Cold light illuminator | Olympus | ILD-2 | Light for operation |
| electrocardiograph | ADI Instrument | ADAS1000 | For recording electrocardiogram |
| hair removal cream | Reckitt Benchiser | RQ/B 33 Type 2 | Remove mouse hair |
| Heat pad- thermostatic surgical system (ALC-HTP-S1) | SHANGHAI ALCOTT BIOTECH CO | ALC-HTP-S1 | Heating |
| Hematoxylin-eosin dye | Leagene | DH0003 | Hematoxylin-eosin staining |
| Heparin sodium salt | Macklin | H837056 | For heparization |
| Isoflurane | RWD life science | R510-22 | Inhalant anaesthesia |
| Lab made spatula | Work as a laryngoscope | ||
| Lab made tracheal cannula | For intubation | ||
| Matrx VIP 3000 Isofurane Vaporizer | Midmark Corporation | VIP 3000 | Anesthetization |
| Medical nylon suture (5-0) | Ningbo Medical Needle Co. | 5-0 | For chest close |
| Microsurgical elbow tweezers | RWD life science | F11021-11 | For surgery |
| Microsurgical scissors | NAPOX | MB-54-1 | For arteriotomy |
| Millar Catheter | AD Instruments, Shanghai | 1.0F | Measurement of pressure gradient |
| MS400D ultrasonic probe | Visual Sonic | MS400D | Measurement for Doppler flow velocity and AS plaque |
| needle forceps | Visual Sonic | F31006-12 | For surgery |
| nitroglycerin | BEIJING YIMIN MEDICINE Co | For dilating coronary artery | |
| Ophthalmic scissors | RWD life science | S11022-14 | For surgery |
| Pentobarbital sodium salt | Merck | 25MG | Anesthetization |
| PowerLab Multi-Directional Physiological Recording System | AD Instruments, Shanghai | 4/35 | Pressure recording |
| Precision electronic balance | Denver Instrument | TB-114 | Weighing scale |
| Silk suture (8-0) | Ningbo Medical Needle Co. | 6-0 | coronary artery ligation |
| Small animal microsurgery equipment | Napox | MA-65 | Surgical instruments |
| tissue forceps | Visual Sonic | F-12007-10 | For surgery |
| tissue scissor | Visual Sonic | S13052-12 | Open chest for hemodynamic measurement |
| Transmission Gel | Guang Gong pai | 250ML | preparation for Echocardiography measurement |
| Vascular Clamps | Visual Sonic | R31005-06 | For blocking blood from aorta |
References
- Rallidis, L. S., Makavos, G., Nihoyannopoulos, P. Right ventricular involvement in coronary artery disease: role of echocardiography for diagnosis and prognosis. Journal of the American Society of Echocardiography: Official Publication of the American Society of Echocardiography. 27 (3), 223-229 (2014).
- Frangogiannis, N. G. Fibroblasts and the extracellular matrix in right ventricular disease. Cardiovascular Research. 113 (12), 1453-1464 (2017).
- Ondrus, T., et al. Right ventricular myocardial infarction: From pathophysiology to prognosis. Experimental & Clinical Cardiology. 18 (1), 27-30 (2013).
- Badagliacca, R., et al. Right ventricular concentric hypertrophy and clinical worsening in idiopathic pulmonary arterial hypertension. The Journal of Heart and Lung Transplantation. 35 (11), 1321-1329 (2016).
- Verhaert, D., et al. Right ventricular response to intensive medical therapy in advanced decompensated heart failure. Circulation: Heart Failure. 3 (3), 340-346 (2010).
- Chen, K., et al. RNA interactions in right ventricular dysfunction induced type II cardiorenal syndrome. Aging (Albany NY). 13 (3), 4215-4241 (2021).
- Wang, Q., et al. Induction of right ventricular failure by pulmonary artery constriction and evaluation of right ventricular function in mice. Journal of Visualized Experiments. (147), e59431 (2019).
- Harjola, V. P., et al. Contemporary management of acute right ventricular failure: A statement from the heart failure association and the working group on pulmonary circulation and right ventricular function of the European society of cardiology. European Journal of Heart Failure. 18 (3), 226-241 (2016).
- Sicard, P., et al. Right coronary artery ligation in mice: a novel method to investigate right ventricular dysfunction and biventricular interaction. American Journal of Physiology: Heart and Circulatory Physiology. 316 (3), 684-692 (2019).
- Goldstein, J. A. Pathophysiology and management of right heart ischemia. Journal of the American College of Cardiology. 40 (5), 841-853 (2002).
- Stiermaier, T., et al. Frequency and prognostic impact of right ventricular involvement in acute myocardial infarction. Heart. 0, 1-8 (2020).
- Zehender, M., et al. Right ventricular infarction as an independent predictor of prognosis after acute inferior myocardial infarction. The New England Journal of Medicine. 328 (14), 981-988 (1993).
- Brodie, B. R., et al. Comparison of late survival in patients with cardiogenic shock due to right ventricular infarction versus left ventricular pump failure following primary percutaneous coronary intervention for ST-elevation acute myocardial infarction. The American Journal of Cardiology. 99 (4), 431-435 (2007).
- Konstam, M. A., et al. Evaluation and management of right-sided heart failure: A scientific statement from the american heart association. Circulation. 137 (20), 578-622 (2018).
- Leferovich, J. M., et al. Heart regeneration in adult MRL mice. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 98 (17), 9830-9835 (2001).
- Dell'Italia, L. J., et al. Hemodynamically important right ventricular infarction: Follow-up evaluation of right ventricular systolic function at rest and during exercise with radionuclide ventriculography and respiratory gas exchange. Circulation. 75 (5), 996-1003 (1987).
- Friedberg, M. K., Redington, A. N. Right versus left ventricular failure: differences, similarities, and interactions. Circulation. 129 (9), 1033-1044 (2014).
- Haraldsen, P., Lindstedt, S., Metzsch, C., Algotsson, L., Ingemansson, R. A porcine model for acute ischaemic right ventricular dysfunction. Interactive Cardiovascular and Thoracic Surgery. 18 (1), 43-48 (2014).
- Ren, L., Colafella, K. M. M., Bovée, D. M., Uijl, E., Danser, A. H. J. Targeting angiotensinogen with RNA-based therapeutics. Current Opinion in Nephrology and Hypertension. 29 (2), 180-189 (2020).
- Hacker, T. A. Animal models and cardiac extracellular matrix research. Advances in Experimental Medicine and Biology. 1098, 45-58 (2018).
- Chien, T. M., et al. Double right coronary artery and its clinical implications. Cardiology in the Young. 24 (1), 5-12 (2014).
- Zhu, Y., et al. Characterizing a long-term chronic heart failure model by transcriptomic alterations and monitoring of cardiac remodeling. Aging (Albany NY). 13 (10), 13585-13614 (2021).
- Cui, M., et al. Nrf1 promotes heart regeneration and repair by regulating proteostasis and redox balance. Nature Communications. 12 (1), 5270 (2021).
- Meyer, P., et al. Effects of right ventricular ejection fraction on outcomes in chronic systolic heart failure. Circulation. 121 (2), 252-258 (2010).
- Dunmore-Buyze, P. J., et al. Three-dimensional imaging of the mouse heart and vasculature using micro-CT and whole-body perfusion of iodine or phosphotungstic acid. Contrast Media & Molecular Imaging. 9 (5), 383-390 (2014).
- Fernández, B., et al. The coronary arteries of the C57BL/6 mouse strains: Implications for comparison with mutant models. Journal of Anatomy. 212 (1), 12-18 (2008).
- Zhang, H., Faber, J. E. De-novo collateral formation following acute myocardial infarction: Dependence on CCR2+ bone marrow cells. Journal of Molecular and Cellular Cardiology. 87, 4-16 (2015).
