Summary
Denne protokollen beskriver tre metoder for administrering av kardioaktive terapeutiske midler i en svinemodell. Kvinnelig landrasesvin fikk behandling gjennom enten: (1) torakotomi og transepikardial injeksjon, (2) kateterbasert transendokardial injeksjon, eller (3) intravenøs infusjon via halsvene osmotisk minipumpe.
Abstract
Hjerteinfarkt er en av de ledende årsakene til død og funksjonshemming over hele verden, og det er et presserende behov for nye kardioprotektive eller regenerative strategier. En viktig komponent i stoffutvikling er å bestemme hvordan en ny terapeutisk skal administreres. Fysiologisk relevante stordyrmodeller er av avgjørende betydning for å vurdere gjennomførbarhet og effekt av ulike terapeutiske leveringsstrategier. På grunn av deres likheter med mennesker i kardiovaskulær fysiologi, koronar vaskulær anatomi og hjertevekt til kroppsvektforhold, er svin en av de foretrukne artene i den prekliniske evalueringen av nye terapier for hjerteinfarkt. Denne protokollen beskriver tre metoder for administrering av kardioaktive terapeutiske midler i en svinemodell. Etter perkutant indusert hjerteinfarkt fikk kvinnelig landrasesvin behandling med nye midler gjennom enten: (1) torakotomi og transepikardial injeksjon, (2) kateterbasert transendokardial injeksjon eller (3) intravenøs infusjon via halsvene osmotisk minipumpe. Prosedyrene som brukes for hver teknikk er reproduserbare, noe som resulterer i pålitelig kardioaktiv legemiddellevering. Disse modellene kan enkelt tilpasses individuelle studiedesign, og hver av disse leveringsteknikkene kan brukes til å undersøke en rekke mulige tiltak. Derfor er disse metodene et nyttig verktøy for translasjonsforskere som forfølger nye biologiske tilnærminger i hjertereparasjon etter hjerteinfarkt.
Introduction
Koronarsykdom (CAD) og assosiert ST-elevasjonsinfarkt (STEMI) er de viktigste dødsårsakene over hele verden. I løpet av de siste to tiårene har det blitt gjort store fremskritt i å redusere sykehusdødeligheten til pasienter som presenterer STEMI, gjennom bruk av perkutan koronar intervensjon, fibrinolytiske terapier og standardisering av behandlingsalgoritmer for å sikre at reperfusjon oppnås i tide. 1,2,3. Til tross for dette er sykeligheten knyttet til ST-elevasjonsinfarkt fortsatt en betydelig belastning, noe som skaper et stort behov for å utvikle nye kardioprotektive og regenerative terapier 2,3. En viktig del av terapeutisk utvikling er bestemmelsen av hvordan en ny terapi skal administreres4. Sikkerheten, effekten og gjennomførbarheten til hver metode må matches med egenskapene til selve terapien.
Fysiologisk relevante stordyrmodeller er avgjørende for å vurdere disse egenskapene til ulike terapeutiske leveringsstrategier5. På grunn av deres likheter med mennesker i kardiovaskulær fysiologi, koronar vaskulær anatomi og hjertevekt til kroppsvektforhold, er svin en av de foretrukne artene i den prekliniske evalueringen av nye terapier for hjerteinfarkt6. Vi har tidligere brukt en STEMI-modell for svin for å demonstrere den reparative kapasiteten til en rekombinant proteinterapi7, og fortsetter å undersøke nye farmakologiske, cellulære og genetiske terapier ved hjelp av denne modellen. Her beskrives tre teknikker for terapeutisk administrasjon brukt i svinemodeller etter infarktopprettelse: torakotomi og transepikardial injeksjon, perkutan transendokardial injeksjon og jugulær venøs osmotisk minipumpeimplantasjon. De to første metodene muliggjør lokal vevslevering, reduserer nødvendige doser, off-target effekter og hepatisk førstepassasjemetabolisme 8,9,10. Den osmotiske minipumpen tillater kontinuerlig levering av et legemiddel med kort halveringstid, og eliminerer avhengigheten av en infusjonspumpe og patent intravenøs kanyle, som begge er utfordrende å innføre i store dyremodeller.
Ved å beskrive disse teknikkene, er det håpet at denne artikkelen kan hjelpe translasjonsforskere til å undersøke nye kardioprotektive eller regenerative midler etter hjerteinfarkt i store dyremodeller.
Protocol
Alle forsøkene ble utført etter den "australske koden for omsorg og bruk av dyr til vitenskapelige formål" og ble godkjent av Western Sydney Local Health District Animal Ethics Committee. Pre-pubescent store hvite x landrace gilts, veier 18-20 kg, ble brukt til denne studien.
1. Husdyrhold
- Hus dyrene i henhold til lokale dyreetiske komiteens forskrifter.
MERK: Dyrene som er inkludert i denne protokollen er plassert individuelt for å unngå kamp og skade og sikre at det ikke er konkurranse om mat. Imidlertid kunne alle dyr se, høre og lukte spesifikasjoner. Deres penner har betonggulv for enkel rengjøring, og har både en innendørs og utendørs skjermet del. Grisene er utstyrt med halmstrø i innendørsdelen og berikende "leker" i utendørsdelen.
2. Sedasjon og generell anestesi
- Sedasjon
- Sørg for at dyret har fastet i minst 12 timer før kraftig sedasjon eller generell anestesi påbegynnes.
- Hvis dyret ennå ikke har vaskulær tilgang i form av en sentral linje, bruk en intramuskulær beroligende protokoll.
- Intramuskulær sedasjon består av 8 mg/kg ketamin, 0,3 mg/kg midazolam, 0,2 mg/kg metadon og 10 mikrogram/kg medetomidin (se materialliste). Administrer denne blandingen i dyrets epaksiale muskulatur med en 21 G nål. I gjennomsnitt tar dyrene 5-10 min for å bli tungt bedøvet.
MERK: En stresset gris er mer motstandsdyktig mot sedasjon; Sørg for at dyret bedøves rolig og trygt bedøves og at dyret ikke blir unødig stresset. Hvis dyret blir stresset, er det best å la dem være alene i 5-10 minutter og prøve igjen. - Utfør intravenøs sedasjon hvis en sentral linje er på plass og patent. Intravenøs sedasjon består av 2 mg/kg ketamin, 0,2 mg/kg midazolam, 0,2 mg/kg metadon og 2 μg/kg medetomidin.
- Skyll den intravenøse slangen med 0,9 % natriumklorid først for å sikre patency. Skyv deretter sakte halvparten av den blandede sprøyten gjennom slangen og skyll med 0,9 % natriumklorid.
- Vær oppmerksom på dyret, som må være tungt bedøvet innen 20-30 s. Hvis dyret ennå ikke er sedert, skyll den gjenværende halvdelen av sprøyten, som beskrevet i trinn 2.1.5.
- Vaskulær tilgang
- Når grisen er riktig bedøvet, transporteres den inn i operasjonssalen.
- Tilfør oksygen grisen med en ansiktsmaske og en oksygenstrømningshastighet på 5 l/min. Koble et pulsoksymeter til grisens hale, ører eller tunge for å overvåke dyret hele veien.
- Ved hjelp av en 22 eller 24 G kanyle får du tilgang til både venstre og høyre marginale øreårer og sikrer med tape.
- Narkose
- Plasser grisen i sternal recumbency.
- Administrer 1-3 mg/kg propofol (se materialfortegnelsen) intravenøst som en langsom trykk titrert til effekt. Få en assistent til å holde dyrets munn åpen (kjeven skal være slakk på dette stadiet) og forlenge nakken.
- Bruk et laryngoskop (se materialfortegnelse) for å trykke ned bunnen av tungen og epiglottis for å avsløre arytenoidbruskene i strupehodet.
- Pass et smurt endotrakealrør (størrelse 5,5 eller 6,0; se materialfortegnelse) med en stylet gjennom arytenoidbruskene og inn i luftrøret. Av og til kan motstand føles mens du passerer gjennom strupehodet; Dette kan motvirkes med forsiktig rotasjon av endotrakealrøret. Hvis dyret motstår intubasjon, administrer mer propofol intravenøst.
- Fjern stilten fra endotrakealrøret. Blås opp endotrakealrørmansjetten til du er fornøyd med at det ikke er luftlekkasje rundt røret. Vanligvis er det nødvendig med 4-6 ml luft, selv om volumet kan variere avhengig av rørstørrelse og dyr.
- Fest endotrakealrøret bak dyrets ører.
- Koble dyret til en rebreathing anestesikrets med en volumkontrollerende ventilatorfunksjon. Når dyret er tilkoblet, må ventilatoren slås av.
MERK: Forsikre deg om at den justerbare trykkbegrensningsventilen (APL) eller "pop-off-ventilen" alltid er åpen. Unnlatelse av å forlate ventilen åpen kan føre til dødelig barotrauma for dyret. - Reduser oksygenstrømningshastigheten i anestesikretsen til 2 l/min.
- Sett rødtrykksventilatoren i "volumkontroll"-modus. Sett tidalvolumet til 10 ml/kg og respirasjonsfrekvensen til 20 pust/min. Forsikre deg om at inspiratorisk: ekspiratorisk forhold er satt til 1: 2.
- Gjennom hele prosedyren, manipuler respirasjonsfrekvensen for å sikre at endetidevannskarbondioksidet ligger mellom 35-50 mmHg.
MERK: Inspirasjonstrykket må ikke overstige 20 cmH2O. Økninger i inspiratorisk trykk Rask undersøkelse for slangeknekk eller blokkeringer. For å lindre økt trykk som ikke er forbundet med rør, kan det inspiratoriske: ekspiratoriske forholdet reduseres til 1: 1,5, og tidevannsvolumet reduseres. - Hvis dyret er hemodynamisk stabilt, oppretthold dem med inhalasjonsbedøvelse. Hvis dyret ikke er hemodynamisk stabilt, oppretthold dem med total intravenøs anestesi, som beskrevet i trinn 2.3.14.
- Dersom dyret skal gis inhalasjonsanestesi, påbegynnes behandlingen med 2,5 % isofluran fra det øyeblikket anestesikretsen først kobles til.
- I løpet av de neste 30 minuttene avvennes dyret gradvis til 1,5 % inhalert isofluran. Oppretthold dyret på 1,5% isofluran til prosedyrens slutt.
- Vurder bedøvelsesdybden hvert 10. minutt ved å sjekke palpebrale reflekser og teste kjevetonen. Juster isofluran etter behov for å opprettholde anestesidybden.
- Hvis dyret er hemodynamisk ustabilt, oppretthold dem med total intravenøs anestesi, noe som muliggjør større bedøvelsesdybdekontroll uten kardiovaskulære komplikasjoner forbundet med inhalasjonsanestesimidler.
- Klargjør enten sprøytepumper eller standard væskepumper med propofol, fentanyl og midazolam. Koble disse til dyret via en felles linje.
MERK: Propofol kan kjøres ved 0,1-0,6 mg/kg/min, fentanyl kan kjøres ved 1-5 μg/kg/time, og midazolam kan kjøres ved 0,05-0,2 mg/kg/time. - Som ved anestesi på sniffestoffer, titrer disse legemidlene til effekt gjennom anestesien for å opprettholde passende bedøvelsesdybde.
- Klargjør enten sprøytepumper eller standard væskepumper med propofol, fentanyl og midazolam. Koble disse til dyret via en felles linje.
- Gi intravenøs væskestøtte med 0,9 % natriumklorid eller Hartmanns oppløsning (se materialfortegnelse) med en hastighet på 5 ml/kg/time.
- Overvåk dyret med blodtrykksmålinger, kapnografi, anestesigassovervåking, temperatur, pulsoksymetri og elektrokardiografi.
- Gjennom enhver prosedyre, gi ytterligere analgesi i form av 0,2 mg / kg metadon intravenøst hver 4. time etter premedikasjon.
MERK: Analgesi kan gis med kortere intervaller hvis dyret viser tegn på smerte under anestesi (takykardi, lettet anestesidybde uten endringer i vedlikeholdsmedisiner).
3. Sentral linjeplassering
- Plasser grisen i dorsalleie med bakbenene forlenget, venstre forben forlenget, og høyre forben bøyd og sikret med slips.
- Forbered grisens nakke aseptisk, og dekk med en drapering.
- Bruk en lineær ultralydsonde (se Materialtabell) med et sterilt dekke for å finne den høyre halsvenen. Dette oppnås best ved at sonden er orientert vinkelrett på luftrøret og sakte beveger den sideveis fra strupehodet.
- Aktiver fargedopplermodus for å identifisere halsvenen. Jugularvena kan skilles fra halspulsåren ved å demonstrere sammenleggbarhet og kontinuerlig, ikke-pulsatil strømning.
- Bruk en 18 G kokekanyle (se materialfortegnelsen) for å få tilgang til venen under ultralydveiledning. Når tilgang er oppnådd, pass en 0,035 tommers J-tip wire (se materialfortegnelse) gjennom nålen og tre den inn i beholderen. Fjern kanylen over ledningen.
- Tre en forhåndsspylt sentral linje over ledningen og skyv gjennom i venen. Forsikre deg om at ledningen er synlig som kommer fra den distale enden av linjen til enhver tid.
MERK: Et 5 Fr, to-lumen sentralt venekateter (se materialfortegnelse) ble brukt til personer som krever intravenøs tilgang over en 1-4 ukers periode. - Hvis det er vanskelig å føre linjen gjennom huden, bruk en skalpell nr. 11 for å lage et lite, 2-4 mm snitt for å lette passasjen av linjen over ledningen. Påfør undertrykk etterfulgt av en spyling på hver ekstern linje for å sikre patency. Klem hver linje av.
- Fest de medfølgende ankrene til de ytre linjene og fest dem på plass med 2-0 eller 3-0 ikke-oppløselige suturer (se materialfortegnelse). Plasser ekstra suturer for å sikre de ytre linjene dorsalt for å unngå at dyret tygger på dem.
- Fest spylte forlengelseslinjer til de eksterne kateterlinjene og klem av.
- Tilpass dyret med en kommersiell grisejakke (se materialfortegnelse) og fest linjene innenfor. Hvis andre prosedyrer ennå ikke er utført under samme bedøvelse, må du passe på jakken like før dyret restitueres.
4. Hjerteinfarkt
MERK: Dyr brukt i denne modellen fikk hjerteinfarkt etter en tidligere publisert metode7.
- Utfør hjerteinfarkt 2 uker før transepikardiale og transendokardiale injeksjonsprosedyrer 8,9,10. Osmotisk minipumpeimplantasjon ble utført umiddelbart etter koronar reperfusjon etter samme prosedyre.
5. Legemiddel- eller celleadministrasjon
- Toraktomi og epikardcelleinjeksjon
- Administrer intravenøse profylaktiske antibiotika i form av 22 mg/kg cefazolin (se materialliste). Fortsett hvert 90. minutt gjennom hele prosedyren.
- Plasser dyret i høyre lateral liggende stilling.
- Påfør et fentanylplaster på 100 μg/t (se materialfortegnelsen) på det flate planet bak grisens ører. Dekk til med en selvklebende bandasje eller 2-0 sutur.
MERK: Dette plasteret regnes som "aktivt" 12 timer etter innsetting, og gir smertestillende i 72 timer. - Sett opp kabler og patcher for elektroanatomisk kartleggingssystem i henhold til produktspesifikasjonene (se Materialfortegnelse).
- Merk en 10 cm horisontal linje mellom ribbe 4 og 5 på dyret med fargestift eller kirurgisk markør.
- Tilbered en blanding av lidokain (2 mg/kg) og bupivakain (1 mg/kg) i en enkelt sprøyte med en 25 G kanyle.
- Forbered operasjonsstedet aseptisk og draper dyret. Utfør en kutan linjeblokk på det markerte snittstedet ved å stikke nålen inn i huden i grunn vinkel, trekke stempelet litt ut for å sikre at blodet ikke strømmer tilbake i sprøyten, og injisere oppløsningen langsomt når nålen trekkes ut av huden. Gjenta denne prosessen mens du beveger deg nedover linjen.
MERK: Sprøyten må ha undertrykk på hvert nye injeksjonssted for å sikre at bupivakain ikke administreres intravaskulært. Intravaskulær bupivakain kan være raskt dødelig. - Bruk en skalpell nr. 22 til å lage et 10 cm hudsnitt langs den markerte linjen.
- Bruk monopolar cautery (se Table of Materials), utdyp snittet gjennom de underliggende muskellagene til interkostalmusklene er nådd.
- Klargjør en steril sprøyte med 0,5 mg/kg bupivakain og 1 mg/kg lignokain, og fest en 25 G kanyle.
- Sett nålen i en grunne vinkel på den kaudale kanten av den fjerde ribben. Påfør negativt trykk på stempelet for å sikre at nålen ikke har passert gjennom interkostalvenen eller arterien. Injiser langsomt en fjerdedel av sprøytens volum mens kanylen holdes i ro.
- Gjenta trinn 5.1.12 på tre steder til, 3-5 cm fra hverandre langs den kaudale kanten av den fjerde ribben.
- Bruk Metzenbaum-saks (se materialfortegnelse) til å snitte interkostalmusklene forsiktig, og snitt deretter pleura etter bekreftelse med anestesilegen.
- Som pleura er snittet, slå av ventilatoren for å la lungene falle bort fra pleura. Etter at snittet er gjort, slå på ventilatoren igjen og juster det positive endeekspiratorisk trykket til 4 cmH2O.
- Plasser selvholdende ribbe retractors mellom ribbeina og åpne sakte for å avsløre hjertet. Bruk vevtang, ta forsiktig tak i perikardiet, og snitt med Metzenbaum saks slik at hjertet kan bli eksteriorisert.
MERK: I løpet av dette trinnet og de neste trinnene er arytmier vanlige. EKG må overvåkes nøye, og eventuell hjertemanipulasjon må stoppes midlertidig hvis dyret blir hemodynamisk ustabilt (gjennomsnittlig arterielt trykk under 55 mmHg). Intravenøse boluser med metaraminol (0,25 mg) skal administreres etter behov for å forbedre blodtrykket. - Plasser midlertidige 2-0 oppholdssuturer i begge ender og sider av perikardialsnittet for å feste det til thoraxveggen og skape en perikardial brønn. Sørg for at sidene av perikardiet støttes for å gjøre perikardialen så grunne som mulig.
- Bruk fuktede vattpinner eller laparotomi svamper for å pakke regionen rundt hjertet. Dette vil hjelpe til med å holde hjertet stabilt og forhindre tørking av eksponerte vev.
- Lever toppen av hjertet fra perikardialhulen med en pekefinger bak venstre ventrikkel. Pass på å minimere venstre ventrikkelkompresjon.
MERK: Et sunt hjerte kan slå komfortabelt med toppunktet pekende vertikalt, sittende på basen med mild støtte, men ingen kompresjon. Det er en første reduksjon i blodtrykket forbundet med manipulasjonen, men dette må gjenopprette til et akseptabelt nivå i fravær av ekstern ventrikulær kompresjon.- Hvis ingen eller svært svak utvinning oppstår i 15 s, returner hjertet umiddelbart til perikardialhulen og ta nødvendige skritt for å forbedre hemodynamiske parametere før ytterligere dislokasjon.
MERK: Hvis ventrikkelen kan forskyves, kan posisjonen til toppunktet utenfor perikardiet opprettholdes ved å plassere gasbindpakker av passende størrelse i perikardiet for å støtte ventrikkelen. På samme måte kan en langstrakt, fuktet vattpinne plasseres under hjertebunnen, hvor den fungerer som en "slynge" som leder hjertespissen oppover mot snittet (figur 1A).
- Hvis ingen eller svært svak utvinning oppstår i 15 s, returner hjertet umiddelbart til perikardialhulen og ta nødvendige skritt for å forbedre hemodynamiske parametere før ytterligere dislokasjon.
- Lag et elektroanatomisk spenningskart over venstre ventrikkels epikardiale overflate ved hjelp av et elektrofysiologisk kartleggingskateter (figur 1B). Identifiser arr-, kant- og fjernsoner ved hjelp av standard spenningsavbrudd.
MERK: Arr og fjernsone ble definert med bipolare cut-offs på <0,5 mV eller >1,5 mV, og unipolare cut-offs på henholdsvis <3 mV eller >8,3 mV, henholdsvis11,12. - Bøy kanylen på den terapeutiske sprøyten med 27 G terapeutisk avgivelse til ca. 80–90° vinkel.
- Før nålen inn i målvevet i en grunn vinkel og trykk på sprøytestempelet for å tømme 1/4 til 1/3 av totalvolumet. Blanchering av vevet må observeres (figur 1C). Bruk det elektrofysiologiske kartleggingskateteret til å angi plasseringen av injeksjonsstedet på det genererte epikardiale spenningskartet (figur 1D).
MERK: Kjøretøyinjeksjoner bestående av cellekulturmediet (RPMI 1640) ble brukt til demonstrasjonsformål i videoprotokollen. - Trekk kanylen delvis ut og omdiriger den i myokardiet. Tøm ytterligere 1/4 til 1/3 av sprøytens volum. Fortsett til sprøyten er tom.
- Gjenta trinn 5.1.20-5.1.24 inntil ønsket dose er gitt.
- Fjern vattpinnene som pakker av hjertet, og fjern forsiktig "slyngen" under hjertet, slik at den går tilbake til nøytral stilling. Arytmier er vanlige i dette trinnet, og forsiktighet må utvises som beskrevet i trinn 5.1.17.
- Fjern 2-0 oppholdssuturene fra perikardiet. Løsne retractoren og fjern den fra thoraxen.
- Bruk størrelse 1 polydioksanon suturer (PDS) med en stump-tipped, rund nål for å lukke thorax ved å føre den gjennom mellomrommene mellom ribbe 3 og 4, og ribber 5 og 6.
MERK: Smal figur åtte suturer gir en trinseeffekt for å tilnærme ribbeina. To eller tre slike suturer må benyttes, avhengig av dyrestørrelse. - Før du strammer og binder av de ribbetilnærmende suturene, sett inn en kort lengde silikonslange i den ventrale kanten av snittet.
- Plasser den frie enden av slangen i en bolle med steril saltvann for undervanns forseglet drenering av pleurhulen.
- Lukk de overliggende muskellagene i et enkelt kontinuerlig mønster med 2-0 absorberbare suturer. Lukk huden i et enkelt kontinuerlig eller ford interlocking mønster13 med en 2-0 eller 3-0 ikke-absorberbar sutur.
- Når sårlukkingen er fullført, fjern den frie luften fra thoraxen ved hjelp av overtrykksventilasjon.
- Skru på ventilatoren på innstillingen "fri pusting". Bruk reservoarposen på rebreathingkretsen for å gi jevnt overtrykk til luftveiene (opprettholdes ved 20-30 cmH2O).
- Fortsett dette trykket til boblende ikke lenger observeres i saltvannsbollen, noe som indikerer at det ikke er fri luft i brystkassen.
- Fjern silikonrøret.
- Påfør en selvklebende bandasje på operasjonsstedet, og plasser spredte enkle avbrutte suturer for å hjelpe til med å holde bandasjen på plass.
- Ved restitusjon administreres 0,3 mg/kg metadon subkutant og 0,2-0,5 mg/kg ondansetron (se materialfortegnelse) intravenøst.
- Jugularven osmotisk minipumpe implantasjon
- Plasser dyret som beskrevet i trinn 3.1. Forbered og draper høyre side av dyrets nakke aseptisk.
- Bruk et skalpellblad nr. 22 til å lage et 8-10 cm snitt som strekker seg kranialt fra et punkt 2-3 cm lateralt til manubrium sterni. Dette snittet må bli litt mer lateralt når det beveger seg kranialt.
- Bruk Metzenbaum saks å dissekere gjennom kutane colli, sternohyoideus, og sternocephalicus muskler. Bruk stumpe disseksjonsteknikker for å utdype snittet til den ytre halsvenen er synlig.
- Plasser selvbevarende tilbaketrekkere i snittet og åpne dem for å forbedre synligheten.
- Bruk Adson brun tang (se materialfortegnelse) og Metzenbaum-saks til å fjerne bløtvevet rundt halsvenen, både over og under (figur 2A). Dette er et avgjørende skritt, da bløtvev som ligger over fartøyet i senere stadier kan hindre passasjen av minipumpeslangen.
- Bruk en 5-0 absorberbar sutur gjennom den kaudale eksponerte enden av venen, ca. 1 cm kranial fra den mest kaudale synlige kanten av karet. Pass suturen i 5 mm "biter" på følgende måte: kranial-til-kaudal på høyre side, høyre til venstre og caudal-til-kranial på venstre side. Det resulterende mønsteret må vises som 'tre sider av en firkant'. Sørg for at suturhalene fra begge ender er like lange.
- Monter minipumpen som beskrevet i produktbruksanvisningen (se Materialfortegnelse).
- Tie loop elastiske vaskulære bånd rundt fartøyet i både kraniale og kaudale ender. Hold disse løse i utgangspunktet. Få en assistent til å plassere spenningen på de vaskulære båndene for å okkludere fartøyet.
- Bruk en 14 G kanyle til å lage en punktering i venen i midten av den 'tresidige firkanten' laget med suturmateriale (trinn 5.2.7; Figur 2B).
- Tre minipumpeslangen inn i punkteringen. Det må passere lett inn i fartøyet. Hvis det oppstår motstand, ikke fortsett å skyve; Trekk i stedet slangen ut og prøv igjen.
- Flytt slangen til 1-2 cm forblir utenfor fartøyet. Stram suturmaterialet rundt kateterslangen og bind det av i en enkel avbrutt knute. Få assistenten til å frigjøre og fjerne de vaskulære båndene.
- Pakk en 2-0 ikke-absorberbar sutur rundt minipumpehuset flere ganger og bind av slik at suturen er sikker på pumpen. Fest deretter pumpen til det nærliggende bløtvevet med en enkel avbrutt knute (figur 2C, D).
- Fjern retractorene fra snittet. Lukk snittet i en standard trelags enkel kontinuerlig lukking.
- Administrer 0,2 mg/kg meloksikam subkutant under restitusjon.
- Perkutan transendokardial injeksjon
- Plasser dyret i dorsale liggende med forben og baklemmer forlenget, og fest med bånd.
- Forbered aseptisk dyrets kaudale underliv og mediale lår. Draper dyret med en fenestrert femoral angiografi drap (se materialfortegnelse).
- Sett opp kabler og patcher for elektroanatomisk kartleggingssystem i henhold til produktspesifikasjonene (se Materialfortegnelse).
- Bruk en lineær ultralydsonde for å identifisere lårarterien. Under ultralydveiledning, punkter lårarterien med en kokenål og tre en 0,035 tommers ledetråd inn i karet via nålen. Fjern kanylen over ledningen.
- Tre en 8 Fr arteriell kappe og introduksjon over arterielle ledningen og skyv gjennom til bare navet er utsatt for huden. Forsikre deg om at ledningen alltid er synlig, som kommer fra navet på skjeden.
MERK: Siden dette er en større skjede, kan det av og til være nødvendig med en skalpell nr. 11 for å lage et lite hudsnitt for å lette passasjen. - Fjern kappeintroduksjonen og ledningen. Administrer intravenøst heparin (100-200 enheter/kg).
- Innfør det transendokardiale injeksjonskateteret gjennom skjeden og gå videre til venstre ventrikkel via en retrograd aortatilnærming.
- Lag et elektroanatomisk kart over venstre ventrikkel ved å forsiktig dra kateteret over endokardialoverflaten. Utfør aksial rotasjon og forsiktige endringer i spissfleksjonen for å oppnå god endokardial kontakt. Identifiser arr-, kant- og fjernsoner ved standard spenningsavbrudd.
- Styr kateteret med fluoroskopisk og elektroanatomisk veiledning til ønsket injeksjonssted. Utfør forsiktig aksial rotasjon med avbøyning av distalspissen for å engasjere og opprettholde stabil endokardial kontakt.
- Bekreft plassering av kateterspissen med minst to fluoroskopiske visninger. Flytt kjernekateteret forsiktig, og strekk deretter nålen til en kontrollert intramyokardial dybde (3,5 mm for apikal injeksjon, 5 mm for septal injeksjon).
- Skyll 4-6 ml jodert kontrast (se materialfortegnelse) gjennom injeksjonskateteret til det er synlig ved fluoroskopi. Vær oppmerksom på kontrasten de neste 10-30 ene for å sikre at den forblir i vevet (figur 3A).
- Følg EKG nøye under forlengelsen av nålen og injeksjonen, da kjøring av ventrikulær ektopi er vanlig.
MERK: Ventrikulær ektopi er når nålespissen har kommet i myokardkontakt. - Hvis kontrastinjeksjonen er vellykket, følg opp med en injeksjon av agenten av interesse. Skyll dette gjennom med kontrast til observert fluoroskopisk.
MERK: Agenten av interesse er spesifikk for brukeren, avhengig av hvilken behandling de tester. - Trekk kanylen tilbake. Fjern injeksjonskateteret fra arterielle kappe.
- Fjern arterielle skjede og trykk på stedene i opptil 20 minutter til hemostase oppnås.
6. Generell bedøvelse
- Slå av inhalasjonsanestetika eller intravenøse anestesipumper som brukes. Reduser respirasjonsfrekvensen på respiratoren til 8-10 pust/min.
- Etter 2-5 minutter skifter du ventilatoren til "fri pusting"-modus i maksimalt 30 sekunder om gangen. Observer dyret og kapnografen for spontan pust.
- Hvis spontan pust har oppstått, la ventilatoren være slått av. Hvis dyret har apné, skru på ventilatoren igjen i ytterligere 1-2 minutter og prøv igjen til spontan pust oppnås.
MERK: Tidsrammen for gjenoppretting er variabel avhengig av prosedyremessige og dyreegenskaper, men kan variere fra 15 minutter til 1 time. - Når dyret puster komfortabelt (respirasjonsfrekvens på 15-30 pust/min, karbondioksid ved tidevannet mindre enn 60, SpO2 over 95 %), kobler du fra oksygenet, slik at annen overvåking er tilkoblet.
- Fjern midlertidige steder med vaskulær tilgang og trykk for å forhindre hematomdannelse. Hvis dyret forblir stabilt og fortsetter å oksygenere godt i løpet av de neste 5 minuttene, kan det transporteres til gjenopprettingsområdet.
- Etter tre påfølgende spontane svelg, deflate mansjetten på endotrakealrøret og fjern forsiktig røret.
- Overvåk dyret i minst 5 minutter til for å sikre at de fortsetter å oksygenere på riktig måte og ikke støter på åndedrettsstress. Flow-by oksygen skal brukes etter behov hvis et dyr desaturates etter ekstubasjon.
Representative Results
Toraktomi og epikardcelleinjeksjon
Av de 29 dyrene som gjennomgikk torakotomi og epikardial injeksjon, overlevde 26. Histologisk analyse bekreftet transplantasjon av humane celler levert ved denne metoden hos alle overlevende dyr (figur 1E). Ett dyr opplevde dødelige arytmier under celleinjeksjon og kunne ikke gjenopplives. En annen opplevde pulsløs elektrisk aktivitet under lukking og langvarig påføring av overtrykk i luftveiene og var ikke i stand til å bli gjenopprettet. Et tredje dyr både kastet opp og fikk pustestans ved ekstubasjon. Dette dyret kunne ikke gjenopplives.
To dyr opplevde store komplikasjoner, men klarte å bli gjenopprettet. Ett dyr utviklet ventrikkelflimmer under intramyokardinjeksjon og kunne gjenopplives med intern defibrillering og hjertemassasje. Det andre dyret kastet opp ved ekstubasjon og hadde en kort respirasjonsstans, men kunne raskt intuberes og komme seg godt. Alle disse hendelsene oppsto under tidlige eksperimenter, med reduserte uønskede hendelser etter hvert som teamets erfaring med protokollen økte (tabell 1).
Jugularven osmotisk minipumpe implantasjon
Ingen rapportert mortalitet eller store komplikasjoner var forbundet med implantasjon av jugulær osmotisk minipumpe. De fleste av de syv dyrene opplevde mild hevelse på operasjonsstedet i løpet av de første 24 timene, som forsvant uten inngrep. ELISA utført på serum på dag 3 etter pumpeimplantasjon viste pumpens effekt, og oppnådde en signifikant blodkonsentrasjon av blodplatederivert vekstfaktor-AB human (PDGF-AB) sammenlignet med kontroller7 (figur 2E).
Perkutan transendokardial injeksjon
Totalt 22 dyr fikk endokardiale injeksjoner. Av disse injeksjonene ble 17 ansett som "vellykkede", bestemt ved fluorescens eller blekkfarging observert i målvevet ved post mortem (figur 3B). Det var ingen dødelighet forbundet med denne prosedyren. Ett dyr utviklet et lite volum perikardial effusjon fra høyre ventrikulær perforering. Dette var selvbegrensende og resulterte ikke i kardiovaskulær kompromittering. Det samme dyret døde; Dette var imidlertid fra en ikke-relatert tilleggsprosedyre etter intramyokardial injeksjon.
Figur 1 Transepikardial kardiomyocyttinjeksjon muliggjør direkte hjertevisualisering og oppnår en høy andel levedyktige celler levert til myokard. (A) Hjertespissen eksponeres gjennom en fuktet gasbindslynge som styres under hjertebunnen. (B) Et epikardial kartleggingskateter avgrenser arr- og randsoner og kommenterer injeksjonssteder. (C) En 31 G kanyle brukes til å transepikardialt injisere celler inn i myokardiet. (D) Kart over epikardial spenning med merknad på injeksjonsstedet. Lilla: normal spenning, sunt myokardium; Rød: unormal spenning, sykt myokard; Grå prikker: injeksjonssteder. Etter ofring samles hjertet og formalinfikseres for histologisk vurdering nedstrøms. I (E) detekteres innpodede humane celler ved immunfarging for det humane antinukleære antistoffet, Ku80, og et anti-GFP-antistoff. Skala bar = 200 μm. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 2: Minipumpeinnsetting i jugularvene gir en sikker og pålitelig metode for PDGF-levering over en 7-dagers tidsperiode . (A) Den høyre vena jugularis blir eksponert, og bløtvev blir ryddet bort fra karet. (B) Vaskulære bånd okkluderer karet mens en 14 G nål brukes til å lage en punktering, gjennom hvilken minipumpeslangen er gjenget. (C) Minipumpeslangen føres inn i venen, og minipumpehuset festes til tilstøtende bløtvev. (D) Minipumpehuset og -slangen før implantasjon. (E) Serumkonsentrasjonen av det rekombinante proteinet levert via minipumpen og PDGF-AB ble målt ved bruk av ELISA fra hvert dyr på dag 3 etter implantasjon. Det ble vist at dyr som fikk PDGF-AB hadde en signifikant høyere blodkonsentrasjon av PDGF-AB enn kontrolldyr, noe som bekrefter effekten av administrasjonsmetoden for den osmotiske minipumpen. **angir en statistisk signifikant forskjell mellom gruppene (p = 0,005, Mann-Whitney U-test) Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.
Figur 3 Transendokardial intramyokardial injeksjon muliggjør en minimalt invasiv administrasjonsmetode for terapeutika. (A) Et høyre fremre skrå fluoroskopisk bilde som viser injeksjonskateteret (hvit pil) som administrerer kontrastmateriale (gul pil) inn i myokard. Kontrastmaterialinjeksjonen både går forut for og etter terapeutisk injeksjon slik at nålplassering i myokard kan bekreftes. (B) Den injiserte vektoren uttrykte grønt fluorescerende protein (GFP) slik at injisert materiale ville fluorescere ved vevsoppsamling, og dermed bekrefte suksessen til injeksjonen. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
| Transepikardial injeksjon (n = 29) | Transendokardial injeksjon (n = 22) | Osmotisk minipumpe (n = 7) | |
| Dødelighet | 3 | 0 | 0 |
| Postoperativ oppkast og respirasjonsstans | 1 | 0 | 0 |
| Ventrikkelflimmer under injeksjon | 1 | 0 | 0 |
| Pulsløs elektrisk aktivitet under brystlukking | 1 | 0 | 0 |
| Sykelighet | 0 | 1 | 0 |
| Pneumothorax | 0 | 0 | 0 |
| Pleural effusjon | 0 | 0 | 0 |
| Perforering av hjertekammer | 0 | 1 | 0 |
| Blødning | 0 | 0 | 0 |
Tabell 1: Komplikasjonsliste.
Discussion
Transepikardial intramyokardial injeksjon
Denne prosedyren har fordelen av direkte hjertevisualisering og har vist seg å gi større lokal retensjon av terapeutika enn systemiske administrasjonsmetoder 9,10,14. Thorakotomier er imidlertid invasive, krever betydelig teknisk dyktighet og gir større risiko for sykelighet og dødelighet enn andre metoder omtalt10,15. Kunnskap om de kritiske og usikre stadiene av prosedyren kan bistå i formidlingen av denne økte risikoen.
Stor forsiktighet må utvises ved manipulering av hjertet for å avsløre hjertets apex på grunn av høy risiko for arytmi og tilhørende hemodynamisk kompromiss. Kontinuerlig invasiv blodtrykksovervåking og elektrokardiografi muliggjør rask identifisering av hypotensjon eller ustabile arytmier, noe som letter rask intervensjon og korreksjon. Forbigående hypotensjon kan vanligvis behandles med metaraminolboluser. Vedvarende hypotensjon kan forbigås ved å redusere bedøvelse av sniffestoffer (nøye overvåking av anestesidybde) og starte en vasopressorinfusjon, samtidig som årsaken til endret hemodynamikk påbegynnes. Ustabile arytmier, som ventrikulær takykardi eller ventrikkelflimmer, kan behandles med elektrisk kardioversjon med eller uten intravenøs antiarytmika.
Like viktig for dyrs overlevelse er vellykket fjerning av fri gass fra pleurhulen før du lukker brystet. Unnlatelse av å gjøre dette kan kulminere i å utvikle en pneumothorax, slik at dyret har stor risiko for respiratorisk kompromiss og død når det er koblet fra den mekaniske ventilatoren ved gjenoppretting. Positivt luftveistrykk må opprettholdes i minst 30 s til bobler ikke lenger observeres. Silikonslangen fjernes umiddelbart når boblen opphører, og brystkassen lukkes deretter raskt. Det er også mulig å kirurgisk plassere et torakostomirør ved lukking, slik at manuell luft og inflammatorisk væskefjerning i løpet av de neste 24-72 timene. Dette er imidlertid vanskelig å holde rent og intakt, spesielt hvis dyr er plassert sammen. Skader eller forurensning av røret kan føre til pyothorax, pneumothorax eller sepsis. Vår erfaring er at det ikke er nødvendig å legge inn et midlertidig brystdren dersom fri gass fjernes tilstrekkelig før brystet lukkes.
Perkutan transendokardial intramyokardial injeksjon
Denne metoden for terapeutisk administrasjon har fordelen av å tillate lokal vevslevering med lavere risiko på grunn av sin mindre invasive natur sammenlignet med en kirurgisk tilnærming10,14. Denne teknikken er allerede brukt i store dyreforsøk, med både fluoroskopi og elektromekanisk kartlegging som en veiledning i fravær av direkte visualisering10,16,17.
Gitt at hjertet ikke er under direkte syn, er det forsvarlig for prosedyremannen å bruke ortogonale fluoroskopiske synspunkter når de velger et injeksjonssted. Videre er injeksjon av fortynnet jodkontrast før og levering av terapeutisk ekstremt verdifull for å bekrefte myokardkontakt. Passende kontakt kan bekreftes ved å observere en karakteristisk "myokardial rødme", som kan være en av de eneste markørene for injeksjonssuksess før vevshøsting. På grunn av risikoen for kammerperforering anbefales også myokardveggtykkelsen på det valgte injeksjonsstedet å være større enn 9 mm14,16.
Jugulær venøs osmotisk minipumpe
Den osmotiske minipumpen er en populær enhet som vanligvis brukes i små dyreforsøk. Det har vært økende interesse for å bruke denne enheten i store dyremodeller 7,18,19, gitt sin unike fordel ved å administrere et terapeutisk middel med en konsistent hastighet over en bestemt tidsperiode. En mulig begrensning av denne metoden er manglende evne til å endre eller stoppe infusjonshastigheten av legemidlet uten å erstatte eller fjerne pumpen. Dette bør vurderes før du prøver behandling på denne måten.
Denne studien viste at denne metoden kunne utføres med høy suksessrate hos svin, med lav sykelighet og dødelighet. Det må bemerkes at mange vitale strukturer ligger ved siden av operasjonsstedet, inkludert lymfeknuter, thymus og halspulsåren. Overholdelse av metoden, og konsultasjon av anatomiske tekster20, anbefales sterkt for å forhindre utilsiktet skade på noen av disse strukturene. Den mest bekymringsfulle komplikasjonen av denne metoden er hemorragisk sjokk på grunn av utilsiktet skade på halsvenen eller en omgivende struktur. Det er derfor viktig at bløtvevet rundt halsvenen fjernes forsiktig. Hvis du ikke fullfører dette trinnet på riktig måte, kan det føre til vanskeligheter med å plassere minipumpeslangen eller kontrollere utilsiktet blødning.
Denne artikkelen har beskrevet tre metoder for levering av kardioaktive terapier. Til tross for den rapporterte suksessen til hver teknikk, er det iboende begrensninger som skal vurderes. Invasive prosedyrer (transepikardial injeksjon) tillater økt nøyaktighet av terapeutisk levering; Imidlertid gir de større risiko for potensielt dødelige komplikasjoner. Videre har invasiv levering et større krav til tekniske ferdigheter for å minimere risikoen for komplikasjoner. Tilsvarende krever fluoroskopisk-guidet, transendokardial injeksjon en grad av teknisk ferdighet for kateterisering og manipulering av maskinvare. Hvis denne metoden utføres feil, er injeksjonssvikt og dødelige komplikasjoner mulig.
De direkte injeksjonsmetodene som er beskrevet, tillater engangsadministrering av en terapeutisk i målvevet. Den jugularvenøse osmotiske minipumpen tillater systemisk administrering av en terapeutisk over en 7-dagers periode. Til sammenligning er denne metoden enklere og forbundet med mindre risiko, men den er avhengig av at en systemisk terapeutisk finner veien til myokardiet. I tillegg, når pumpen er på plass, er det umulig å avbryte administrasjonen eller endre dosehastigheten uten å bedøve dyret på nytt og fjerne pumpen.
Alle metodene beskrevet i denne artikkelen ble utført på dyr på dagen eller 2 uker etter hjerteinfarkt. Derfor kan dette arbeidet ikke rapportere suksessen til nevnte metoder hos friske dyr eller dyr utsatt for en alternativ hjertepatologi. Til slutt skal farmakologien og bioteknologien til ethvert tiltenkt middel vurderes nøye, da dette vil være iboende knyttet til effekten av den valgte leveringsveien. En detaljert diskusjon av dette er utenfor rammen av dette manuskriptet.
Omfattende skildringer av prekliniske metoder gagner dyrevelferden og det bredere vitenskapelige samfunnet. Den resulterende forbedrede reproduserbarheten av prosedyrer og resultater fører til færre dyrehelsekomplikasjoner, redusert antall dyr som kreves for å produsere signifikante resultater, og større tillit til eksperimentelle resultater21,22. Tre administrasjonsmetoder for nye terapier er beskrevet i denne artikkelen for behandling av hjerteinfarkt i en svinemodell. Ved å detaljere teknikkene som brukes og artikulere fordelene og risikoen for hver, forventes det at forskere komfortabelt vil kunne skape konsistente og pålitelige prekliniske modeller som passer deres forskningsmål.
Disclosures
Forfatterne har ingenting å avsløre.
Acknowledgments
Dette arbeidet ble finansiert av tilskudd fra National Health and Medical Research Council APP1194139 / APP1126276 (JC), National Stem Cell Foundation of Australia og New South Wales Government Office of Health and Medical Research (JC). DS ble støttet av Royal Australasian College of Physicians, Institute of Clinical Pathology and Medical Research og Australian Government Research Training Program. TD ble støttet av Institute of Clinical Pathology and Medical Research, Penfolds Family Scholarship, National Health and Medical Research Council (APP2002783) og National Heart Foundation of Australia (104615).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Central line placement | |||
| 2-0 sutures | Ethicon | JJ9220 | |
| Arrow' Paediatric Two-Lumen Central Venous Catheterisation Set with Blue FlexTip Catheter (contains 18G cook needle and 0.035" J-tip wire) | Teleflex | CS-14502 | Central Line |
| Green Fluorsence Protein (GFP) | Abcam | ab13970 | 1:100 dilution ratio |
| Histology antibodies | |||
| Ku80 | Cell Signalling Technology | C48E7 | 1:500 dilution ratio |
| No. 11 scalpel | Swann-Morton | 203 | |
| Sparq' Ultrasound System | Philips | MP11742 Medpick | |
| Sterile ultrasound probe cover | Atris | 28041947 | |
| Swine Jacket with Pocket, size 'Medium' | Lomir Biomedical | SS J2YJJET | |
| Jugular vein osmotic minipump implantation | |||
| Adson Brown Tissue Forceps | Icon Medical Supplies | KLINI316012 | |
| Bellucci Self-Retaining Retractor | surgicalinstruments.net.au | group-24.26.02 | Self retaining tissue retractor |
| Electrosurgical Pencils with 'Edge' Coated Electrodes | Covidien | E2450H | Cautery Pencil |
| Metzenbaum Scissors | Icon Medical Supplies | ARMO3250 | |
| No. 22 scalpel blade | Swann-Morton | 208 | |
| Nylon Suture (2-0, 3-0) | Ethicon | D9635, 663G | |
| Osmotic Infusion Minipump | Alzet | 2ML1, 2ML2, 2ML4 | |
| Vascular Silicone Ties | Vecmedical | 95001 | |
| Vicryl suture (5-0) | Ethicon | W9982 | |
| Percutaneous transedocardial injection | |||
| Artis Zee' C-Arm Fluoroscopy | Siemens | IR-19-1994 | |
| CARTO' 3 System | Biosense Webster | Electrophysiological Mapping Software & System | |
| Cook Access Needle | Cook Medical | G07174 | Cannulation needle |
| Fast-Cath' Introducer (6 French, 8 French) | Abbott | 406204, 406142 | Vascular sheath with introducer and guidewire |
| Myostar' Injection Catheter | Biosense Webster | 121117S, 121119S, 1211120S | Intramyocardial injection catheter |
| No.11 scalpel | Swann-Morton | 203 | |
| Omnipaque' Iohexol Contrast | GE Healthcare | AUST R 39861 | Iodinated contrast agent |
| Sparq' Ultrasound System | Philips | MP11742 Medpick | |
| Sedation & general anaesthesia | |||
| Compound Sodium Lactate Hartmann's Solution | Free flex | 894451 | |
| Fentanyl 50 mcg/mL | Pfizer | AUST R 107027. | Intravenous anaesthesia and analgesia |
| Forthane' Isoflurane | Abbott | AUST R 29656 | Inhalant anaesthetic |
| GE Aestiva 5 Anaesthesia Machine | Datex Ohmeda | 17002-9, 17002A9 Avante Health Solutions | Anaesthetic Machine |
| Hypnovel' Midazolam 5 mg/mL | Roche | AUST R 13726 | Sedative |
| Intravenous cannula | BD Angiocath | 381137 | 20 gauge cannula |
| Ketamil' Ketamine 10 mg/mL | Ilium | APVMA number: 51188c | Sedative |
| Laryngoscope | Miller | VDI-6205 | |
| Medetomidine 1 mg/mL | Ilium | APVMA number 64251; ACVM number A10488 | Sedative |
| Metaraminol 10 mg/mL | Phebra | AUST R 284784 | Short-acting vasopressor |
| Methadone 10 mg/mL | Ilium | APVMA number: 63712 | Sedative, Restricted drug |
| Onsetron' Ondansetron 2 mg/mL | Accord Healthcare | AUST R 205593 | Anti-emetic |
| Propofol-Lipuro' Propofol 10 mg/mL | Braun | AUST R 142906 | Intravenous anaesthetic |
| Pulse Oximeter | Meditech | GVPMT-M3S | Portable pulse oximeter |
| Shiley' Cuffed Basic Endotracheal Tube (Size 5.5 & 6.0) | Medtronic | 86108-, 86109- | |
| Shiley' Intubating Stylet, 10 Fr | Medtronic | 85864 | |
| Sodium Chloride 0.9% | Free flex | FAH1322 | |
| Thoracotomy and epicardial Cell Injection | |||
| 27 G Insulin needle | Terumo | 51907 | |
| Adson Brown Tissue Forceps | Icon Medical Supplies | KLINI316012 | |
| CARTO' 3 System | Biosense Webster | Electrophysiological Mapping Software & System | |
| Cefazolin 1 g Vial | AFT Pharmaceuticals | 9421900137367 CH2 | Antibiotic Prophylaxis |
| Chest drainage tube | SurgiVet | SKU-336 | |
| Cook Access Needle | Cook Medical | G07174 | Cannulation needle |
| Cooley Sternotomy Retractor Paediatric | Millennium Surgical | 9-61287 | |
| Durogesic' 100 mcg/h Fentanyl Patch | Janssen | AUST R 112371 | Postoperative analgesia |
| Electrosurgical Pencils with 'Edge' Coated Electrodes | Covidien | E2450H | Cautery Pencil |
| Electrosurgical Pencils with 'Edge' Coated Electrodes | Covidien | E2450H | Cautery Pencil |
| Fast-Cath' Introducer (6 French, 8 French) | Abbott | 406204, 406142 | Vascular sheath with introducer and guidewire |
| Lignocaine 20 mg/mL | Pfizer | AUST R 49296, AUST R 49297, AUST R 49293 and AUST R 49295. | Local anaesthesia, anti-arrhythmic |
| Marcaine' Bupivacaine 0.5% | Pfizer | AUST R 48328 | Local anaesthesia. |
| Metzenbaum Scissors | Icon Medical Supplies | ARMO3250 | |
| No. 22 scalpel | Swann-Morton | 208 | |
| Nylon Suture (2-0, 3-0) | Ethicon | D9635, JJ76264 | |
| Size 1 PDS suture | Ethicon | JJ75414 | |
| Sparq' Ultrasound System | Philips | MP11742 Medpick | |
| Sterile gauze | Kerlix | KE5072 | |
| Sterile laparotomy sponges | Propax | 2907950 | |
| Thermocool Smartouch' Catheter | Biosense Webster | D133601, D133602, D133603 | Epicardial Mapping Catheter |
References
- Vogel, B., et al.
- Niccoli, G., et al. Optimized treatment of ST-elevation myocardial infarction. Circulation Research. 125 (2), 245-258 (2019).
- Ezekowitz, J. A., et al. Declining in-hospital mortality and increasing heart failure incidence in elderly patients with first myocardial infarction. Journal of the American College of Cardiology. 53 (1), 13-20 (2009).
- Hastings, C. L., et al. Drug and cell delivery for cardiac regeneration. Advanced Drug Delivery Reviews. 84, 85-106 (2015).
- Silva, K. A. S., Emter, C. A. Large animal models of heart failure: a translational bridge to clinical success. JACC: Basic to Translational Science. 5 (8), 840-856 (2020).
- Suzuki, Y., Yeung, A. C., Ikeno, F. The representative porcine model for human cardiovascular disease. Journal of Biomedicine and Biotechnology. 2011, 195483 (2011).
- Thavapalachandran, S., et al. Platelet-derived growth factor-AB improves scar mechanics and vascularity after myocardial infarction. Science Translational Medicine. 12 (524), (2020).
- Hou, D., et al. Radiolabeled cell distribution after intramyocardial, intracoronary, and interstitial retrograde coronary venous delivery: implications for current clinical trials. Circulation. 112, 150-156 (2005).
- Tousoulis, D., Briasoulis, A., Antoniades, C., Stefanadi, E., Stefanadis, C. Heart regeneration: what cells to use and how. Current Opinion in Pharmacology. 8 (2), 211-218 (2008).
- Bonnet, G., Ishikawa, K., Hajjar, R. J., Kawase, Y.
- Marchlinski, F. E., Callans, D. J., Gottlieb, C. D., Zado, E. Linear ablation lesions for control of unmappable ventricular tachycardia in patients with ischemic and nonischemic cardiomyopathy. Circulation. 101 (11), 1288-1296 (2000).
- Polin, G. M., et al. Endocardial unipolar voltage mapping to identify epicardial substrate in arrhythmogenic right ventricular cardiomyopathy/dysplasia. Heart Rhythm. 8 (1), 76-83 (2011).
- Tatay, J. Veterinary Sutures Handbook. , Editorial Servet. (2018).
- McCall, F. C., et al. Myocardial infarction and intramyocardial injection models in swine. Nature Protocol. 7 (8), 1479-1496 (2012).
- Sun, S., et al. Establishing a swine model of post-myocardial infarction heart failure for stem cell treatment. Journal of Visualized Experiments. (159), e60392 (2020).
- Gwon, H. C., et al. The feasibility and safety of fluoroscopy-guided percutaneous intramyocardial gene injection in porcine heart. International Journal of Cardiology. 79 (1), 77-88 (2001).
- Krause, K., et al. Percutaneous intramyocardial stem cell injection in patients with acute myocardial infarction: first-in-man study. Heart. 95 (14), 1145-1152 (2009).
- Wang, X., Shangguan, W., Li, G. Angiotensin-(1-7) prevents atrial tachycardia induced-heat shock protein 27 expression. Journal of Electrocardiology. 51 (1-7), 117-120 (2018).
- Klatt, N., et al. Development of nonfibrotic left ventricular hypertrophy in an ANG II-induced chronic ovine hypertension model. Physiological Reports. 4 (17), 12897 (2016).
- Singh, B., Dyce, K. M. Dyce, Sack, and Wensing's Textbook of Veterinary Anatomy. , Saunders. St. Louis, Missouri. (2018).
- Percie du Sert, N., et al. Reporting animal research: Explanation and elaboration for the ARRIVE guidelines 2.0. PLOS Biology. 18 (7), 3000411 (2020).
- Schüttler, D., et al. A practical guide to setting up pig models for cardiovascular catheterization, electrophysiological assessment and heart disease research. Lab Animals. 51 (2), 46-67 (2022).
