Summary
Protokollet visar en metod för att undersöka rumslig korrelation mellan de presynaptiska terminalerna, postsynaptiska receptorerna och perisynaptiska Schwann-celler i råttamediala gastrocnemiusmuskeln med hjälp av fluorescerande immunohistokemi med olika biomarkörer, nämligen neurofilament 200, vesikulär acetylkolintransportör, alfa-bungarotoxin och S100.
Abstract
Den neuromuskulära korsningen (NMJ) är en komplex struktur som tjänar till signalkommunikationen från motorneuronen till skelettmuskeln och består av tre väsentliga histologiska komponenter: de presynaptiska motoraxonterminalerna, postsynaptiska nikotinacetylkolinreceptorer (AchRs) och peri-synaptiska Schwann-celler (PSC). För att demonstrera de morfologiska egenskaperna hos NMJ valdes den råtta mediala gastrocnemiusmuskeln som målvävnad och undersöktes med hjälp av flera fluorescerande färgning med olika typer av biomarkörer, inklusive neurofilament 200 (NF200) och vesikulär acetylkolintransportör (VAChT) för motornervfibrerna och deras presynaptiska terminaler, alfa-bungarotoxin (α-BTX) för postsynaptiska nikotiniska AchR, och S100 för PSC: erna. I denna studie utfördes färgning i två grupper: i den första gruppen färgades prover med NF200, VAChT och α-BTX, och i den andra gruppen färgades prover med NF200, α-BTX och S100. Det visades att båda protokollen effektivt kan visa nmj:s detaljerade struktur. Med hjälp av konfokalmikroskopet sågs morfologiska egenskaper hos de presynaptiska terminalerna, postsynaptiska receptorerna och PSC, och deras Z-stacksbilder rekonstruerades i ett tredimensionellt mönster för att ytterligare analysera den rumsliga korrelationen mellan de olika märkningarna. Ur metodologiskt perspektiv ger dessa protokoll en värdefull referens för att undersöka de morfologiska egenskaperna hos NMJ under fysiologiska förhållanden, vilket också kan vara lämpligt för att utvärdera den patologiska förändringen av NMJ, såsom perifer nervskada och regenerering.
Introduction
Som tre väsentliga strukturella komponenter i den neuromuskulära korsningen (NMJ)1,2,3,4 har morfologiska aspekter av de presynaptiska motoraxonterminalerna, postsynaptiska membran innehållande nikotinacetylkolinreceptorer (AchRs) och perisynaptiska Schwann-celler (PSC) undersökts omfattande. Tunna sektioner och helmonterade prover av skelettmusklerna har undersökts med olika histologiska tekniker, såsom elektronmikroskopi 5,6, konfokalmikroskopi 7,8 och ljusplåtsmikroskopi 9,10. Även om de morfologiska egenskaperna hos NMJ har demonstrerats av dessa tekniker från olika aspekter, som en jämförelse, är konfokalmikroskopi fortfarande ett idealiskt val för avbildning av NMJ: s detaljerade morfologi.
Nyligen har många nya tekniker utvecklats för att visa de strukturella komponenterna i NMJ. Till exempel har thy1-YFP transgena fluorescerande möss använts direkt för att observera motoraxoner och motorändplattor in vivo och in vitro10,11. Dessutom har intravenös injektion av fluorescerande α-BTX tillämpats för att avslöja den rumsliga fördelningen av motorändplattor i helmonterade skelettmuskler av vildtyp och transgen fluorescerande möss, genom att använda vävnadsoptisk clearingbehandling för undersökning med ljusplåtmikroskopi 9,12. Men förutom de pre- och postsynaptiska elementen som kan ses med dessa avancerade metoder kan PSC: erna inte demonstreras samtidigt.
Ackumulerande bevis tyder på att PSC, som de perifera glialcellerna, är nära associerade med de presynaptiska terminalerna som bidrar till utvecklingen och stabiliteten hos NMJ, moduleringen av synaptisk aktivitet hos NMJ under det fysiologiska tillståndet och regenereringen av NMJ efter nervskada 13,14,15 . Med tanke på NMJ: s cellulära arkitektur är detta protokoll en korrekt kandidat för att samtidigt märka PSC: erna, pre- och postsynaptiska element, och används potentiellt för att utvärdera NMJ: s integritet och plasticitet under normala och patologiska förhållanden. Jämför till exempel intensiteten hos NMJ, morfologi och volym av postsynaptiska motoriska ändplattor, innervation och denervation av NMJ och antal PSC i muskler med fysiologisk och patologisk status.
Gastrocnemiusmuskeln är den största muskeln som bildar utbuktningen i vaden, som lätt dissekeras ut genom att ta bort huden och biceps femoris-muskeln från lemmen. Muskeln väljs ofta för att bedöma muskelatrofi, neuromuskulär degeneration, muskelprestanda och motorenhetskraft ex vivo eller in vivo16,17,18. Tekniken är emellertid också lämplig för att avslöja de morfologiska egenskaperna hos NMJ från olika skelettmuskler. Samtidigt kan de tjocka muskelsektionerna avslöja mer fullständig morfologi och mängd NMJ jämfört med tunna sektioner 7,8 och retade muskelfibrer19.
I linje med dessa studier valdes den råtta mediala gastrocnemiusmuskeln som målvävnad i denna studie och skivades med en tjocklek av 80 μm för multipel fluorescerande färgning med olika typer av biomarkörer enligt de strukturella komponenterna i NMJ. Här användes neurofilament 200 (NF200)20,21, vesikulär acetylkolintransportör (VAChT)22, alfa-bungarotoxin (α-BTX)23,24 och S10025,26 för att märka nervfibrer, presynaptiska terminaler, postsynaptiska AchR respektive PSC. Dessutom motverkades bakgrunden av muskelvävnad och cellulära kärnor ytterligare med falloidin och DAPI.
I denna studie förväntar vi oss att utveckla ett raffinerat protokoll för att samtidigt färga NMJ: s cellulära arkitektur med deras motsvarande biomarkörer på tjockare fasta prover, vilket är bekvämare för användning i konfokalmikroskopi och hjälper till att få mycket mer information om den detaljerade strukturen hos PSC: erna, pre- och postsynaptiska element, liksom deras rumsliga korrelation med varandra. Ur metodologisk synvinkel kan detta protokoll dra nytta av att utvärdera de morfologiska egenskaperna hos NMJ under normala och patologiska förhållanden.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Denna studie godkändes av etikkommittén för Institute of Acupuncture and Moxibustion, China Academy of Chinese Medical Sciences (godkännande nr 2021-04-15-1). Alla procedurer genomfördes i enlighet med National Institutes of Health Guide för vård och användning av laboratoriedjur (National Academy Press, Washington, DC, 1996). Tre vuxna hanråttor (Sprague-Dawley, vikt 230 ± 15 g) användes. Råttorna inhystes i en 12 h ljus/mörk cykel med kontrollerad temperatur och luftfuktighet och med fri tillgång till mat och vatten. Instrumenten och materialen för denna studie visas i figur 1.
1. Perfusion
- Injicera 250 mg/kg tribrometanollösning intraperitonealt för att inducera eutanasi hos råttorna.
- När andningen slutar, öppna brösthålan för att komma åt hjärtat med sax och pincett. Sätt in en intravenös kateter från vänster hjärtkammare mot aortan och skär sedan höger aurikel.
- Genomskåda de experimentella råttorna i huvet. Börja med att perfusera med 100 ml 0,9% normal saltlösning tills blodet som kommer ut från höger aurikel är klart, fortsätt sedan att perfusera med 250-300 ml 4% paraformaldehyd i 0,1 M fosfatbuffert (PB, pH 7,4) i cirka 10 minuter tills svansen är svår att böja.
2. Regional anatomi
- Efter perfusion, ta bort huden på den bilaterala bakbenet med ett kirurgiskt blad (figur 2A) och exponera den bilaterala ischiasnerven och den mediala gastrocnemiusmuskeln (figur 2B).
- Dissekera ut den bilaterala mediala gastrocnemiusmuskeln försiktigt från bakbenet med hjälp av ett blad (figur 2C) och efterfixera hela muskeln i 10 ml 4% paraformaldehyd i 0,1 M PB i 2 timmar.
- Ta bort muskeln från lösningen och kryoskydda muskeln i 10 ml 25% sackaros i 0,1 M PB i 1 dag vid 4 °C tills muskeln är helt nedsänkt i lösningen.
3. Kryosektion av muskeln
- När muskelvävnaden är nedsänkt i lösningen, fixa den på ett fryssteg i ett glidande mikrotomsystem med fruset sektionsmedium. Skiva muskeln horisontellt längs muskelns långa axel med en tjocklek av 80 μm.
- Placera sju kryosektioner per brunn på ett ordnat sätt i en sexbrunns odlingsplatta med 10 ml 0,1 M PB (pH 7,4) med en borste.
OBS: Sektionerna placeras i ordning så att sektionerna i olika brunnar ligger intill varandra, vilket gör sektionerna som används för olika fläckar mer konsekventa.
4. Flera fluorescerande färgning med NF200, VAChT, α-BTX och Pha
OBS: Flera fluorescerande färgning med NF200, VAChT, α-BTX och Pha applicerades för att avslöja nervfibrerna, pre-synaptiska terminaler, postsynaptiska nikotinacetylkolinreceptorer respektive muskelfibrer.
- Inkubera fyra sektioner per brunn med 1,5 ml 0,1 M PB innehållande 75 μl 10% Triton X-100 (0,5%) och 45 μL normalt åsneserum (3%) på en orbital shaker vid 20 rpm i 30 min.
- Överför sektionerna till 1,5 ml blandad lösning av primära antikroppar innehållande kanin-anti-NF200 (1:1 000), get-anti-VAChT (1:500) i 0,1 M PB (pH 7,4) med 1% normalt åsneserum och 0,5% Triton X-100 och inkubera över natten vid 4 °C. Nästa dag, tvätta sektionerna 3x i 5 min vardera i 0,1 M PB (pH 7,4) på en orbitalskakare vid 20 rpm.
- Inkubera sektionerna i 1,5 ml blandad lösning av sekundära antikroppar innehållande åsna anti-kanin AF488 (1:500) och åsna anti-get AF546 (1:500), liksom biomarkörerna för α-BTX, AF647 (1:500) och falloidin 350 (1:500) i 0,1 M PB (pH 7,4) innehållande 1% normalt åsneserum och 0,5% Triton X-100 i 1 timme vid rumstemperatur. Skydda mot ljus.
- Efter tvättning 3x i 5 minuter vardera i 0,1 M PB (pH 7,4), montera sektionerna på mikroskopglas. Applicera täckglas på sektionerna med 50% glycerin i destillerat vatten för observation.
5. Flera fluorescerande färgning med NF200, S100, α-BTX och DAPI
OBS: Procedurerna liknar dem i steg 4; huvudskillnaden är mellan de primära antikropparna och deras motsvarande sekundära antikroppar.
- Använd följande primära antikroppar: kycklinganti-NF200 (1:6 000), kanin-anti-S100 (1:2 500) i steg 4.2 och deras motsvarande sekundära antikroppar: åsna anti-kyckling AF488 (1:500) och åsna anti-kanin AF546 (1:500), samt biomarkörerna för α-BTX AF647 (1:500) och DAPI (1:50000) i steg 4.3.
6. Observation och analyser
- Observera provet och ta bilder med ett konfokalt bildsystem utrustat med följande objektivlinser: 20x lins med NA på 0,75 och 40x lins med NA på 0,95.
- Använd excitations- och emissionsvåglängder på 350 nm (Pha), 488 nm (NF200), 546 nm (VAChT och S100), 647 nm (α-BTX) eller DAPI som motsvarar multipel fluorescerande färgning. Ställ in upplösningen på bildtagning till 640 x 640 pixlar.
OBS: Upplösningen på 640 x 640 pixlar väljs eftersom bilderna togs i Z-staplar. En upplösning på 1024 x 1024 pixlar resulterar i långsam avbildning och fotoblekning i Z-stackar. - Ställ in startfokalplan och slutfokalplan. Ställ in stegstorleken på antingen 1 μm eller 2 μm. Välj djupmönster, bildtagning och Z-serie.
- För de lägre förstoringsbilderna som tas vid 20x, ta 40 bilder (Z-stackar) i 2 μm stegstorlek från varje 80 μm tjock sektion med ett 105 μm pinhål. Välj projektion/topografiläge och intensitetsprojektion över Z-axeln för att integrera alla bilder i ett enda fokus.
- För de högre förstoringsbilderna som tas vid 40x, ta 80 bilder (Z-stackar) i 1 μm stegstorlek från varje 80 μm tjock sektion med zoom inställd på 2 och ett 105 μm pinhål. Integrera alla bilder i ett enda fokus.
- Rekonstruera bilderna i det tredimensionella mönstret med bildbehandlingssystemet som tidigare beskrivits i27.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Efter flera fluorescerande färgning demonstrerades motsvarande märkning ordnat på de 80 μm tjocka sektionerna av råttamediala gastrocnemiusmuskeln med NF200-positiva nervfibrer, VAChT-positiva pre-synaptiska terminaler, α-BTX-positiva postsynaptiska AchR, S100-positiva PSC, falloidinpositiva muskelfibrer och DAPI-märkta cellulära kärnor (Figur 3 och Figur 4).
Det visades att NF200-positiva nervfibrer sprang i bunt och gav ut grenar till de VAChT-positiva pre-synaptiska terminalerna som bildade ett spegelförhållande med de α-BTX-positiva postsynaptiska AchR:erna (Figur 3). Dessutom detekterades S100-positiva PSC runt de NF200-positiva nervfibrerna nära de pre-synaptiska terminalerna (Figur 4).
Genom att dra nytta av bildrekonstruktionen uppvisades den rumsliga korrelationen mellan nervfibrerna, presynaptiska terminaler, PSC och postsynaptiska AchR ytterligare i ett tredimensionellt mönster som visar de detaljerade morfologiska egenskaperna hos NMJ från olika perspektiv (Figur 3C, C1 och Figur 4C, C1).
Figur 1. Bilder av de olika protokollstegen. (A) Perfuse råttan i huven. (B) Dissekera ut råttans mediala gastrocnemiusmuskel. (C) Skär muskelvävnaden på ett fryssteg av glidande mikrotomsystem. (D) Samla vävnadssektioner ordnat i en skål med sex brunnar. (E) Fluorescerande färgning på skakapparaten. (F) Montera sektionerna på mikroskopglas. (G) Applicera täckglas på sektionerna med 50% glycerin. (H) Observera proverna med ett konfokalt bildsystem. Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Figur 2. Förfarande för regional anatomi för att dissekera ut råttans mediala gastrocnemiusmuskel. (A) Yttre syn på muskler i råttans bakben. (B) Inifrånifrån av den mediala gastrocnemiusmuskeln och dess innervation. (C) Dissekera ut råttans mediala gastrocnemiusmuskel. Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Figur 3. Rumslig korrelation av nervfibrerna, pre-synaptiska terminaler, postsynaptiska nikotinacetylkolinreceptorer och muskelfibrer på råttans mediala gastrocnemius-muskel. (A) Representativ bild från råttans mediala gastrocnemiusmuskel som visar multipel fluorescerande färgning med neurofilament 200 (NF200), vesikulär acetylkolintransportör (VAChT), alfa-bungarotoxin (α-BTX) och falloidin (Pha). (B) Den förstorade bilden från panel A (pilspets) som visar de olika märkningarna i detalj. B1-B4: Panel B visas separat med NF200 (B1), VAChT (B2), α-BTX (B3) och Pha (B4). (C) De justerade bilderna från panel B med ramen som visar framsidan av 3D-mönstret i (C) och bakifrån i (C1). Samma skalstreck för B1-B4 som i B. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Figur 4. Rumslig korrelation av nervfibrerna, peri-synaptiska Schwann-celler, postsynaptiska nikotinacetylkolinreceptorer och cellulära kärnor på råttans mediala gastrocnemius-muskel. (A) Representativ bild från råttans mediala gastrocnemius-muskel som visar multipel fluorescerande färgning med neurofilament 200 (NF200), Schwann-cellmarkör (S100), alfa-bungarotoxin (α-BTX) och cellulärkärnmarkör 4',6-diamidino-2-fenylindoldihydroklorid (DAPI). (B) Den förstorade bilden från panel A (pilspets) som visar de olika märkningarna i detalj. B1-B4: visa panel B separat med NF200 (B1), S100 (B2), α-BTX (B3) och DAPI (B4). (C) De justerade bilderna från panel B med ramen i ett 3D-mönster i (C) och vyn utan S100-märkning i (C1). Samma skalstreck för B1-B4 som i B. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Vi har beskrivit de tekniska detaljer som krävs för att utföra framgångsrik multipel färgning av muskelskivor och användning av fluorescerande immunohistokemi för att avslöja de morfologiska egenskaperna hos NMJ på de tjocka delarna av råttans mediala gastrocnemiusmuskel. Genom att använda detta tillvägagångssätt kan de fina detaljerna och den rumsliga korrelationen mellan PSC: erna och pre- och postsynaptiska element analyseras och uppskattas under konfokalmikroskopi och rekonstrueras ytterligare i ett tredimensionellt mönster. Här användes olika typer av biomarkörer för att avslöja de morfologiska egenskaperna hos NMJ, där NF200 uttrycks starkt på de myeliniserade axonerna20,21, VAChT ackumulerat vid de pre-synaptiska terminalerna22, α-BTX uppvisas på de postsynaptiska AchR23,24 och S100 visas på PSC: erna 25,26 . Sammantaget indikerar våra resultat och de från tidigare studier att dessa biomarkörer kan kombineras fritt för att märka de strukturella elementen i NMJ enligt den experimentella designen för att bedöma deras rumsliga förhållande till varandra 1,28,29.
För att få idealisk avbildning med denna teknik är tiden efter fix en viktig fråga att uppmärksamma eftersom överfixering kan orsaka hög bakgrund. Därför rekommenderas att tiden efter korrigeringen inte ska vara över 2 timmar i fixlösningen. För att observera mer NMJ i muskelsektioner är det dessutom viktigt att skära muskeln horisontellt längs den långa axeln med en tjocklek av 80 μm, vilket omfattande kan visa den rumsliga korrelationen mellan de pre-synaptiska terminalerna, postsynaptiska AchR och PSC i NMJ. Här bör det betonas att en glidande mikrotom är ett bekvämt verktyg för att skära muskelvävnaden. På samma sätt kan en kryostat och vibratom också användas för att få tjocka sektioner.
Sammanfattningsvis har de morfologiska egenskaperna hos NMJ studerats i stor utsträckning från tvådimensionella histologiska sektioner till tredimensionell helmonterad vävnad med hjälp av olika tekniker. Med tanke på de mödosamma och tidskrävande vävnadsbehandlingarna för undersökning med elektronmikroskopi och ljusplåtmikroskopi är flera fluorescerande färgningar på den tjockare vävnadssektionen fortfarande ett bekvämt tillvägagångssätt för att effektivt utforska NMJ: s stereologiska arkitektur genom att använda konfokalmikroskopi.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Författarna förklarar inga intressekonflikter.
Acknowledgments
Denna studie finansierades av CACMS Innovation Fund (nr. CI2021A03407), National Natural Science Foundation of China (nr 82004299) och grundforskningsfonderna för de centrala offentliga välfärdsforskningsinstituten (nr. ZZ13-YQ-068; ZZ14-YQ-032; ZZ14-YQ-034; ZZ201914001; ZZ202017006; ZZ202017015).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 4',6-diamidino-2-phenylindole dihydrochloride | ThermoFisher | D3571 | |
| Confocal laser scanning microscope | Olympus | FV1200 | |
| Donkey anti-chicken AF488 | Jackson | 149973 (703-545-155) | |
| Donkey anti-goat AF546 | ThermoFisher | A11056 | |
| Donkey anti-rabbit AF488 | ThermoFisher | A21206 | |
| Donkey anti-rabbit AF546 | ThermoFisher | A10040 | |
| Frozen Section Medium | ThermoFisher | Neg-50 | Colorless |
| Microscope cover glass | Citotest | 10212450C | |
| Microtome | Yamato | REM-710 | |
| Neurofilament 200 | Sigma-Aldrich | N4142 | Rabbit |
| Neurofilament 200 | Abcam | ab4680 | Chicken |
| Normal donkey serum | Jackson ImmunoResearch Laboratories | 017-000-12 | 10 ml |
| Normal saline | Shandong Hualu Pharmaceutical Co.Ltd | H37022750 | 250 ml |
| Paraformaldehyde | Macklin | P804536 | 500g |
| Phalloidin AF350 | ThermoFisher | A22281 | |
| Precision peristaltic pump | Longer | BT100-2J | |
| S100-β | Abcam | ab52642 | Rabbit |
| Sodium phosphate dbasic dodecahydrate | Macklin | S818118 | 500g |
| Sodium phosphate monobasic dihydrate | Macklin | S817463 | 500g |
| Sucrose | Macklin | S818046 | 500g |
| Superfrost plus microscope slides | ThermoFisher | 4951PLUS-001E | |
| Triton X-100 | Solarbio Life Sciences | 9002-93-1 | 100 ml |
| Vesicular Acetylcholine Transporter | Milipore | ANB100 | Goat |
| α-bungarotoxin AF647 conjugate | ThermoFisher | B35450 |
References
- Kawabuchi, M., et al. The spatiotemporal relationship among Schwann cells, axons and postsynaptic acetylcholine receptor regions during muscle reinnervation in aged rats. TheAnatomical Record. 264 (2), 183-202 (2001).
- Nishimune, H., Shigemoto, K. Practical anatomy of the neuromuscular junction in health and disease. Neurologic Clinics. 36 (2), 231-240 (2018).
- Guarino, S. R., Canciani, A., Forneris, F. Dissecting the extracellular complexity of neuromuscular junction organizers. Frontiers in Molecular Biosciences. 6, 156 (2020).
- Cruz, P. M. R., Cossins, J., Beeson, D., Vincent, A. The neuromuscular junction in health and disease: molecular mechanisms governing synaptic formation and homeostasis. Frontiers in Molecular Neuroscience. 13, 610964 (2020).
- Matthews-Bellinger, J., Salpeter, M. Fine structural distribution of acetylcholine receptors at developing mouse neuromuscular junctions. The Journal of Neuroscienc : the Official Journal of the Society for Neuroscience. 3 (3), 644-657 (1983).
- Desaki, J., Uehara, Y. Formation and maturation of subneural apparatuses at neuromuscular junctions in postnatal rats: a scanning and transmission electron microscopical study. Developmental Biology. 119 (2), 390-401 (1987).
- Marques, M., Santo Neto, H. Imaging neuromuscular junctions by confocal fluorescence microscopy: individual endplates seen in whole muscles with vital intracellular staining of the nerve terminals. Journal of Anatomy. 192, 425-430 (1998).
- Magill, C. K., et al. Reinnervation of the tibialis anterior following sciatic nerve crush injury: a confocal microscopic study in transgenic mice. Experimental Neurology. 207 (1), 64-74 (2007).
- Yin, X., et al. Spatial distribution of motor endplates and its adaptive change in skeletal muscle. Theranostics. 9 (3), 734-746 (2019).
- Cai, R., et al. Panoptic imaging of transparent mice reveals whole-body neuronal projections and skull-meninges connections. Nature Neuroscience. 22 (2), 317-327 (2019).
- Feng, G., et al. Imaging neuronal subsets in transgenic mice expressing multiple spectral variants of GFP. Neuron. 28 (1), 41-51 (2000).
- Chen, W. T., et al. In vivo injection of -bungarotoxin to improve the efficiency of motor endplate labeling. Brain and Behavior. 6 (6), 00468 (2016).
- Sugiura, Y., Lin, W. Neuron-glia interactions: the roles of Schwann cells in neuromuscular synapse formation and function. Bioscience Reports. 31 (5), 295-302 (2011).
- Alvarez-Suarez, P., Gawor, M., Proszynski, T. J. Perisynaptic schwann cells - The multitasking cells at the developing neuromuscular junctions. Seminars in Cell & Developmental Biology. 104, 31-38 (2020).
- Walker, C. L. Progress in perisynaptic Schwann cell and neuromuscular junction research. Neural Regeneration Research. 17 (6), 1273-1274 (2022).
- Michaud, M., et al. Neuromuscular defects and breathing disorders in a new mouse model of spinal muscular atrophy. Neurobiology of Disease. 38 (1), 125-135 (2010).
- Sharma, S., et al. Heat-induced endoplasmic reticulum stress in soleus and gastrocnemius muscles and differential response to UPR pathway in rats. Cell Stress Chaperones. 26 (2), 323-339 (2021).
- Raikova, R., Celichowski, J., Angelova, S., Krutki, P. A model of the rat medial gastrocnemius muscle based on inputs to motoneurons and on an algorithm for prediction of the motor unit force. Journal of Neurophysiology. 120 (4), 1973-1987 (2018).
- Marinello, M., et al. Characterization of neuromuscular junctions in mice by combined confocal and super-resolution microscopy. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (178), e63032 (2021).
- Perrot, R., Berges, R., Bocquet, A., Eyer, J. Review of the multiple aspects of neurofilament functions, and their possible contribution to neurodegeneration. Molecular Neurobiology. 38 (1), 27-65 (2008).
- Yuan, A., Rao, M. V., Nixon, R. A. Neurofilaments and neurofilament proteins in health and disease. Cold Spring Harbor Perspectives in Biology. 9 (4), 018309 (2017).
- Petrov, K. A., Proskurina, S. E., Krejci, E.
- Karlin, A. Emerging structure of the nicotinic acetylcholine receptors. Nature Reviews. Neuroscience. 3 (2), 102-114 (2002).
- Rudolf, R., Straka, T. Nicotinic acetylcholine receptor at vertebrate motor endplates: Endocytosis, recycling, and degradation. Neuroscience Letters. 711, 134434 (2019).
- Barik, A., Li, L., Sathyamurthy, A., Xiong, W. C., Mei, L. Schwann cells in neuromuscular junction formation and maintenance. The Journal of Neuroscience: The Official Journal of the Society for Neuroscience. 36 (38), 9770-9781 (2016).
- Kang, H., Tian, L., Thompson, W. J. Schwann cell guidance of nerve growth between synaptic sites explains changes in the pattern of muscle innervation and remodeling of synaptic sites following peripheral nerve injuries. Journal of Comparative Neurology. 527 (8), 1388-1400 (2019).
- Wang, J., et al. A new approach for examining the neurovascular structure with phalloidin and calcitonin gene-related peptide in the rat cranial dura mater. Journal of Molecular Histology. 51 (5), 541-548 (2020).
- Hughes, B. W., Kusner, L. L., Kaminski, H. J.
- Boehm, I., et al. Comparative anatomy of the mammalian neuromuscular junction. Journal of Anatomy. 237 (5), 827-836 (2020).
